Neculet.licenta [304020]

UNIVERSITATEA DE ȘTIINȚE AGRICOLE ȘI MEDICINĂ VETERINARĂ

”ION IONESCU DE LA BRAD” [anonimizat]: [anonimizat]

”ION IONESCU DE LA BRAD” IAȘI

FACULTATEA DE MEDICINĂ VETERINARĂ

SPECIALIZAREA MEDICINĂ VETERINARĂ

DISCIPLINA: [anonimizat], Prof. dr. Liviu MIRON

Absolvent: [anonimizat] 9

PARTEA I CONSIDERAȚII GENERALE: Date bibliografice despre endoparazitozele speciilor de păsări și pești care trăiesc în ecosistemul fermei Hănești

CAPITOLUL 1 ECOLOGIA SPECIILOR AVIFAUNISTICE PREZENTE ÎN SIT 10

1.1. Stârcul cenușiu 10

1.2. Cormoran mare 11

1.3. Egreta mică 13

1.4. Pescărușul argintiu 13

1.5.[anonimizat] 15

1.6. Starea biodiversității sitului 15

1.7. [anonimizat] 16

CAPITOLUL 2 FAUNA ICHTIOLOGICĂ A FERMEI PISCICOLE HĂNEȘTI 17

2.1. Carasul 17

2.2. Crapul 18

2.3. Novacul 19

CAP. 3 NEMATODOZELE PESTIILOR 20

3.1. Anisakioza 20

3.2. Filometroza 24

CAPITOLUL 4 DESCRIEREA CADRULUI NATURAL/INSTITUȚIONAL 26

4.1 Zona de studiu….. …………………..…………………………………….………….27

4.2.1 Palierul economic 27

4.2.2 Palierul medical 27

PARTEA A II A CERCETĂRI PROPRII

CAPITOLUL 5 30

5.1. Scopul și obiectivele lucrării 30

5.2. Material și metode 30

5.3. Examinarea peștilor 31

5.4. Examinarea păsărilor ihtiofage 32

CAPITOLUL 6 METODE DE DIAGNOSTIC 34

6.1 Examenul coproparazitologic 34

6.2 [anonimizat]. 37

6.2.1. Tehnica necropsiei la pești 37

6.2.2. Tehnica necropsiei la păsările ihtiofage 38

6.3 Examenul hitstopatologic. 42

6.4 Metode indirecte de diagnosticare ale helmintozelor 45

6.5 SEM 46

CAPITOLUL 7 PROFILAXIE, TRATAMENT ȘI COMBATERE 51

Rezultate și discuții 52

CONCLUZII 55

BIBLIOGRAFIE 56

LISTA FIGURILOR

Fig. 1 Stârcul cenușiu ……………….…………………………………………………….……..10

Fig. 2 Cormoranul mare ………………………………………………………………………………………………….11

Fig. 3 Egreta mică ……………………….……………………………………………………………..13

Fig. 4 Pescărușul argintiu ………………………… …………………………………………………………………….14

Fig. 5 Carasul ………………………………………………………………………………………………………………..17

Fig. 6 Rase de crap: 1 -Crap cu solzi integrali; 2 -Crap oglindă………………….…………..….18

Fig. 7 Novacul ……………………………………………………………………………………………………………….19

Fig. 8 Anisakis spp., larvă L3, SEM, după M. Koinari și colab…………………………………………….21

Fig. 9 [anonimizat], după Gerard Kanarek și colab………………..22

Fig. 10 Infestație intensă cu Contracaecum spp., după Girișgin A. O. și colab……………………….23

Fig. 11 Iazul Hănești………………………………………………………………………..……26

Fig. 12 Întinderea anisakidozei în lume………………………………………………………….28

Fig. 13 Recoltarea probelor după necropsie la 1-cormoran 2 –caras………………………………………31

Fig. 14 Metoda de flotație Willis pentru depistarea nematodozelor……………………………………….36

Fig. 15 Examinare necropsică la caras……………………………………………………………………………….37

Fig. 16 Examinare necropsica la cormoran………………………………………………………………………..39

Fig. 17 Aparat genital 1- Femelă; 2- Mascul…………………………………………………….40

Fig. 18 Aparat genital femel (1) și mascul (2) (detaliu)……………………………………………………….40

Fig. 19 Examinarea stomacului………………………………………………………………….41

Fig. 20 Examinarea mucoasei gastrice: înainte (1) (cu prezența de paraziți adulți de C. rudolphii) și după spălare (2)…………………………………………………………………….……….…42

Fig. 21 Examinarea masei intestinale (duoden, jejun, cecum)………………………………………………42

Fig. 22 Prezenta C. Rudolphii in mucoasa gastrică……………………………………………………………..43

Fig. 23 Mucoasă gastrică: granulom parazitar cu centru necrotic și infiltrații leucocitare perifocale………………………………………………………………………………………………………………………43

Fig. 24 Porțiune de mucoasă gastrică cu Cotracaecum rudolphii secționat transversal…………….44

Fig. 25 Porțiune de mucoasă gastrică care prezintă: A-zonă de necroză severă; B-infiltrații leucocitare……………………………………………………………………………………………………………………..44

Fig. 26 Contracaecum rudolphii secțiune histologică: A: porțiune esofag; B: apendice ventricular; C: cuticulă……………………………………………………………………..…….44

Fig. 27 Larve de paraziți recoltate din stomacul de cormoran……………………………………………….45

Fig. 28 Contracaecum rudolphii înainte și după colorarea cu tinctură de iod………………………….45

Fig. 29 Extremitatea anterioară a C. rudolphii…………………………………………………………………..48

Fig. 30 Extremitatea cefalică în detaliu: buze și papile ovale dispuse radiar…………………………..49

Fig. 31 C. rudolphii: aripi cuticulare laterale (detaliu)…………………………………………………………49

Fig. 32 C. rudolphii: extremitatea posterioară la mascul cu spicululi……………………………50

Fig. 33 C. rudolphii: extremitatea posterioară la femelă…………………………………..….…50

Fig. 34 Bazine cu pește, protejate de gard împotriva pasărilor ihtiofage………………………………..51

LISTA TABELELOR

Tabel 1. Evaluarea impactului direct și indirect, cu efecte izolate, interactive și cumulative asupra speciilor avifaunistice din zona iazului Hănești………………………………………………………..16

Tabel. 2 Inventarul speciilor ihtiologice a iazului Hănești………………………………….……33

Tabel. 3 Inventarul speciilor avifaunistice de interes comunitar din zona iazului Hănești și starea de conservare a acestora………………………………………………………………………………………………….34

Tabel 4 Infestații cu Contracaecum rudolphii la masculii și femelele de cormoran, prinvind numărul de larve/individ………………………………………………………………………………………………..53

LISTA ABREVIERILOR

Prof. – profesor

Dr.- doctor

colab. – et. al.- colaboratorii

nm- nanometru; µm – micrometru; mm – milimetru; cm- centimetru; m- metru

ha – hectare

g- grame; kg- kilograme

min.-minute ; h- ore

ph- exprimă cantitativ aciditatea sau bazicitatea

sp.- species

ob.- obiectiv

cca.- circa

etc.- et caetera

M- concetrație molară

HEA- metoda Hematoxilină-Eozină-Albastru de metilen

fam. -familia

SEM- scanning electron microscope, microscop cu scanare a electronilor

“România este una din țările cele mai bogate în ape dulci din Europa: prezintă mare varietate de condiții fizice și pescăriile noastre au ajuns astăzi a fi cunoscute în toată lumea ca unele din cele mai mari pescării de apă dulce din Europa.”

Dr. Gr. Antipa

INTRODUCERE

Noțiunea de parazit derivă din cuvintele grecești “para”=alături și “sitos”=hrană, având în antichitate un sens social. Ulterior noțiunea de parazitism s-a extins la fenomenul biologic rezultat din raporturile reciproce dintre două viețuitoare, în care unul (parazitul) folosește pe al doilea (gazda) ca sursa de hrană și ca mediu de viață. În general, prin boli parazitare se înțelege o mare diversitate de stări morbide, determinate de numeroși și variați agenți biotici vegetali sau animali. Parazitozele peștilor se pot găsi în ape dulci, cât și în cele marine, sunt foarte răspândite și destul de frecvent declanșează mortalitate masivă (fie la icrele fecundate, fie la peștii de toate vârstele) constituind o problemă serioasă în crescătoriile piscicole. Cele mai sensibile sunt crescătoriile sistematice sau semisistematice, unde se merge pe efective dense de pești, cu valoare economică ridicată. Mișcarea peștilor, circulația apei în bunurile piscicole care aparțin aceleași rețele hidrografice și conservarea paraziților în gazde intermediare (care se deplasează din loc în loc și astfel sunt greu de distrus) contribuie în mare măsură la întreținerea parazitozelor în unitățile piscicole și îngrădește posibilitatea de prevenire. În funcție de condițiile climatice, geografice și de amenajarea terenului există o repartizare a paraziților. În vederea prevenirii și combaterii acestor parazitoze, o primă cerință este cunoașterea situației îmbolnăvirii peștilor, de la nivelul de unitate piscicolă, până la planul zonal și chiar național.

Lucrarea de licență a fost elaborată pe baza observațiilor efectuate în cadrul fermei piscicole Hănești și în Clinica de Boli parazitare a Facultății de Medicină Veterinară din Iași. Este structurată în două părți, prima parte cuprinde date despre speciile de păsări ihtiofage, pești și nematodozele cu care conviețuiesc în acest ecosistem. A doua parte a lucrării cuprinde cercetările proprii, urmărind descrierea materialului folosit și metodologie aplicate, incidența afecțiunilor parazitare în funcție de diverși factori, diagnosticarea și tratarea afecțiunilor parazitare.

Pe această cale aș dori să mulțumesc domnului Prof. Dr. Liviu MIRON și cadrelor didactice de la disciplina de Parazitologie și boli parazitare, pentru răbdarea și competența cu care m-au îndrumat de-a lungul realizării acestei lucrări.

PARTEA I CONSIDERAȚII GENERALE

Date bibliografice despre speciilor de păsări și pești

care trăiesc în ecosistemul fermei Hănești

CAPITOLUL 1. ECOLOGIA SPECIILOR AVIFAUNISTICE PREZENTE ÎN SIT

1.1 Stârcul cenușiu

Introducere

Stârcul cenușiu (Ardea cinerea), cunoscut și sub numele de bâtlan, este o pasăre din ordinul Ciconiiformes, fam. Ardeidae. Stârcul cenușiu (90 cm) este cu ceva mai mic ca o barză. Penajul pe cap este alb, el fiind împodobit de un moț negru; pe gât și spate este cenușiu cu dungi albe. Ochii sunt înconjurați de un inel negru. Deschiderea aripilor la stârc atinge 1,70 m. Zborul lui este lin planat cu bătăi rare din aripi. Capul în zbor este tras înapoi, gâtul formând o buclă în formă de S. În timpul zborului pasărea emite sunete caracteristice. Ca aspect exterior și mod de viață, stârcul se aseamănă cu cocorul canadian (Ardea herodias) care trăiește în America de Nord. Stârcul are ciocul și picioarele lungi, pentru a împiedica scufundarea în smârc. Cele trei degete la picior sunt răsfirate. El are glandele uropigene atrofiate. De acea, pentru a se apăra de umezeală și frig, răsfiră penele prin frecarea capului de piept.

Fig. 1 Stârcul cenușiu (sursă internet)

Mod de viață

Din cauza regresului populației de stârci din anii 1970, păsările au fost și sunt protejate, cea ce a dus la o creștere a populației în Germania de Nord. Stârcii vânează pândind animalele acvatice din baltă. Hrana lui constă din broaște, pești mici, moluște, șerpi și insecte acvatice. Pe pășuni pasărea așteaptă nemișcată lângă o gaură de șoarece, sau fură ouă din cuiburi de păsări. Cuibul, în care femela depune 4 – 5 ouă verzui, îl construiește din crengi în copaci, pe când în Olanda stârcii construiesc mai departe cuibul ascuns în stuf. Mortalitaea la puii de stârci este destul de mare, aceasta este apreciată în primele șase luni de viață la 70 %. Un stârc poate trăi 24 de ani. Coloniile de stârci sunt gălăgioase, între păsări existând permanent conflicte. Neliniștea din colonii este cauzată și de faptul că ciorile fură ouăle din cuiburi.

1.2 Cormoranul mare

Cormoranii sunt o familie de păsări acvatice care fac parte din ordinul Pelecaniforme, fam. Phalacrocoracidae. Ele sunt păsări de talie mijlocie care trăiesc și cresc puii în colonii și uneori ating dimensiuni considerabile. Denumirea de „cormoran” provine din limba latină „corvus marinus“ (în traducere „Corb de mare”)

Fig.2 Cormoranul mare

Morfologie

Cormoranii au mărime mijlocie cu lungimea corpului între 0,45 și 1,0m, având o greutate între 360 și 2800 grame. Pe insula Galapagos cormoranii ating greutatea de 4000 de g. După culoarea penajului sunt cormoranii negri și cormorani de culoare albastru închis care în perioada clocitului au un luciu metalic. Păsările nu prezintă un dimorfism sexual deosebit, masculii fiind în general mai mari ca femelele. Puii de cormorani au o culoare brună-cenușie pe abdomen cu nuanțe mai deschise. Păsările au un cioc terminat la capăt ca un cârlig, un gât lung și o coadă în formă rotunjită formată din pene rigide. Nu au glande uropigene de aceea după scufundări repetate, usucă penele stând cu aripile întinse în bătaia soarelui. Cormoranii trăiesc pe coastele mărilor dar și în apropierea unor bălți sau râuri înconjurate de vegetație. Sunt păsări care numai ziua sunt activi, consumă o cantitate mare de pește pe care-i vânează prin urmărirea lor rapidă sub apă.

Nu sunt agreate de pescari din cauza consumului mare de pește care pot fi de lungimi între 5 și 60 de cm, sau pentru că rup uneori plasele de pescuit. În afară de pești consumă melci, moluște, crustacei, viermi și cefalopode mici.

Răspândire și mod de viață

Păsările sunt răspândite pe toate continentele în afară de Antarctica. Însă cele mai multe specii trăiesc în regiunile tropicale și regiunea sudică a zonelor temperate. Nu se găsesc cormorani în Asia Centrală sau Asia de Nord ca și în regiuni întinse din Canada sau regiunile calde aride. În Japonia, China sau Indonezia păsările sunt dresate pentru pescuit.

În România trăiesc în Delta Dunării trei specii de cormoran:

Cormoranul mare (Phalacrocorax carbo) (91 cm)

Cormoranul mic (Phalacrocorax pygmaeus) (48 cm)

Cormoranul moțat (Phalacrocorax aristotelis) (76 cm)

Cazuri de excepție sunt cormoranul nezburător (Nannopterum harrisi) de pe insula Galapagos care are aripile atrofiate și cormoranul din Anzi (Phalacrocorax brasilianus) care trăiește la altitudinea de 5000 m deasupra nivelului mării. Numai un număr mic de cormorani sunt păsări migratoare, printre care și Phalacrocorax carbo.

Reproducere

Cormoranii fac cuiburile pe locul ales de mascul în colonii pe sol, în copaci sau pe stânci. Masculul ademenește femelă în timpul împerecherii prin batere din aripi și culoarea galbenă din regiunea gâtului. Cuibul este construit din pietriș, crengi sau guano de ambii parteneri. Femela depune numai o dată pe an 3 – 4 ouă care vor fi apărate cu dârzenie de părinți. La 23 – 35 de zile vor ecloziona puii, care la început sunt golași și la o săptămână vor acoperiți cu puf. Hrana puilor este administrată cu ciocul din sacul laringian al părinților. Un cormoran atinge în medie o vârstă între 10 și 15 ani, speciile mari pot atinge 30 de ani.

1.3 Egreta mică

Generalități: Specie în continuă creștere datorită încetării urmăririi ei de către om pentru penele ei ornamentale. Descriere: talia de 56 cm, coloritul egretei mici este de un alb imaculat. În perioada reproducerii își dezvoltă pe cap frumoase pene ornamentale, la fel și în regiunea spatelui, mult căutate în trecut ca podoabe vestimentare.

Fig. 3 Egreta mică (sursă internet)

Reproducerea: În lunile aprilie-mai, femela depune între 3 și 5 ouă verzui-albastrui ce sunt clocite împreună cu partenerul. Incubația durează între 22—24 de zile, puii părăsind cuibul înainte de a putea zbura, cățărându-se cu multă abilitate printre crengi.

Habitat: Este pasăre rară, cuibărind în special în Delta Dunării, în colonii mixte, îndeosebi în salciile pitice, ascunse în masa stufului. Odată cu sosirea toamnei, migrează spre Marea Mediterană.

1.4 Pescărușul argintiu

Pescărușul argintiu este specia cea mai răspândită de pescăruș de pe coastele mărilor europene; pe continent cuibărește îndeosebi în teritoriile stâncoase, cu dune de nisip, iar iarna caută lacurile mari de la poalele Alpilor. În trecut pescărușul argintiu se hrănea îndeosebi cu pești și scoici, dar în ultima vreme „valorifică” cu succes și resturile găsite, de la rămășițele de pește aruncate de pe vapoare, până la gunoiul menajer din tomberoane.

Habitat
Pescărușul argintiu este specia cea mai des întâlnită de pe coastele Europei. Cuibărește în zonele apropiate de coaste și în orașe. Această pasăre de mare gălăgioasă, ce duce o viață de grup, își petrece iarna în afara coloniei. La începutul primăverii revine, în fiecare an, la locul său obișnuit de cuibărit, unde se întâlnește cu perechea, împreună își apără teritoriul.
Majoritatea pescărușilor argintii cuibăresc în colonii mari, în zone stâncoase abrupte, dar și pe dune de nisip, uneori chiar și pe lacurile din interiorul continentului. în ultima perioadă pot fi văzuți și pe acoperișurile caselor din orașe. Ușurința procurării hranei în orașe, fac acest habitat din ce în ce mai atrăgător.

Fig. 4 Pescărușul argintiu (sursă internet)

Mod de hrănire și vânătoare

Deși pescărușul argintiu este o pasăre de pradă, în multe locuri a devenit omnivoră. Suplimentele reprezentate de hrană din gropile de gunoi și rămășițele de pește din porturi, au contribuit la creșterea rapidă a efectivelor. Pe uscat, pescărușul argintiu consumă animale mici cum ar fi: șoareci, broaște, câteodată chiar și șerpi. De-a lungul coastelor mării urmărește celelalte păsări marine și le fură ouăle și puii, câteodată fură chiar și din cuiburile tovarășilor de specie. Prinde și pescăruși sau albatroși slăbiți, chiar și adulți. Teritoriul de vânătoare al pescărușului argintiu este plaja de la malul mării. Aici caută raci și scoici, dar și meduze moarte și pești aruncați de valuri pe uscat. Scoicile, ce se închid pentru a se apăra, sunt fie sparte, fie aruncate din zbor pentru a se sparge. În acest scop, sunt necesare mai multe încercări: s-a observat cum mai întâi sunt lăsate să cadă pe nisipul moale, apoi pescărușul găsește un loc potrivit, tare, pentru a le sparge. Dacă pescărușul argintiu prinde pești din mare, se aruncă asupra acestora și cu puțin înainte de a se afunda în apă, își desface aripile. În general, pescărușul argintiu nu iși scufundă întreg corpul, ci doar capul și gâtul.

Reproducere

Primăvara pescărușul argintiu revine la colonia sa, pentru a-și ocupa teritoriul; începe împerecherea sau își caută o nouă pereche dacă cea de anul trecut a murit. Pescărușul construiește un cuib rotund din alge marine, iarbă sau alte plante acvatice. Fiecare pereche își aranjează un mic teritoriu în jurul cuibului, pe care-l apără. Au loc multe certuri și lupte până ca fiecare pescăruș să-și găsească locul în colonie. După împerechere, femela depune două-trei ouă de culoare brun-verzuie, cu pete întunecate. Femela și masculul clocesc împreună, făcând schimb la fiecare oră; după 25-27 de zile puii eclozionează. Imediat după ecloziune puii știu să meargă, dar rămân în cuib aproximativ 6 săptămâni, până ce devin apți de zbor. Părinții își apără puii atacând și izgonind păsările străine, în timp ce emit țipete de pericol, pentru că puii să se adăpostească în cuibul sigur. Părinții își hrănesc puii cu hrană regurgitată. Pescărușii maturi sunt stimulați să regurgiteze hrana când micuții le ciugulesc pată roșie de pe cioc. Când puii au mai crescut, părinții pun hrana pe pământ, în apropierea cuibului, iar puii o ciugulesc de jos. După ce părăsesc cuibul, tinerii pescăruși au de fapt un colorit maroniu și ciocul lor este negru. Pescărușii își schimbă penele de două ori pe an. Durează patru ani până ce tinerii pescăruși argintii își „îmbracă” haina de maturitate.

1.5 Situația viabilității populațiilor de specii de interes comunitar-elementele țintă

Studiile efectuate de conf dr Carmen Gache în zona Iazului Hănești, cuprinse în studiul “Dinamica avifaunei în bazinul râului Prut”, au relevat existența unui număr de 35 specii avifaunistice, dintre care multe de interes comunitar, nominalizate și în Formularul Standard al sitului “Iazurile de pe Valea Bașeului Podrigăi Ibănesei”.

Nu au fost evidențiate reduceri semnificative ale populațiilor speciilor țintă, evaluările periodice relevând un aspect normal, cu populații fluctuante ca număr de indivizi. Studiul dinamicii în timp a populațiilor speciilor de interes comunitar din zona Iazului Hănești, nu a relevat o scădere progresivă a acestora, de aceea putem afirma că activitatea de piscicultură nu a constituit pentru speciile avifaunistice prezente în sit, un factor perturbant, care să determine reduceri ale viabilității populațiilor speciilor de interes comunitar.

1.6 Starea biodiversității sitului

Activitatea de piscicultură desfășurată de SC. GEMA SRL., nu a constituit un factor disturbant pentru biodiversitatea sitului, din contră: resursele trofice au sporit numărul speciilor de păsări ichtiofage, care au produs pagube societății. Biocenoza existentă nu a suferit modificări. Flora zonei este constituită din specii hidrofile și higrofile: Carex hirta, Carex riparia, Carex rostrata, Glyceria plicata, etc. Fauna este bine reprezentată de specii de amfibieni Bombina bombina -strict protejată, Bufo viridis-strict protejată, Rana esculenta-broasca mică de lac(protejată). Dintre reptile, amintim Emys orbicularis-strict protejată ( broască țestoasă de apă), specie de interes comunitar. Dintre mamifere, prezentă în zonă este specia Lutra lutra , vulnerabilă strict protejată, specie de interes comunitar.

1.7 Zone de hrănire, de reproducere și deplasare

Zonele de hrănire sunt situate pe suprafața iazului Hănești și a pepinierelor, pentru speciile ichtiofage, și în zonele limitrofe iazului pentru celelalte specii.

Tabel 1. Evaluarea impactului direct și indirect, cu efecte izolate, interactive și cumulative asupra speciilor avifaunistice din zona iazului Hănești

S-a constatat prezența zilnică a 10-12 exemplare de cormoran mare, specie 100% ichtiofagă (cca 3 kg/zi). Prezența este mai redusă în perioada cuibăritului(lunile aprilie-mai), când coloniile sunt plasate undeva în lunca Prutului. Obișnuit, prezența zilnică a acestor păsări este de cca 4-25 exemplare, existând și adevărate invazii spre mijlocul verii și începutul toamnei. Prezenți permanent în exploatația piscicolă sunt stârcii cenușii(cca 50-60 exemplare zilnic în perioada martie-octombrie). Pescărușii râzători și chirele de baltă sunt prezente permanent, în toată perioada, atât cât apa nu este înghețată.

CAP. 2 FAUNA ICHTIOLOGICĂ A FERMEI PISCICOLE HĂNEȘTI

În lucrarea de față vom descrie numai peștii care trăiesc în iazul Hănești și pe scurt unele caractere generale ale speciei și modul de viață al acestora.

2.1 Carasul

Carasul (Carassius gibelio) face parte din clasa Actinopterygii, ordinul Cyprinoformes, fam. Cyprinidae. Carasul este original din Asia de nord, de unde s-a răspândit în toată China ca pește ornamental, iar mai apoi în întreaga lume. Dimensiunile obișnuite sunt de 10-15 cm, iar greutatea lui poate varia de la 80-150g, la 1,5-2kg, în mod excepțional.

Fig. 5 Carasul (sursă internet)

Caractere generale

Colorația solzilor depinde de apa în care trăiește. În apele mâloase solzii lui bat spre culoarea neagră, în apele bogate în vegetație bat spre verde, iar în cele limpezi culoarea carasului este auriu-maronie. Forma capului este asemănătoarea cu cea a crapului, lipsindu-i însă mustățile, iar forma gurii este obtuză cu buze subțiri. Corpul este acoperit cu solzi cicloizi mari și groși. Carasul poate trăi în ape foarte sărace în oxigen, între niște limite ale ph-ului, pe care puțini pești le suportă. Este un pește care rezistă și scos din apă, mai multe ore, mai ales dacă este învelit într-o cârpă udă, deoarece nu i se usucă solzii.

Se hrănește cu larve, crustace, vegetație, moluște, icre, etc. Carasul se deosebește de crap prin felul lui de alimentare, nefăcându-i concurență la hrană, așa cum se menționează greșit în alte descrieri, în special în iazurile și eleșteele care sunt bogate în fitoplancton și unde se aplică alimentația superioară. Nu se hrănește în condițiile creșterii bruște sau scăderii bruște a nivelului apei sau a presiunii atmosferice.

2.2 Crapul

Crapul (Cyprinus carpio) este cea mai importantă specie din fam. Cyprinidae crescută la noi în România, găsindu-se date în Aristotel și Plinius, păstrându-și denumirea latină de cyprinus.

Fig. 6 Rase de crap: 1 -Crap cu solzi integrali; 2 -Crap oglindă

Caractere generale

Forma crapului este alungită și puțin comprimată lateral, variind foarte mult la diferitele rase sau varietăți. Corpul este acoperit integral cu solzi mari, cicloizi cu excepția unor varietăți obținute prin selecție, ca de exemplu crapul oglindă, care nu posedă decât 3 rânduri de solzi pe fiecare parte a corpului, sau este lipsit complet de solzi ca la crapul golaș (fig.6). Culoarea crapului este variabilă, depinzând de regiune, natura apei, natura solului, temperatura, vârsta, hrana, rasa, etc. În mod obișnuit crapul are partea dorsală a corpului de culoare mai închisă, cenușie, bătând în verde închis, laturile sunt gălbui-cenușii, cu partea ventrală mult mai deschisă decât restul corpului.

Temperatura optimă pentru dezvoltarea și consumul de hrană a crapului este de 26-27șC. Din observațiile făcute de prof. dr. I. Pojoga s-a putut constata că, la temperaturi peste 29ș C, crapul se hrănește mult mai intens. Perioada cea mai favorabilă dezvoltării crapului este sfârșitul lunii aprilie, până în octombrie. Pentru acest motiv, vârsta crapului se socotește în veri, iar recunoașterea ei se face după solzi.

2.3 Novacul

Novacul sau crapul argintiu nobil, crapul cu cap mare (Hypophthalmichthys nobilis, sinonim cu Aristichthys nobilis) este un pește bentopelagic dulciocol zooplanctofag din fam. Ciprinidelor, ordinal Cypriniformes, originar din apele curgătoare mari din nord-estul Chinei și extremul Orient, introdus în Statele Unite ale Americii și Europa, în crescătorii, heleșteie, iazuri și râuri. Preferă straturile superioare ale apei.

Fig. 7 Novacul (sursă internet)

Caractere generale

Are o lungime obișnuită de 55-70 cm , lungimea maximă 146 cm și o greutate maximă de 40 de kg. Corpul moderat alungit și comprimat lateral, acoperit cu solzi cicloizi relativ mici. Capul mare și gros este ascuțit, lat și turtit dorsal, mustățile absente. Ochii mici, distanțați și deplasați mult în jos spre colțul gurii. Pe partea ventrală există o muchie între înotătoarele ventrale și anală, care continuă și pe pendunculul caudal.

Spatele este brun-cenușiu sau cenușiu-verziu. Laturile sunt argintii cu numeroase pete neregulate întunecate sau dungi transversale mari de culoare maronie și puncte negre. Abdomenul este albicios-argintiu. Înotătoarele ventrale și anală sunt ușor gălbui, restul sunt de culoare cenușiu întunecate.

Hrana o formează, în principal, zooplanctonul la care se adaugă viermii, fitoplanctonul și detritusul organic. Are o mare valoare economică fiind comercializat în stare proaspătă, înghețată sau afumată.

CAPITOLUL 3 NEMATODOZELE PEȘTILOR

Nematodozele peștilor sunt helmintoze care se produc prin localizarea unor specii de viermi rotunzi la nivel subcutanat și în organele interne. Nematodele sunt viermi care are suferit adaptări morfologice pentru viața parazitară prin: forma generală a corpului, apariția unor organe de fixare, hipertrofierea aparatului reproducător, adaptarea aparatului bucal și a echipamentului enzimatic la tipul de hrană, simplificarea sistemului nervos, depigmentarea corpului, etc.

Nematodozele cel mai des întâlnite la peștii din România sunt anisakioza și filometroza.

3.1 Anisakioza

Anisakioza este o parazitoză produsă de stadiile larvale ale nematodelor din familia Anisakidae, care afectează numeroase specii de pești dulcicoli și maritimi în diferite zone ale globului.

Parazitoza a fost descrisă prima dată în Olanda în anul 1955, apoi în SUA, Japonia, alte țări din Europa, datele referindu-se la îmbolnăvirile provocate omului ca urmare a consumului de pește infestat. Denumirea de anizakioza s-a introdus în anul 1982 de către Acha, P.N. și Szyfres, B (citați de Ghittino, 1985) care au inclus parazitoza în lista zoonozelor.

Literatura de specialitate menționează anisakioza ca fiind o parazitoză cu incidență crescută în populațiile de hering (Clupea harengus L., 1758), macrou (Scomber scombrus L., 1758), cod (Gadus morhua L., 1758), etc., din zonele costiere ale M. Baltice, M. Nordului, Oceanul Atlantic sau din alte zone geografice (Sindermann, 1970;Ghittino, 1985; Roberts, 1989,etc).

Etiologie

Fam. Anisakidae face parte din încrengătura Nematoda, ordinul Ascaridida. Anisakioza este provocată de larvele unor specii de nematode aparținând genurilor Anisakis, Contracaecum, Phocanema, Parrocaecum, dintre care enumerăm:

-Anisakis marina Linstow, 1897;

-Anisakis simplex Rudolphi, 1809;

-Contracaecum aduncum Rudolphi, 1802;

-Porrocaecum reticulatum Linstow, 1890;

-Porrocaecum eperlani Linstow, 1879; etc.

Ciclul biologic

Majoritatea anisakidelor au un ciclu de viață complex, trecând printr-o serie de gazde, în cursul vieții lor. Prima gazdă a nematodelor sunt crustaceele acvatice și larvele de insecte care consumă ouăle de anisakis, din fecalele gazdelor definitive. În stadiul larvar, ele infestează un număr variat de nevertebrate, dintre care amintim gasteropode, cefalopode, copepode și o gamă largă de pești ca gazdă intermediară; gazda definitivă fiind considerate păsările ihtiofage. Ciclul de viață este finalizat atunci când un pește infectat este ingerat de un mamifer marin, respectiv o pasăre ihtiofagă. Nematodele din familia Anisakidae se pot diferenția în funcție de caracterele morfologice și moleculare (determinarea ADN-ului cu ajutorul PCR-ului) pe care le posedă fiecare individ. Larvele de Anisakis, Contracaecum și Porocaecum produc cele mai comune parazitoze întâlnite la pești.

Larvele de Anisakis parazitează mai multe specii de pești marini (macrou, hering, stavrid, merluccius, etc.) închistându-se în cavitatea peritoneală în intestine, apendici pilorici, ficat, gonade. Chistul este de formă rotundă de 2-3 mm, de culoare alb-gri, larva fiind dispusă sub formă spiralată în interiorul chistului. Corpul lor este cilindric, de culoare alb-gălbui, de 6-30 mm lungime, acoperit de o cuticulă inelată; extremitatea anterioară este rotunjită, iar cea posterioară este conică, terminate cu un spinișor ascuțit (fig. 8). Orificiul bucal are formă de pâlnie, mărginit de buze subțiri, slab evidente. Ventriculul stomacal are formă ovală și este bine individualizat. Lipsesc apendicii esofagian și cel intestinal.

Fig. 8 Anisakis spp. larvă L3, SEM, după M. Koinari și colab. (A) porțiunea anterioară a parazitului, orificiul bucal; (B) ventriculul– porțiune de esofag; (C) ventricul–porțiune de intestin; (D) porțiune caudală, prezența spinului caudal și glandele anale (E); (F); (G) SEM ale porțiunii anterioare și caudale; ag- glande anale; ao- deschidere anală; bt- dinte; e- esofag; ep- por excretor; int- intestin; l- buze; ve- ventricul.

Larvele de Contracaecum spp. parazitează în stadiile III și IV, închistate în cavitatea corpului, ficat, alte organe interne la unele specii de pești marini (hering, cod, macrou, stavrid, sardine, etc.) și de apă dulce (peștii din fam. Ciprinidae, Esocidae și Siluridae), mai rar se găsește în musculatură. Una din speciile comune peștilor marini este Contracaecum aduncum, a cărei larvă parazitează frecvent codul (Gadus morhua L., 1758). Larvele L3-L4 au dimensiunea de 18-36mm, de formă cilindrică, culoare alb-gălbuie. Extremitatea anterioară este ușor rotunjită, cu orificiul bucal delimitat de buze cu dimensiuni reduse. Extremitatea caudală este conică, terminată printr-un spin de dimensiune redusă. Gazde definitivă pentru C. rudolphi pot fi păsările ihtiofage și mamiferele marine, în stomacul acestora atingandu-se stadiul de adult (fig. nr 9). La gazdele definitive se întâlnesc leziuni granulomatoase gastrice produse de larve, dar si ulcere, necroze, leziuni inflamatorii, produse de adulți (fig. 10)

Fig. 9 Adult de Contracaecum rudolphii, SEM, după Gerard Kanarek și colab.

(A) și (B) – extremitatea anterioară, cavitatea bucală delimitată de buze

(C)- extremitatea caudală, papilele post-cloacale, (D)- spicul caudal.

Epidemiologie

Anisakioza este răspândită în toate apele de pe glob. În populațiile piscicole afectate se înregistrează pierduri economice prin încetinirea ritmului de creștere, pierderi în greutate și mortalitate. Sursele de paraziți sunt păsările ihtiofage și mamiferele marine infectate care elimină prin fecale ouă de paraziți.

Leziuni anatomopatologice și histopatologice

Leziunile provocate de larvele paraziților sunt cantonate la nivelul viscerelor, peritoneului, musculaturii și constau în modificare morfologică și histologică a acestora. Se înregistrează, ca leziuni, apariția aderențelor viscerale, atrofia organelor parazitate, degenerarea acestora, necrozarea.

Fig. 10 Infestație intensă cu Contracaecum spp., după Girișgin A. O. et al.

A. Paraziții situați la nivelul proventriculului; B. Aspect macroscopic a Contracaecum spp.;

C. Larve închistate în mucoasa proventricului.H&E, Bar = 200µm,

D. Porțiunea anterioară a Contracaecum spp. Bar = 2mm

Manifestări clinice

Anisakioza evoluează cronic cu o simptomatologie polimorfă,care depinde de talia gazdei și gradul de infestare. Peștii intens parazitați slăbesc, devin hipodinamici și nu se mai hrănesc.

Diagnostic

Infecția cu Contracaecum spp. este diagnosticată prin evidențierea larvelor închistate în peritoneu, viscere și musculatură. Pentru identificarea gradului de infestare este necesară disecția peștilor și examinarea macroscopică și microscopică a cavității abdominale. Pentru evidențierea paraziților închistați în musculatura peștelui se recomandă digestia artificială la cald (30-35șC), în soluție peptino-clorhidrică, a fragmentelor de carne.(după Roskam, R.T., citat de Ghittino, P. 1985).

Profilaxie și tratament

Anisakioza se manifestă în principal în apele piscicole naturale, din acest motiv nu este posibilă aplicarea unor măsuri de prevenire și combatere. Ca măsuri frecvente, care să protejeze omul de infestare, se recomandă controlul parazitologic al peștilor capturați și congelarea la -20șC timp de 24h a peștelui găsit infestat (Acha, P.N. și Szyfres B., 1982, citați de Ghittino, P., 1985).

3.2 Filometroza

Filometroza (filometroiza), este o nematodoză cutanată produsă de specii din fam. Philometridae, care afectează specii dulcicole din fam. Cyprinidae: crap, caras, plătică, roșioară, babușcă, etc., determinând dermatită și lepidortoză localizată. Cele mai predispuse la infecția parazitară sunt populațiile tinere de crap și caras de crescătorie.

Etiologie. Fam. Philometridae cuprinde genul Philometra, specia Philometra Rischta, genul Philometroides, speciile Philometroides lusiana, Philometroides sanguinea.

Philometra rischta are corpul cilindric, acoperit cu o cuticulă netedă. Extremitatea anterioară este rotunjită, prevăzută cu patru proeminențe dispuse peribucal. Femela măsoară 30-32 x0,8-1,0 mm, iar la maturitate are corpul de culoare galben-roșcat. Uterul este plin cu larve, ocupând aproape în întregime cavitatea corpului. Extremitatea caudală este ușor ascuțită și cu două proeminențe laterale. Larvele măsoară 0,37 mm. Masculul măsoară 2 mm. Extremitatea caudală este dreaptă, prevăzută cu 2 spiculi egali și două proeminențe laterale. Femela matură parazitează la crap dipusă sub piele in regiunea jugulară, sub membrana mucoasă a cavității bucale și sub pielea operculilor. Femelele tinere și masculii parazitează la plătică, batcă, obleț, avat, văduviță, localizându-se în pereții veziculei înotătoare.

Philometroides lusiana are corpul cilindric, acoperit cu o cuticulă netedă. Extremitatea anterioară este rotunjită, prevăzută cu patru papile sub formă de ventuze. Femela măsoară 160 x0,4-1,0 mm. Extremitatea caudală este ascuțită, curbat ventral, prevăzută cu patru proeminențe. Este ovipară, oul măsoară 0,03-0,04 mm, iar primăvara în ou se dezvoltă o larvă de 0,40-0,47 mm lungime. Masculul măsoara 3,0-3,5 mm. Extremitatea caudală este recurbată, prevăzută cu spiculi egali. Specia parazitează la crap. Femela parazită se localizează la baza solzilor, iar masculii, în pereții veziculei înotătoare.

Philometroides sanguinea are corpul cilindric cu extremitățile rotunjite. Orificiul bucal este înconjurat de trei buze reduse, puțin vizibile. Femela măsoară 10-50 x1,0 mm. Uterul conține un mare număr de larve, ocupând cavitatea corpului. Larvele măsoară 0,32-0,40 mm. Masculii măsoară 2,35-3,30 mm. Specia paraziteză la caras, masculii localizându-se în cavitatea peritoneală și pereții vezicii înotătoare, iar femelele în membrana interradială a înotătoarelor.

Ciclul biologic este dixen. Gazda definitivă sunt peștii din fam. Cyprinidae, gazda intermediară sunt crustaceele și copepodele din genurile Eucyclops, Cyclops, Mesocyclops, Macrocyclops. Primăvara, în luna mai, când apa are temperatura de 15-20șC, femelele își exteriorizează extremitatea caudală și elimină larvele în apă. Larvele sunt ingerate de crustaceele copepode și după ce au ajuns în intestin, traversează peretele intestinal și se localizează în cavitatea corpului. După 6-7 zile devin infestante pentru gazda definitivă. Peștii, gazdă definitivă, se infesteză prin ingestia copepodelor parazitate. Ajunse în intestin, larvele trec prin peretele intestinal și migrează în cavitatea corpului, acumulându-se în jurul veziculei biliare, ficatului, vezicii înotătoare, gonadelor. După o lună de zile, timp în care au avut loc năpârliri succesive, larvele ating stadiul de adulți. Ulterior femelele fecundate migrează către locurile de parazitare(zona jugulară și membrana interradială a înotătoarelor), iar femelele nefecundate și masculii se închistează în pereții vezicii înotătoare sau mor. Ciclul biologic durează un an, fiind influențat de temperatură și Ph-ul apei (Ph-ul optim este de 6-7).

Epidemiologie: Cel mai sensibil la infestația cu filometroză este puietul de crap, la care sa înregistrat o incidență variabilă, de la 10-20% până la 80-90%. La caras infestația poate ajunge la 100% în condițiile creșterii în bazine sau iazuri în salbă. Sursa de paraziți este reprezentată de peștii purtători sau bolnavi și apa în care se găsesc larvele și crustaceele copepode(gazdele intermediare). Infestarea peștilor se face pe cale digetivă prin ingestia crustaceelor copepode, parazitate, în perioada verii (lunile iunie-iulie).

Patogeneză: La exemplarele infestate larvele determină inflamații ale organelor interne (în special a vezicii înotătoare). Femelele adulte acționează mecanic, traumatizând locul de parazitare determinând inflamații proliferative ale țesuturilor și creând condiții pentru multiplicarea florei bacteriene.

Clinic, la peștii bolnavi, se observă hipodinamie, ritm de creștere încetinit, stare de slăbire, iar suprafața corpului este mată. La puietul de crap, infecția cu larve a veziculei înotătoare se exprimă prin pierderea echilibrului, înotul se face pe o latură a corpului sau cu capul în jos. Semnele locale diferă în funcție de specia de parazit și specia de pește, astfel că la crap apar proliferări fisulare la suprafața corpului; la caras se observă prin transparența tegumentului paraziții de culoare roșie, dispuși între radii; la avat și obleți nematodele se localizează sub pielea operculilor.

Morfopatologic, se constată leziuni inflamatorii, proliferative și ulcerative cutanate, modificarea în volum a foliculilor solzoși, leziuni la nivelul vezicii înotătoare, sau în alte organe afectate de larve.

Diagnosticul se orientează pe baza datelor epidemiologice, simptomelor și se confirmă prin examen parazitologic. Identificarea morfologică a parazitului se poate face prin examenul microscopic al raclatului cutanat din zonele modificate.

Tratamentul: Nu există un tratament specific eficient.

Profilaxia se bazează pe măsurile generale de igienizare a bazinelor și reducerea gazdelor intermediare(administrarea de substanțe organofosforice în zona malurilor: Clorofos, Dipterex, în doză de 0,25-0,50 g/m3 apă). Bazinele cu pește infestat se vor goli în fiecare primăvară și toamnă, se vor trata cu var și se vor lăsa expuse uscăciunii și înghețului din timpul iernii. Se va împiedica pătrunderea peștilor sălbatici în amenajările piscicole, carantina peștelui adus din alte unități piscicole; puietul se va crește separat de peștii adulți.

CAPITOLUL 4 DESCRIEREA CADRULUI NATURAL/INSTITUȚIONAL

4.1 Zona de studiu

Zona de studiu este ferma Hănești, care este administrată de SC GEMA SRL și are o suprafață de teren (ape, stuf și teren agricol) de 369,68 ha concesionată pe 49 de ani, contract încheiat cu Agenția Națională pentru Pescuit și Acvacultură București.

Iazul Hănești și pepiniera piscicolă Hănești, fac parte din situl NATURA 2000 “Iazurile de pe Valea Bașeului Podrigăi Ibănesei”, cu suprafața de 2512,1 ha, codificat ROSPA0049, desemnat prin HG nr. 1284/2007 privind declararea ariilor de protecție specială avifaunistică ca parte integrantă a Rețelei Ecologice Europen Natura 2000 (fig.11).

Fig. 11 Iazul Hănești (sursă: google earth)

Iazul Hănești se află situat în com. Hănești, jud. Botoșani la 48 de km de orașul Botoșani, se învecinează cu localitățile: la N- Manoleasa, la S- Dângeni, la E- Mihălășeni, la V-Sârbi.

4.2. Importanța studiului :

Acest studiu urmărește identificarea helmintozelor peștilor din iazul Hănești și corelațiile existente între fauna ihtiologică și parazitismul la pești. De asemenea se urmărește evidențierea unor aspecte zoonotice și eventual măsurile ce ar putea diminua impactul zoonotic. Studiul nostru poate fi structurat pe două paliere: economic și medical.

4.2.1 Palierul economic

Nematodelor din fam. Anisakidae au o răspândire globală mare afectând o mare varietate de pești maritimi și dulcicoli care servesc ca gazdă intermediară. Peștii marini devin infestați în urma ingerării crustaceelor sau altor pești infectați în stadiul larvar L3. Stadiul larvar L3 atinge stadiul de adult în mamiferele marine (balenele și delfinii) și în păsările ihtiofage care consumă peștii infestați. Datorită infestațiilor parazitare ale păsărilor (care este gazda principală pentru Contracecum) acestea poartă parazitul pe zone întinse, contaminând apele prin fecalele cu ouă de paraziți. Determină pierderi economice grave prin moartea peștilor și scăderea în greutate a acestora. Peștii parazitați intens devin hipodinamici, nu se mai hrănesc și slăbesc. În iazurile artificiale/naturale unde sunt infestații masive se pot înregistra mortalitate ridicată a peștilor, cu diminuare unor rase de pește.

4.2.2 Palierul medical

Nematodele care aparțin genului Contracaecum produc numeroase infestări la diferite specii de păsări ihtiofage și pești. Contracaecum rudolphii infestează, în stadiu de adult, o populație mare de păsări ihtiofage și de pești, producând modificări patologice ale gazdei infestate (Zhu et. al., 2007; Mattiucci et al., 2008). Studiile efectuate au indicat că C. rudolphii este împărțit în cinci subspecii: C. rudolphii A, C. rudolphii B, C. rudolphii C, C. rudolphii D și C. rudolphii E (D’Amelio et. al., 2007; Zhu et. al. 2007; Sham-și et. al., 2009; Garbin et.al,2011). Anisakis este un gen de nematod parazitar, cu ciclu de viață heteroxen, care implică peștele și mamiferele marine. Acestea provoacă infecții la oamenii care consumă peștii în stare crudă, boala poartă numele de anisakioza. Caracterul de focalitate al bolii este menținut de către gazdele intermediare sau paratenice, care contribuie la întreținerea parazitozei într-o anumită zonă. Parazitoza este mai intensă la peștii adulți, la care larvele exercită compresiuni asupra organelor parazitate provocând necroza țesutului. Oamenii se pot infesta prin ingestia larvei prezentă în peștii infestați cu Anisakis, în special în zonele în care peștele este afumat sau consumat crud. Infecția determină tulburări digestive și alergii (Daschner et. al. 2000 ;Audicana and Kennedy, 2008).

Simptomele infecției cu Anisakis la om nu sunt pe deplin cunoscute. Principalele semne sunt: dureri abdominale, vomă, diaree și reacții alergice (Sakanari și McKerrow, 1989; Audicana și Kennedy, 2008). Primul caz de infecție la om a fost identificat în Țările de jos de către Van Thiel, care a descris prezența unui nematod marin la un pacient care suferă de dureri abdominale acute. Aproximativ 20.000 de cazuri de alergii cu Anisakis au fost raportate în lume , peste 90% în Japonia și 10% în Europa, USA, Canada, Chile și Egipt (Chai et. al. 2005; Abe et. al.,2006; Umehara et. al. 2007) în special în zonele unde peștele reprezintă o importantă sursă de hrană. Oamenii care produc imunoglobulina E ca răspuns la acest parazit pot avea ulterior o reacție alergică, inclusiv anafilactică.

Fig. 12 Întinderea anisakidozei în lume, conform Chai et. al. 2005; Abe et. al.,2006; Umehara et. al. 2007

PARTEA A II A – CERCETĂRI PROPRII

Cap. 5.1 Scopul și obiectivele lucrării

Scopul lucrării este de a stabili corelații între parazitozele peștilor și parazitofauna păsărilor ihtiofage din iazul Hănești în scopul protejării sănătății animalelor și omului.

Obiectivele lucrării sunt:

Identificarea principalelor helmintoze la peștii din arealul cercetat;

Stabilirea unor corelații între parazitofauna păsărilor ihtiofage migratoare și peștele infestat.

Stabilirea unui protocol de protejare a ecosistemului împotriva infestațiilor parazitare;

Cap 5.2 Material și metodă

Materialul de studiu este reprezentat de păsările ihtiofage și peștii vii și morți găsiți în ecosistemul iazului Hănești. Identificarea și urmărirea animalelor pe parcursul cercetărilor s-a făcut în timpul perioadelor de pescuit și de cuibărit ale păsărilor.

De la animalele moarte au fost recoltate probe care constau în nematode adulte și larve de nematode, organe lezionate, porțiuni de intestin, ficat, splină, organe genitale. Acestea au fost ambalate în recipiente sterile și păstrate în formol 10%, alcool etilic 70%, alcool metilic în laboratorul paraclinic al Clinicii de Boli Parazitare din Iași. Toate leziunile au fost fotografiate în momentul diagnosticării, recoltării și pe parcursul identificării .

Păsările ihtiofage moarte care nu au putut fi examinate pe teren au fost congelate la -20șC și păstrare pentru recoltarea probelor și necropsie.

Fișele de observație

Pe perioada 2012-2014 s-au recoltat probe de la 30 de păsări ihtiofage (cormoran, pescăruș și stârc de baltă) și 50 de pești recoltați (vii sau morți)(fig.13). Aceștia au fost examinați în vederea identificării parazitozelor prin examinare clinică și determinări paraclinice. Păsările și peștii au fost recoltați din ferma piscicolă Hănești.

Înregistrarea cazuisticii

Fig.13 Recoltarea probelor după necropsie la 1-cormoran 2-caras

Deși examinarea clinică este proprie pentru fiecare suferind, activitatea de investigare a fiecărui animal bolnav trebuie să se încadreze într-un plan standard obligatoriu. Materializarea constatărilor se vor înscrie în foaia de observație sau sunt sintetizate în Registrul de examinare.

Planul examinării clinice, ca și foaia de observație clinică prezintă mai multe părți: identificarea animalului; examinarea subiectivă; examinarea clinică obiectivă, cu două etape (examenul general al animalului; examenul pe organe, aparate și/sau sisteme); concluzia examenului clinic sau diagnosticul; epicriza: stabilirea prognosticului, regimului de viață și alimentar, tratament etc. Animalele au fost examinate clinic prin inspecție în grup sau individual, metodă care se realizează atât de la depărtare cât și din apropierea animalului.

5.3 Examinarea peștilor

Examenul clinic s-a aplicat pe teren prin realizarea anchetei clinice și prin examinarea directă a peștilor. Acest tip de examen s-a efectuat mai ales la peștii muribunzi sau cu semne clinice vizibile .

Examinarea clinică a urmărit, înafara observării peștilor vii, aprecierea datelor hidrotehnice ale bazinului piscicol, stabilirea datelor epidemiologice și recoltarea de probe de ape sau mal în vederea efectuării unor analize fizico chimice. Examinarea directă a peștilor s-a efectuat în fermă în momentul pescuitului și în momentul livrării peștelui.

Inspecția s-a aplicat peștilor adunați în năvod, urmărind mișcările de înot ale acestora. Inspecția generală urmărește aprecierea conformației generale a corpului, dispunerea solzilor, prezența unor anomalii la nivelul corpului și a înnotătoarelor. La inspecția fiecărui individ s-a urmărit prezența solzilor, forma corpului și prezența anomaliilor (traume dobândite sau anomalii congenitale).

La branhii s-a aplicat o secțiune de ansamblu, aprecindu-se culoarea, prezența paraziților și integritatea acesteia. Deasemenea s-au inspectat globii oculari și înnotătoarele. Palpația s-a efectuat asupra corpului în totalitate, apreciindu-se consistența, tonusul și reacția de răspuns a peștelui.

Examenul parazitologic

Examenul parazitologic s-a efectuat pentru identificarea ecto și endoparaziților, după metodele uzuale, în general acceptate în ihtioparazitologie (Bzchowsky- Pavlovkaya 1985, L. Brown 1995) pentru diagnosticarea ascaridiozei, anisakiozei, filometrozei, hepaticolozei, etc. Pentru identificarea ectoparaziților (ai globului ocular, piele, înotătoare), examenul parazitologic s-a realizat fie direct: prin fixarea și colorarea probelor și examinarea preparatelor. S-au recoltat probe de la suprafața pielii, înotătoarelor și branhiilor sau din formațiuni patologice.

Identificarea și examinarea endoparaziților s-a realizat prin examinare directă și a preparatelor microscopice din organele interne: intestin, ficat, stomac, vezică înotătoare, splină, creier, glandele sexuale, etc.

S-a mai examinat sistemul digestiv și sistemul excretor .

5.4 Examinarea păsărilor ihtiofage

Examinarea păsărilor ihtiofage s-a făcut pe teren și în laboratoarele specializate. Păsările găsite moarte au fost examinate pe teren. Păsările care nu s-au putut examina pe teren au fost congelate și păstrate pentru o examinare mai amănunțită.

Examinarea pasărilor ihtiofage s-a făcut de la distanță cu ochiul liber si cu binoclul, deoarece se speriau ușor și își luau zborul. S-a urmărit de la distanță, prin inspecție, simetria corpului , pielea și penajul, capul, gâtul, gura, ciocul, ochii, aripile și picioarele. Penele ar trebui să fie colorate uniform (orice zone subțiri de pene- indică boli sau probleme de nutriție în timpul creșterii penelor). Prezența unui număr mic de paraziți externi pot fi întâmplătoare, pe când un număr mare de păduchi pe penele căzute indică o pasăre debilitată. Acești paraziți externi au fost observați și la unele păsări decedate recent.

Am găsit pe insulă un stârc de baltă tânăr cu tulburări locomotorii (mers greoi și după o anumită perioadă de mers cădea brusc jos). Am palpat aripile și picioarele cu grijă, pentru depistarea eventualelor fracturi sau luxații, manipulând cu grijă animalul speriat. Aripile au fost examinate pe rând, în timp ce cealaltă aripă era ținută imobilizată de corp. Picioarele au fost palpate și manipulate pe rând, în timp ce celălalt picior era ținut imobilizat, deoarece pasărea avea picioarele lungi și se manipula greu. Pasărea nu avea inel la picior. În urma examinării am constat o fractură la aripa dreaptă. Pasărea era foarte slăbită deoarece nu își putea procura hrana. În cele din urmă pasărea a murit. Am efectuat examenul necropsic, leziunile fiind predominant distrofice.

Materialul luat în studiu a fost constiuit din pești din speciile redate în tabelul 2 și păsările ihtiofage redate în tabelul 1.

Tabel. 2 Iventarul speciilor ihtiologice a iazului Hănești

Între anii 2008-2014 s-a efectuat un studiu ornitofaunistic la solicitarea SC. GEMA SRL., în scopul evaluării pagubelor produse de către păsările ihtiofage care sunt prezente în permanență (sedentare) sau formează aglomerări în anumite perioade ale anului și ce rol au acestea în răspândirea parazitozei. Păsările migratoare au un rol important deoarece produc infestații pe zone întinse. Referitor la speciile clocitoare, au fost observate:

Tabel. 3 Inventarul speciilor avifaunistice de interes comunitar din zona iazului Hănești și starea de conservare a acestora

OV –oaspeți de vară , FV-favorabil , RI –rar iarna , MP-migrator parțial , P –pasaj

Pe perioada 2012-2014 s-au observat stoluri mari de rațe și cormorani care veneau primăvara-vara pentru a se hrăni și cloci în ecosistemul fermei Hănești. Pe la sfârșitul iernii păsările iși luau zborul către alte zone piscicole.

CAPITOLUL 6 METODE DE DIAGNOSTIC

6.1 Examenul coproparazitologic

S-au recoltat probe de fecale de la păsările ihtiofage și păstrate în recipiente sterile la frigider. Diagnosticul parazitologic vizează examinarea fecalelor sub aspect macroscopic și microscopic. Examinarea microscopică a fecalelor include examenul ovoscopic și larvoscopic. Examenul macrosopic al fecalelor se face pentru depistarea parazițiilor adulți sau a fragmentelor de paraziții, eliminați spontan de gazda. Fecalele se examinează în stare proaspătă sau recent eliminate.

În cazul prezenței parazițiilor, prelevarea acestora se face cu ajutorul unei pense și se pun într-un recipient steril cu ser fiziologic sau substanțe conservante cum ar fi formolul și alcool (etilic sau metilic). Se examinează caracterele morfologice pentru identificarea genului sau speciei de paraziți. Examenul macrosopic al fecalelor are valoare orientativă și nu poate exclude prezența unei alte parazitoze, depistarea acestora fiind greu de realizat datorită ciclului biologic complex al parazitului.

Examenul microscopic al fecalelor

Tehniciile de examininare la microscop ale fecalelor diferă în funcție de specie și compoziția fizico-chimică a acestora. Pentru o examinare mai adecvată se recomandă ca preparatele să fie examinate în totalitate, inițial cu ob x10, apoi cu un obiectiv mai mare împreună cu o soluție clarificatoare, să se recunoască elementele parazitare aflate în tranzit, nespecifice sau pseudoparaziții, respectiv sporii, bule de aer, grăsime, granule de polen. Metodele coproparazitologice sunt calitative și cantitative. Metodele calitative pot identifica ouă (ovoscopice) sau larve (larvoscopice).

Metodele ovoscopice concentrează ouăle prin flotație sau centrifugare. Metodele mai pot fi simple, metode extemporanee, metode de concentrare.

Metodele simple sunt expeditive, dar dezavantajoase, întrucât realizează o cantitate redusă de fecale cu șanse mici de identificare a elementelor parazitare.

Metodele de concentrare sunt mai laborioase și se aplică cu rezultate mai bune ouălelor de helminți.

Metodele ovoscopice de concentrare

Prin aceste metode se realizează concentrarea tuturor elementelor parazitare dintr-o cantitate redusă de materii fecale în vederea examinării la microscop. Metodele sunt de două tipuri: fizice sau hidrostatice; chimice sau difazice. După prelevarea probelor și pregătirea acestora pentru examinare am ales ca metodă de identificare metoda de flotație. Metoda de flotație necesită soluții chimice cu o densitate mai mare decât a elementelor parazitare(ouă de helminți), determinând plutirea oochiștilor la suprafața soluțiilor și prelevarea lor pentru examinarea microsocopică.

Cele mai utilizate soluții sunt:

soluție saturată de clorură de sodiu

soluție de sulfat de magneziu 35%

soluția de iodomercurat de potasiu

soluție saturată de zahăr, soluție săturată de carbonat de potasiu

Cea mai utilizată metodă metodă de flotație este metoda Willis (fig. 15).

Fig. 14 Metoda de flotație Willis pentru depistarea nematodelor

Materiale necesare: probe de fecale de păsări parazitate, pahar Berzelius, balon Erlenmayer de 50-100 ml, lame de sticlă, mojar, sită metalică cu ochiuri mici, spatulă, soluție saturată de clorură de sodiu cu densitatea 1200.

Tehnica de lucru: Proba de fecale se pune într-un pahar Berzelius care conține perle de sticlă și o cantitate redusă de soluție clorură de sodiu. Se omogenizează și se mai adăugă soluție supraconcentrată de NaCl. Amestecul se filtrează prin sită metalică într-un alt recipient (îndepărtându-se resturile grosiere). Suspensia obținută se pune într-un pahar Erlenmayer și se adaugă soluție suprasaturată de clorură de sodiu, până când, la suprafața paharalui se formează un menisc convex. Peste menisc se așează o lamă care să acopere gura paharului, fără ca lichidul să se prelingă. Se lasă în reapaos 2-30 min. Apoi printr-o mișcare rapidă se ridică lama fără a pierde picătura care aderă de lama. Se aplică o lamelă și se examinează la microscop.

Prin această metodă se indică chisturile și oochisturile de protozoare, ouăle de nematode. Metoda are valoare limitată, fiind condiționată de mai mulți factori, diagnosticul fiind greu de realizat. Nu s-au găsit ouă de nematode în fecalele păsărilor recoltate.

6.2 Examenul anatomo-patologic

6.2.1 Tehnica necropsiei la pești

Fig. 15 Examinare necropsică la caras

La exteriorul corpului au interesat leziunile (plăgi, ulcere, noduli) rezultate în urma acțiunilor traumatice sau a infestațiilor cu paraziți macroscopici. Uneori s-a recoltat mucus de la nivelul pielii și înnotătoarelor, în vederea efectuării examenului microscopic.

Branhiile s-au examinat după secționarea parțială sau totală a opercului, urmărindu-se aspectul general, respectiv culoarea și prezența hemoragiilor ca rezultat al atacului paraziților, prezența unei cantității excesive de mucus sau chiar a fenomenului de hiperplazie a lamelor branhiale.

Pentru examenul histopatologic s-au prelevat branhii întregi de la peștii de talie mică sau porțiuni de 1-2 cm din arcul branhial la peștii de talie mare care au fost depozitate în recipientul cu soluție fixatoare (formol 10%).

Necropsia peștelui s-a efectuat conform cu datele din literatura de specialitate (Oprean și colab.). Peștele așezat în decubit lateral s-a incizat în lungul abdomenului după care s-a decupat peretele abdominal lateral cuprins între opercul, coloana vertebrală și pendunculul caudal, descoperindu-se astfel masa viscerală. Inițial, s-a examinat partea internă a peretelui abdominal apreciindu-se prezența parazițiilor( eventual închistați) sau a hemoragiilor.

S-au inspectat în ansamblu organele interne, la care s-au notat modificările privind forma, dimensiunile, coloritul și poziția lor. S-au înregistrat congestia, hemoragiile sau procesele inflamatorii și prezența lichidului ascitic. S-a examinat vezica biliară, precum și vezica înnotătoare care poate prezenta congestie sau hemoragii punctiforme. Fiecare organ s-a examinat în parte, înregistrându-se dimensiunile, coloritul, consistența, vascularizația, neoformațiile. Pentru efectuarea examenelor histopatologice, s-au recoltat și fixat porțiuni din marile organe: ficat rinichi, splină. Intestinul s-a secționat pe toată lungimea, pentru aprecierea modificărilor mucoasei intestinale și recoltarea paraziților identificați. Pentru modificările histologice ale mucoasei s-au recoltat porțiuni din intestin ce au fost introduse apoi în soluția fixatoare. S-au efectuat secțiuni în musculatură, mai ales în cea a pereților abdominali, pentru depistarea paraziților neîncapsulați sau neînchistați, cum ar fi nematodele din genul Eustrongylides. Sistemul nervos s-a examinat prin deschiderea cutiei craniene, evidențierea encefalului și recoltarea acestuia în vederea examinării histopatologice. Examinarea histopatologică a urmărit recoltarea, fixarea, colorarea și examinarea propriu-zisă. Colorațiile efectuate au fost HEA, pentru aspecte tisulare de ansamblu, Acid Periodic-Fuxina-Schiff și May-Grünwald-Giemsa pentru detalii celulare.

Diagnosticul suspicionat pe baza unui examen necropsic se va confirma prin examen de laborator. Rezultatele examenului de laborator depind de modul de recoltare a probelor, de condițiile de conservare și transport. Probele recoltate au fost puse în recipiente sterile, ermetice, păstrate în spații special amenajate sau în frigider. Materialul patologic expediat la laborator a fost însoțit de o notă de însoțire ce cuprinde: nr. probelor și felul lor, data recoltării, ziua și ora, date clinice despre evoluție etc.

6.2.2 Tehnica necropsiei la păsările ihtiofage

Planul examenului necropsic la păsări:

Partea informativă (Anamneză)

Partea descriptivă:

Examenul exterior: aspecte generale, piele, mucoase aparente, urechea externă, țesutul conjunctiv subcutanat + timus

Examenul interior: cavitatea toraco-abdominala, cavitatea pericardică, cord, ficat, splină, tub gastrointestinal, aparatul genital, bursa lui Fabricius, rinichi, pulmoni + sacii aerieni, cavitatea bucală, esofag + ingluvie, trahee, cavitatea nazală + sinusurile, globii oculari, encefal, nervii sciatici, musculatura somatică, articulații, oase, stomac, intestin.

Diagnostic (diagnostic anatomopatologic, boala)

Observații (examene de laborator, recomandări)

Examenul exterior

Aspectul general al cadavrului:

Au fost examene defectele de aplomb și devierea coloanei vertebrale (în urma traumatismelor).

Examinarea pielii și penelor

S-a examinat cu atenție pielea din regiunea capului: creastă, bărbițe, pleoape și apoi pielea extremităților picioarelor. S-a apreciat culoarea, elasticitatea și grosimea. Leziunile pielii sunt reprezentate de plăgile traumatice, produse de prădători sau prinderea în plase. Unele păsări prezentau lipsa unor pene .

Examinarea mucoaselor aparente: mucoasă conjunctivală, bucală și cloacală nemodificate.

Jupuirea și examinarea țesutului conjunctiv subcutanat

Cadavrul s-a fixat în poziție dorsală și s-a deplumat pe fața ventrală a regiunilor cervicală și toraco-abdominală, ca și pe fața internă a membrelor. Se practică o butonieră în pielea de la nivelul procesului xifoidian al sternului, după care se dilacerează țesutul conjunctiv subcutanat și pielea se resfrânge lateral. Nu au fost întâlnite leziuni.

Examenul intern

Fig. 16 Examinare necropsica la cormoran

Deschiderea și examinarea cavității toraco-abdominale

Se practică o incizie în peretele ventral al cavității, imediat înapoia procesului xifoidian al sternului. Manipularea se face cu grijă, cu ajutorul unei sondei canelate și cu cealaltă mână executând secțiuni cu foarfecele. Acestea sunt: una pe linia mediană până la cloacă și alte două secțiuni laterale, simetrice, până la nivelul paletelor iliace. Se va ridica în continuare plastronul sternocostal. Pentru aceasta se practică două secțiuni simetrice și convergente, orientate caudo-cranial și ușor oblice în sus, de la paletele iliace până la jumătatea claviculelor. Plastronul va fi format din: stern, coastele sternale ca și porțiunea ventrală a celor vertebrale și din musculatura pectorală. Nu s-au întâlnit leziuni.

Eviscerarea și examinarea ficatului

Ficatul se eviscerează secționând vasele, canalul cistic și ligamentele de susținere. În manipularea ficatului se are grijă să nu se deterioreze vezica biliară. Ficatul poate avea culoare galben-ruginie în unele boli infecțioase sau din cauza procesului de înghețare-dezghețare.

Eviscerarea și examinarea aparatului genital

La masculi se eviscerează testiculele secționând mezorchimul și apoi se examinează prin secționare pe marginea convexă. La femele se eviscerează ovarul, oviductul și cloaca în urma secționării circulare a pielii din jurul orificiului cloacal (fig. 18, fig. 19)

Fig. 17 Aparat genital 1- Femelă; 2- Mascul

Fig. 18 Aparat genital femel (1) și mascul (2): în detaliu

Eviscerarea tubului gastrointestinal

Pe tubul gastrointestinal se aplică trei ligaturi: la intrarea în porțiunea glandulară a stomacului, în porțiunea terminală a duodenului și pe rect, în apropierea cloacei. În urma secționării între cele două fire la fiecare dublă legătură, tubul gastrointestinal va fi eviscerat în două blocuri: unul constituit din stomac, duoden și pancreas, celălalt din jejun, ileon, saci cecali, colon și rect.

Examinarea tubului gastrointestinal începe cu deschiderea porțiuni glandulare a stomacului în lungul acesteia. După observarea atentă a porțiunii glandulare se deschide pe marea sa curbură și porțiunea musculară (fig. 21). Se îndepărtează conținutul și se examinează integritatea și aspectul de culoare ale cuticulei. Cuticula se decolorează, apreciinduse gradul de aderență la mucoasă, culoarea și integritatea mucoasei, precum și grosimea stratului muscular al peretelui.

Intestinul se deschide pe toată lungimea lui, pe mica sa curbură. Se va cota diametrul tubului intestinal, culoarea, grosimea peretelui, depozitele patologice de la nivelul mucoasei intestinale (fig. 22). Se recurge adeseori, după necesitățile de diagnostic, la determinarea ph-ului intestinal sau la examenul parazitologic direct, între lamă și lamelă al conținutului intestinal sau al raclatului de mucoasă.

Fig. 19 Examinarea stomacului

În stomac s-au găsit adulți de Contracaecum rudolphii împreună cu pești digerați. Larvele s-au recoltat într-un vas steril în alcool metilic și în formol, pentru o examinare mai amănunțită.

Fig. 20 Examinarea mucoasei gastrice: înainte (1) (cu prezența de paraziți adulți de C. rudolphii) și după spălare(2)

Fig. 21 Examinarea masei intestinale (duoden, jejun, cecum)

6.3 Examenul hitstopatologic

În toate păsările examinate, nematozii adulți erau atașați de mici zone de mucoasă gastrică, de aproximativ 0,2 cm, zone neregulate, de culoare roșie, în comparație cu suprafața mucoasei colorate cafeniu în stare normală. S-a recoltat probe din mucoasa gastrică lezionată.

S-au efectuat secțiuni de 2 mm, care s-au recoltat în recipiente sterile, după care s-au colorat prin metoda Giemsa.

Fig. 22 Prezența C. Rudolphii in mucoasa gastrică

Colorația Giemsa constă în

– Fixarea frotului cu soluție fixatoare, timp de 5 minute;

– Clătirea cu apă distilată;

– Hidrolizare cu HCl 1N la 60° timp de 8 minute;

– Clătire de 2 ori cu apă distilată;

– Colorare cu soluție Giemsa sol. 1:20 (pH – 7-7,2) timp de 20 de minute;

– Clătire cu apă distilată;

– Deshidratare cu etanol de trei ori la concentrații crescânde (80 °, 90°, și alcool absolut);

– Decolorarea cu xilen timp de câteva secunde;

– Fixarea lamelei cu balsam de Canada.

Examinarea histopatologică s-a efectuat in cadrul Facultății de Mediciină Veterinară, Clinica de anatomie patologică și Clinica de parazitologie și boli parazitare Iași.

Fig. 23 Mucoasă gastrică: granulom parazitar cu centru necrotic și infiltrații leucocitare perifocale

Fig. 24 Porțiune de mucoasă gastrică cu Cotracaecum rudolphii secționat transversal

Fig. 25 Porțiune de mucoasă gastrică care prezintă: A-zonă de necroză severă;

B-infiltrații leucocitare

Fig. 26 Contracaecum rudolphii secțiune histologică: A: porțiune esofag;

B: apendice ventricular; C: cuticulă

Metode indirecte de diagnosticare ale helmintozelor

Probele recoltate au fost ținute în formol și alcool etilic.

Fig. 27 Adulți de paraziți recoltați din stomacul de cormoran

Larvele de paraziți au fost colorate și examinate:

Colorare cu iodură de potasiu – larvele au fost ținute 1 săptămână (iodura de potasiu fiind folosită pentru colorarea cuticulei);

Clarificare cu acid lactic- adulții au fost ținuti 2 săptămâni;

Titrarea cu tiosulfat de sodiu, de concentrație 10-20-40% (folosit pentru decolorarea iodului);

Spălare cu apă distilată;

Spălare treptată cu alcool etilic, de concentrație 10-20-50-80%;

Examinare la microscop cu ob. x10.

Fig. 28 Contracaecum rudolphii înainte și după colorarea cu tinctură de iod

Metodele indirecte de diagnostic a helmitozelor evidențiază reacțiile tisulare și umorale induse de parazitul sau paraziții din organismal gazdei. Reacțiile tisulare vizează modificările sângelui, respectiv oscilațiile formulei leucocitare, cu modificarea raportului eozinofilic în plan general cât și local.

6.5 SEM

Microscopul electronic cu scanare (SEM) este un tip de microscop electronic care produce imagini ale unui eșantion prin scanare cu un fascicul focalizat de electroni. Electronii interacționează cu atomii din eșantion, produc diverse semnale care pot fi detectate și apoi traduse informațiile despre topografia și compoziție eșantionului. Fasciculele de electroni sunt în general scanate într-un model de scanare rastru, când poziția fasciculului este combinată cu semnalul detectat pentru a produce o imagine. SEM poate realiza o imagini chiar de 1 nanometru. Speciile pot fi observate numai în condiții speciale de vid, de umiditate și o gamă largă de temperaturi criogenice sau ridicate. Scanarea probelor se face prin detectarea electronilor, astefel se creează o imagine.

Sem s-a efectuat la Institutul de chimie macromoleculară Petru Poni.

Protocol de lucru

Țesuturile ce vor fi supuse examenului prin microscopie electronică trebuie supuse procesului de fixare într-un timp foarte scurt de la recoltare. Viteza de conservare depinde de viteză de pătrundere și de capacitatea fixatoare a substanței utilizate, proprietăți care la rândul

lor depind de pH, polaritate, temperatura, durata fixării, concentrația utilizată și dimensiunea probei. Criteriile de apreciere a unei bune fixări și conservări sunt: absența rupturilor la nivelul membranei, spațiul dintre foițele membranei nucleare trebuie să fie de uniform, absența golurilor în citoplasmă și modificarea dimensiunii mitocondriale. Substanțele cele mai utilizate în fixare sunt glutaraldehida și tetraoxidul de osmiu, deasemenea în vederea obținerii unor rezultate reale trebuie ținut cont de și de următorii factori: grosimea probei,compoziția probei și voltajul utilizat (Luis Montuntega Badia et al., 2009).

Glutaraldehida este cea mai utlizată în fixarea preparatelor utilizate în microscopia electronică. Glutaraldehida crează legături între nucleoproteine spre deosebire deformaldehida care se legă și de ADN. Se recomandă fixarea fragmentelor de țesut (0,5-1,0mm³) la temperatura scăzută de 4°C a țesuturilor pentru a încetini procesul de autoliză cadaverică. Ph-ul soluției tampon este foarte important deoarece influențează capacitatea de decolorare a organitelor celulare dar și masa moleculară a proteinelor. pH-ul tamponului utilizat trebuie să fie la o valoare apropiată de ce a țesutului (6 -8 U. pH) și să se utilizeze aceiași soluție atât în etapa de fixare cât și în cea de post fixare. Concentrația soluției utilizate în fixare este foarte importantă deoarece: dacă este prea mare se produce distrugerea structurii celulare iar dacă este prea mică se prelungește timpul de fixare, ceea ce poate duce la eliberarea componentelor din celulă .

Soluția cea mai utilizată este:

Glutaraldehida 2,5 % în 0,1M tampon cocodilat de sodiu cu 0,6 M Sucroza

1M tampon Cocodilat de sodiu………250ml

Glutaraldehida 25 %…….. …………….50 ml

Sucroza……………………………….100 ml

Apă distilată………………………….500g

Includerea probelor se face în rășină epoxidică la temperaturi înalte deoarece nu modifică volum țesutului. Se mai pot utiliza și rășinile acrilice al căror avantaj este ca nu necesită temperaturi înalte pentru polimerizare, acest lucru realizându-se cu o lampă UV(Luis Montuntega Badia et al., 2009). Secționarea țesuturilor la microtom în secțiuni semifine de 1 µm (pentru microscopie optică și alegerea zone din care se vor face secțiuni ultarafine), și secțiuni fine de 10–100 nm (pentru examenul prin microscopie electronică). Grosimea secțiunilor poate fi apreciată după culoarea reflectată, de o lumină proiectată de deasupra, astfel (Luis Montuntega Badia et al.,2009):

culoarea gri– reprezintă o grosime se 60 nm, proba fiind ideală pentru studierea la rezoluție înaltă;

culoarea piatinii– reprezintă o grosime de 90 nm, proba fiind utilizată pentru studiu ultrastructural;

aurie– reprezintă o grosime de 90–150 nm , proba fiind utilizată în autoradiografie

purpurie– reprezintă o grosime de 150–190 nm proba fiind de calitate foarte slabă

Următoarea etapă constă în supunerea secțiunilor unei tehnici de contrast. Acestea pot fi de contrast pozitiv sau de contrast negativ și se efectuează cu scopul de a accentua dispersia electronilor în diferite structuri celulare și conta în tratarea țesutului cu sarea unui metal greu.

Această etapă poate fi realizată înainte sau după includerea în rășină. Cea mai utilizată soluție este acidul fosfotungstic. O altă tehnică folosită în obținerea contrastului este pulverizarea unui metal pe suprafața de examinat și dintr-un anumit unghi pentru obținerea unei imagini clare a unei zone de suprafață (Luis Montuntega Badia et al., 2009).

Tehnica de lucru

Fixare timp de 10-15 minute, cu glutaraldehida și tetraoxid de osmiu 2%OSO4 (în apă distilată) sau doar cu glutaraldehidă 3-4% în 0,2M tampon fosfat sau tampon cocodilat la pH 7,2. Amestecul se prepară în momentul utilizării și se face cu o parte glutaraldehidă și 2 părți tetraoxid de osmiu. Spălarea celulelor cu apă distilată și apoi deshidratarea acestora. Fixarea doar cu glutaraldehidă în scopul examinării prin SEM nu oferă o calitate foarte bună a probelor deoarece nu asigură o bună conservare a suprafaței celulelor. Volumul necesar pentru fixare trebuie să fie de 4 ori mai mare decât volumul celulelor. Timpul de fixare este de maxim 2 minute. Spălarea soluției fixatoare se face cu apă distilată în 2 băi timp de 1 minut fiecare baie. Atașarea celulelor la suprafață de procesare, prin transferul acestora de pe o suprafață tapetată cu polilizină pe lame de sticlă rotunde pentru SEM . Deshidratare celulelor în mai multe serii de alcool sau etanol, uscate până la nivelul de punct critic. Lamelele pot fi introduce în pătrate mici prevăzute cu dublu strat adeziv placate cu aur sau cu o combinație de aur-platină (Attia,H.F și colab.).

Fig. 29 Extremitatea anterioară a C. rudolphii

Se observă buzele ce mărginesc orificiul bucal și aripile laterale.

Fig. 30 Extremitatea cefalică în detaliu: buze și papile ovale dispuse radiar

Cavitatea bucală formată din trei labii/buze dispuse radiar, fără creste denticulare, labile dorsale cu două papile ovale, fiecare formată din fuzinea celor două papile originale, două labii ventrolaterale, fiecare având o papilă laterală ovală, la fel formată din fuziunea celor două papile originale și un por amfidial (cu rol de recepție a variațiilor de pH) și două auricule. Buzele sunt mai mult groase decât lungi. Interlabia este foarte bine dezvoltată cu două terminații bifide distale. Porii excretori se deschid sub porțiunea interlabială ventral. Esofagul dotat cu un mic ventricul globular și un ventricul posterior apendicular.

Fig. 31 C. rudolphii: aripi cuticulare laterale (detaliu)

Fig. 32 C. rudolphii: extremitatea posterioară la mascul cu spicululi

Masculii au corpul de 18-31 (25±3,4) µm și lungimea de 306-598 (481±7) µm. Esofagul muscular cu o lungime de 2,4-3,8 (3,1±0,5) µm ,cecumul intestinal cu o lungime de 2,1-2,9 (2,4±0,3) µm, ventriculul apendicular cu o lungime de 0,8-1,2 (1,0± 0,1) µm.

Spiculi sunt similari, de dimensiuni egale: spiculul drept 4,5-7,5(6,2±0,9) µm lungime.

Spiculul stâng 5,9-8,2 (7,1±0,8) µm de la sfârșitul extremității posterioare.

Coada este conică, cu peste treizeci de perechi de papile proximale, una sau două papile cloacale, șapte perechi de papile distale, primele două perechi sunt situate una după alta, două ventrolaterale și două perechi dorsolaterale situate între papilele ventrolaterale. Porii phasmidiali (cu rol in recepția feromonilor) situați deasupa unei papile mai mici, între papilele ventrolaterale.

Fig. 33 C. rudolphii: extremitatea posterioară la femelă

Femelele au corpul de 23-52(41,8±7,5) µm lungime și cu o grosime de 0,5-1,1 (0,8±0,1) µm. Esofagul muscular cu dimensiune de 2,4-5,4 (4,2±0,8) µm, cecumul intestinal de 1,6-3,6 (2,9±0,6) µm, apendicele ventricular cu dimensiune de 0,6-1,5 (1,2±0,2) µm, anusul de 0,2-0,6 (0,4±0,1) µm de la sfârșitul extremității poesterioare. Vulva cu o dimensiune de 9,7-21,3 (15,2±2,5) µm de sfârșitul extremității anterioare.

Cap 7. Profilaxia, tratament și combatere

Profilaxia este nespecifică și urmărește întreruperea ciclului biologic al parazitului, prin limitarea contactului dintre păsările ihtiofage și peștii din ferma piscicolă Hănești.

S-a încercat amenajarea de bazine care nu permit contactul păsărilor ihtiofage cu peștii. Bazine de dimensiuni mici înconjurate de gard, cu plase înalte care nu permit trecerea păsărilor. S-a încercat alungarea păsărilor cu ajutorul mijloacelor sonore: bubuituri și sunete puternice. Rezultatele au dus la diminuare contactului dintre pești și păsările ihtiofage. O altă metodă de profilaxie constă în congelarea peștilor pentru marfă la -20șC, care distrug stadiile larvare, dar depreciază calitatea peștelui. Această metodă se poate practica în fermele infestate masiv pentru a mai recupera ceva din investiții. La ferma piscicolă Hănești nu a fost cazul.

Tratamentul peștilor este greu de realizat deoarece trebuie realizat pentru fiecare idivid în parte. Din punct de vedere economic nu este profitabilă această metodă și mulți crescători preferă alte metode de distrugere al nematodozei peștilor. Mulți piscicultori recomandă tratarea termică corectă a peștelui înainte de a fi consumat.

Fig. 34 Bazine cu pește, protejate de gard împotriva pasărilor ihtiofage

Rezultate și discuții

Un rol important în declașarea unei infestații majore cu C. rudolphii îl are alimentația, starea de întreținere, predispoziția gazdei precum și gradul de infestare. Infestații mari s-au întâlnit la păsările ihtiofage bătrâne care au consumat pești infestați în cantități mari. Sexul nu influențează în mare măsură receptivitatea gazdei, deși femelele de cormorani au prezentat infestații parazitare mai mari decât masculii.

La examenul clinic efectuat asupra peștilor recoltați s-au constat următoarele:

din cei 100 de pești aparținând speciilor: crap (40 exemplare, 40%), caras (30 exemplare, 30%), novac (30 exemplare, 30%) s-a constatat prezența unor leziuni cutanate interesând regiunea penduncului caudal la 22 indivizi, ale abdomenului la 46 indivizi;

leziunile au fost in general de tip traumatic, produse de prădători sau prin ustensile de pescuit, iar la 11 exemplare s-au constatat ulcerații datorate infecțiilor cu Aeromonas. Nu s-au constatat infestații cu helminți.

Examenul clinic al păsărilor ihtiofage a fost efectuat de la distanță, cu ochiul liber sau cu binoclul. A urmărit identificarea faunistică, supravegherea stării de sănătate, evaluarea numerică și comportamentul păsărilor în sit. Am constatat că pe parcursul celor aproape 3 ani de observații, populațiile de cormorani, stârci, egrete și pescăruși nu s-au modificat semnificativ. La inspecția habitatului au fost identificate cca. 70 de cadavre de păsări ihtiofage, din care 30 în stare proaspătă, asupra cărora s-au făcut examen necropsic, de la care s-au recoltat probe. Cele 30 de păsări aparțineau speciilor: cormoran (19 păsări ), stârc (8 păsări) și pescăruș (3 păsări).

Examenele paraclinice

ex. coproscopic la pești: ex. coproscopic efectuat din fecalele peștilor recoltați nu au pus în evidență ouă de helminți, ci doar torofozoiți și chiști de protozoare.

ex. coproscopic la păsările ihtiofage

Majoritatea examenelor coproscopice efectuate din fecale de păsări ihtiofage recoltate de la sol au fost negative primăvara și vara și slab pozitive toamna. Chiar și din fecalele recoltate din rect de la cadavre rezultatele au fost similare. Concluzia acestui fapt este că infectarea cormoranilor se produce în perioada de migrație, iar în ecosistemul fermei Hănești se produce evoluția L3- adult, care se reproduc vara, către toamnă. Asta ar explica absența larvelor de Contracaecum la peștii examinați.

Ex. Necropsic

Ex. necropsic efectuat la peștii recoltați din ferma piscicolă Hănești nu a dus la identificarea helminților specifici acestor viețuitoare.

Ex. necropsic la păsările ichtiofage recoltate de pe teritoriul fermei piscicole Hănești a dus la identificarea unor infestații cu Contracaecum rudolphii la cormoran (Phalacrocorax carbo) ce varia ca intensivitate de la 40-70 exemplare/individ .

Tabel 4 Infestații cu Contracaecum rudolphii la masculii și femelele de cormoran, prinvind numărul de larve/individ

Nematodele au fost examinate macroscopic (fig. 27), folosind lupa binoculară (fig. 28) și identificarea pe baza caracterelor morfologice și prin morfometrie. Prezența celor 3 buze ușor bifide în partea superioară (fig.29 ,fig. 30) intercalate cu papile ovale într-un model radiar au dus la orientarea cercetărilor de identificare către fam. Anisakidae, gen. Contracaecum.

Prin SEM au fost obținute imagini detaliate a 6 exemplare adulte, 2 masculi și 4 femele, restul de 9 viermi supuși procedurii, fiind distruși in procesul de preparare al probelor. Compararea imaginilor obținute cu cele din bibliografia consultată si descrierea determinatoare a dus la incadrarea parazitului în specia Contracaecum rudolphi. În cadrul acestei specii sunt cunoscute 5 subspecii, sau tipuri, notate cu A- E. Identificarea subspeciei se va face prin PCR intr-un studiu ulterior. Pentru identificare au fost luate in calcul morfologia externă- extremitatea cefalică cu 3 buze caracteristice, papilele ovale, aripile cervicale si laterale (fig.29, fig.30), orificiile foselor olfactive, amfide și phasmide, poziția papilelor pre și post cloacale, lungimea si forma spiculilor ( fig.32 ) la masculi.

Secțiunile histologice efectuate prin organul lezionat au dus la identificarea de granuloame parazitare, fie larva era înconjurată de o reacție tisulară (fig.23, fig.24) în care se observă infiltrații de fibroblaste și infiltrații de limfocite, fie larva era distrusă lăsând in loc un detritus necrotic (fig.25). Fixarea parazitului adult in mucoasă a dus la apariția de ulcerații, infiltrații de leuocite, edeme și congestii perifocale, cu evidențierea parazitului in secțiunea transversală (fig.24). În imaginea din fig.26 se observă o secțiune prin treimea anterioară a parazitului în regiunea esofagiană, la acest nivel se constată structura musculară triradiată, caracteristică esofagului la nematode, dar și o formațiune cu un grad de specificitate mai ridicat, ventriculul cu rol de glandă anexă de tip salivar (fig. 26). Având in vedere că, cu excepția unui stârc capturat viu, din cauza unei fracturi la o aripă, toate celelalte păsări au fost găsite moarte, unele leziuni necropsice comportă un mare grad de subiectivitate.

Peștii recoltați au fost supuși examenelor necropsice și parazitologice specifice identificării nematodelor, inclusiv digestia artificială pentru stadiile larvare din musculatură, rezultatul tuturor acestor investigații fiind nul.

Putem concluziona în baza cercetărilor efectuate, dar sub rezerva unui eșantion relativ mic de pești și păsări ihtiofage, este posibil ca infecția cu C. rudolphii să se producă la gazda definitivă in perioada de migrație, iar atingerea stadiului de adult să se producă in țara noastră cu puțin timp înaintea unei noi migrații. La această ipoteză concură și faptul că la exemplarele de cormorani recoltate vara și primăvara am găsit larve de Anisakide în peretele gastric, iar cei recoltați toamna doar adulți. Această constatare, împreună cu ipoteza ca subspecia de C. Rudolphii identificată la Hănești are alte gazde intermediare decât fauna locală, ar justifica lipsa acestor anisakide din peștii examinați în condițiile prezenței, uneori masive, în gazdele definitive.

CONCLUZII

În perioada 2012-2014 în cadrul fermei piscicole Hănești au fost recoltate și examintate cadavrele a 30 de păsări ihtiofage.

Au fost recoltați 100 de pești, majoritatea morți sau muribunzi, o parte cu semne clinice anormale care au fost investigați clinic, paraclinic și anatomopatologic.

La păsările ihtiofage au fost depistate infestații de grade diferite cu Contracaecum rudolphii.

Cea mai infestată (peste 90% din cazuri) a fost specia Phalacrocorax carbo (Cormoranul negru).

Cormoranii recoltați primăvara și vara erau infestați cu stadii larvare cantonați în mucoasa gastrică .

Cormoranii recoltați toamna prezentau stadiul de adult atașat de mucoasa de extremitatea cefalică.

Nu s-au depistat larve de Contracaecum la pești.

Este posibil că, fie infestația să se producă exotic, in perioada de migrație, iar atingerea stadiului de adult să se producă toamna, fie că gazdele intermediare ale C. Rudolphii, subspeciile identificate la Hănești, să fie exotice.

Profilaxia anisakiozei prin protejarea bazinurilor de puiet sau orice metodă de întrerupere a contactului între gazda definitivă și cea intermediară, în aceste condiții, rămâne fără obiect.

BIBLIOGRAFIE:

Acatrinei, D., ” Note de curs”,2012, Iași.

Antipa Gr., “Fauna ihtiologică a României de Dr. Gr. Antipa”, Colecția Operaomnia, Publicațiunile fondului Vasile Adamachi No. XVI, Ed. Tipomoldova, București

Attia,H.F., Mazher, K; Al‐Kafafy, M Rashed. Rand Abdel‐Aziz,A , “Histological and SEM studies on the ostrich’s esophagus (Struthio Camelus L.)”, Lucrări șintifice vol. 54, Medicină veterinară nr. 2, ed. Ion Ionescu de la Brad, 2011

Dziekońska-Rynko J., J. Rokicki,“Life cycle of nematode Contracaecum rudolphii Hartwig, 1964 (sensu lato) from northen Poland under laboratory conditions”, Helminthologia, 44, 3:95-102, 2007

Gache, Carmen „Dinamica avifaunei în bazinul râului Prut” 2010

Ghittino, P., „Tehnologia e patologia in aquacoltura- vol. 2”, Patologia Emilio Bono, Torino, 1985

Girișgin A.O., Aylin Alasonyalilar-Demirer, Oya Girișgin, “A Case of Contracaecum sp. (Ascaridida: Anisakidae) infection in dalmatian pelican (Pelecanus crispus)”, Kafkas Univ Vet Fak Derg 18 (Suppl-A): A227-A229, 2012

Iacob, Olimpia C., “Parazitologie și clinica bolilor parazitare la animale”. Ed.”Ion Ionescu de la Brad”, Iași, 2010 ISBN 973-147-066-2

Ilias Chaligiannis, Marco Lalle, Edoardo Pozio, Smaragda Sotiraki, “Anisakidae infection in fish of the Aegean Sea” , Veterinary Parasitology, 184 (2012),362-366, 2011

José F. R. Amato, Cassandra M. Monteiro, Suzana B. Amato, “Contracaecum rudolphii Hartwich (Nematoda, Anisakidae) from Neotropical Cormorant, Phalacrocorax brasilianus (Gmelin)(Aves, Phalacrocoracidae) in southern Brazil”, Revista Brasiliera de Zoologia, 23 (4): 1284-1289, decembrie 2006

J.Rokicki, Z. Soltysiak, J. Dziekońska-Rynko, J. Borucińska, “Patology associated with Contracaecum rudolphii (Nematoda: Anisakidae) infection in the great cormorant Phalacrocorax carbo (L. 1758)”, Helminthologia, 48, 1:29-35, 2011

Janina Dziekońska-Rynko, Jerzy Rokicki, Katarzyna Mierzejewska, Bogdan Wzatek, Aleksander Bielecki, „Location and developement of larvae Contracaecum rudolphii Hartwich 1964 (Nematoda:Anisakidae) in experimentally infected asps Leuciscus aspius (Linnaeus 1758) (Pisces: Cyprinidae)”, 2013 ISSN 1730-413X

Kanarek G., Jerzy Bohdanowicz, “Larval Contracaecum sp. (Nematoda: Anisakidae) in the Great Cormorant [Phalacrocorax carbo (L., 1758)] from north-eastern Poland: A morphological and morphometric analysis”, Veterinary Parasitology 166 (2009), 90-97, 2009

Koinari M., S.Karl, A. Eliot, U. Rzan, A.J. Lymbery., “Identification of Anisakis species (Nematoda: Anisakidae) in marine fish hosts from Papua New Guinea”, Veterinary Parasitology 193 (2013) 126-133, 2012

Laura Serracca, Emanuele Cencetti, Roberta Battistini, Irene Rossini, Marino Prearo, Elena Pavoletti, Maria Righetti, Brizio Di Donfrancesco, Carlo Ercolini, “Survey on the presence of Anisakis and Hysterothylacium larvae in fishes and squids caught în Ligurian Sea”, Veterinary Parasitology 196 (2013) , 547-551, 2013

Liag Li, Gua-Hua Liu, Yuan Zhang, Stefano D’Amelio,Dong-Hui Zhou, Zi-Guo Yuan, Feng-Cai Zou, Hui-Qun Song, Xing-Quan Zhu,“Further studies on Contracaecum spasskii Mozgovoi, 1950 and C. rudolphii Hartwich, 1964 (sensu lato) (Ascaridia:Anisakidae) from piscivorus birds in China”, 2012

MIRON L., ” Note de curs”,2011, Iași.

Munteanu Gabriela, Bogatu D., Tratat de ihtiopatologie, Ed. Excelsior art, Timișoara, 2003 ISBN 973-592-085-9

Montuega Badia Luis, Esteban Ruiz Francisco J., Calvo Gonsales Alfonso – 2009 –

“Técnicas en histologia y biología celular”, Editura Elsevier Masoson, pag 392;

Oprean O. Z., “Note de curs”, 2012, Iași

Pojoga I., Piscicultura modernă în apele interioare Ed a-3-a, Ed. Ceres, București, 1977

Rui-Qing Lin, Guo-Hua Liu, Yuan Zhang, Stefano D’Amelio, Dong-Hui Zhou, Zi-Guo Yuan, Feng-Cai Zou, Hui-Qun Song, Xing-Quan Zhu, “Contracaecum rudolphii B: Gene content, arrangement and composition of its complete mitochondrial genome compared with Anisakis simplex” , Experimental Parasitology 130 (2012), 135-140, 2011

Shokoofeh Shamsi și colab., “Genetic and morphological evidences for the existence of sibilings species within Contracaecum rudolphii (Hartwich,1964)(Nematoda:Anikasidae) in Australia”, , Parasitol Res (2009) 105:529-538,2009

Sindermann, C.J., „Principal Diasease of Marine fish and Shellfish”, Academic Press New York, Londra, 1970

Vulpe V, Paraziți și parazitoze ale peștilor dulcicoli, Ed. Stef, Iași, 2007 ISBN 978-973-1809-10-6

www.wikipedia.com

https://www.google.ro/maps/@47.9072818,26.9783448,14z