Influenta Conditiilor Si A Duratei DE Pastrare Asupra Continutului In Vitamina C A Unor Produse Vegetale

Cuprins

INTRODUCERE

Legumele și fructele reprezintă principala și aproape unica sursă de vitamina C. Toate celelalte produse alimentare, în cantitatea care se consumă obișnuit, nu pot acoperi decât o mică parte (10-15%) din nevoile de vitamina C ale organismului.

În general, fructele și legumele coapte la soare sunt mai bogate în vitamina C decât cele crescute la umbră.

Pe timpul iernii, o bună sursă de vitamina C o constituie murăturile, merele, varza și cartofii.

Prezența acidului ascorbic în fructe și legume este strâns legată de metabolism în special de procesele respiratorii, de aceea la depozitare suferă transformări profunde.

Stabilitatea vitaminei C depinde în mare măsură de produsul în care se găsește și de condițiile de mediu. Sub formă cristalizată are o bună rezistență atât la acțiunea oxigenului cât și la temperaturi înalte. În schimb, în soluții, se oxidează rapid. Procesul de oxidare este influențat de pH, temperatură, lumină și este catalizat de metalele grele. Valoarea pH-lui are o importanță determinantă, oxidarea fiind mai lentă cu cât pH-ul este mai acid.

Metalele grele, în special cuprul, exercită un efect catalitic ; acesta, chiar sub formă de urme, la concentrațiile în care se găsește în mod normal în alimente, este deosebit de activ. S-a stabilit că începând de la o concentrație de 3 mg Cu/kg, procesele de oxidare sunt catalizate deosebit de intens. Fierul este mai puțin activ decât cuprul, acțiunea lui fiind evidentă de la 25 mg/kg. Prezența cuprului și fierului în amestec cauzează un efect mai mare decât fiecare metal în parte.

Radiațiile ultraviolete provoacă distrugerea acidului ascorbic, efectul fiind mai puternic în prezența lactoflavinei.

În produsele naturale există substanțe care apără acidul ascorbic de oxidare, dar sunt și alte substanțe în prezența cărora se produce oxidarea. Astfel, din prima grupă fac parte substanțele reducătoare, diferiți aminoacizi, în special aminoacizii cu sulf (cisteina), substanțele proiteice, diferite enzime (catalaza, ascorbicreductaza). În cea de-a doua grupă intră ascorbicoxidaza, polifenoloxidaza, peroxidazele.

Ascorbicoxidaza este o cupruenzimă care este inactivată prin încălzire la 100oC, timp de 1 minut. Plantele care conțim ascorbicoxidază activă au și un conținut redus de vitamina C.

Ascorbicoxidaza transformă acidul dehidroascorbic în acid ascorbic asigurând păstrarea acțiunii vitaminice, plantele care conțin această vitamină caracterizându-se printr-un conținut mai ridicat de vitamină C.

Vitaminele sunt componente ale alimentelor necesare organismului în cantități catalitice, lipsa lor din hrană putând provoca îmbolnăviri grave, avitaminoze. Vitaminele reacționează la nivelul întregului organism (rol coordonator, integrator, regulator), la nivelul subcelular și molecular, unele din ele funcționând și drept coenzime.

Legumele și fructele pe lângă vitaminele pe care le conțin mai conțin și substanțe minerale, contribuind în mare măsură la mineralizarea organismului. Sunt bogate în potasiu și sărace în sodiu. Conțin fier, cupru, iod, fluor și alte elemente necesare organismului. După lapte și brânzeturi, legumele și fructele sunt alimente care asigură nevoia de calciu.

Legumele și fructele sunt necesare și pentru aportul de glucide, reprezentate mai ales prin glucoză, fructoză, zaharoză, adică cu moleculă mică, ușor de digerat și de absorbit. În cartofi, nuci, alune se găsește mult amidon.

Prin acizii organici pe care îi conțin, prin aromele, gusturile, culorile foarte variate etc. legumele și fructele înlătură monotonia mâncărurilor.

Capitolul I. PĂSTRAREA ÎN STARE PROASPĂTĂ A FRUCTELOR ȘI LEGUMELOR

I.1. Generalități

Păstrarea constă în ansamblul de operații, efectuate pentru menținerea calității produselor pe un anumit interval de timp, caracteristic fiecărei specii, în vederea prelungirii duratei de consum (Beceanu D. Și colab., 2003).

Depozitarea produselor horticole este o etapă a procesului de valorificare a legumelor și fructelor și constă în introducerea și menținerea acestora în spațiile de păstrare. Alegerea spațiului de păstrare și metodei de depozitare depind de proprietățile fizico – chimice și fizilogice ale produsului și de timpul de depozitare. (Banu C., 2009)

Capacitatea de păstrare este însușirea unui produs de a-și menține calitatea după recoltare.

Durata de păstrare este perioada în care produsul își menține calitatea proprie consumului în stare proaspătă, în anumite condiții de mediu (după STAS7322-84)

Păstrarea produselor horticole în stare proaspătă poate fi :

temporară – atunci când starea sau natura produselor nu o permite, dar și atunci când valorificatorul nu intenționează să o prelungească;

prelungită un interval de timp mai scurt sau mai lung, în funcție de posibilitățile și de dotarea de care dispune valorificatorul, precum și de caracteristicile (capacitatea de păstrare, starea de sănătate, gradul de maturare) proprii ale produsului.

Durata de păstrare medie posibilă , în condiții moderne poate fi:

de foarte scurtă durată (de ordinul zilelor) la ciuperci, legume verdețuri, tomate, vinete, căpșune, vișine, etc;

de scurtă durată (1-2 săptămâni) la ardei gras, castraveți, dovlecei, salată, afine, coacăze, etc;

până la o lună la conopidă, gulii, caise, pepeni verzi, pepeni galbeni, soiuri de piersici, etc;

pănă la 1-2 luni la anghinare, soiuri de praz, soiuri de sfeclă roșie, prune, etc;

3-4 luni la praz, ridichi de iarnă, sfeclă roșie, soiuri de varză, gutui, etc;

până la 5-6 luni la morcov, pătrunjel, păstârnac, varză, pere târzii, etc;

peste 6 luni la cartofi (4-9 luni), mere (3-8 luni), nuci în coajă (8-13 luni) (Beceanu D. și colab., 2003 p.9-10);

I.2. Metode de depozitare a legumelor și fructelor

În mod curent, se folosesc două metode de depozitare a produselor horticole:

depozitarea în vrac pentru produsele care au o rezistență mecanică bună, cum sunt: cartofii, ceapa, varza roșie, varza albă, sfecla roșie etc (Banu, 2009, p. 261-263). Această metodă prezintă atât avantaje (folosirea în întregime a suprafeței existente și posibilitatea de a mecaniza manipularea produselor) cât și dezavantaje (dificultatea de a dirija într-un mod cât mai uniform, în cadrul limitelor optime, temperatura și umiditatea în interiorul vracului, mai ales când produsele neuniforme, prea mici sau însoțite de impurătăți, pot înfunda canalele de aerisire).

Depozitarea în vrac se practică atât în spațiile cu aerisire naturală, cât mai ales în spațiile cu ventilație mecanică, iar în unele cazuri și în anumite tipuri de depozite frigorifice. Grosimea vracului poate fi între 1-1,5 m și 4,5-5 m, în funcție de posibilitățile existente în dirijarea temperaturii, umidității relative dar mai ales a circulației aerului (Beceanu D. și colab., 2003 p.9-10).

depozitarea în ambalaje, care se practică la păstrarea de lungă durată a legumelor și fructelor în depozite cu ventilație naturală, mecanizată, frigorifice și cu atmosferă controlată, din care fac parte și șanțurile și silozurile (Banu, 2009, p. 261-263).

Această metodă de depozitare este mai eficientă, întrucât permite accesul uniform al aerului rece și permanent sau periodic împrospătat, în toată masa produsului. Produsele se pot controla permanent și se pot valorifica în ordinea dorită.

Modul de stivuire trebuie sa favorizeze o ventilație uniformă și să asigure posibilitatea controlului produselor (culoare de acces) (Beceanu D. Și colab., 2003 p.9-10).

I.3. Soiuri și condiții de calitate a fructelor și legumelor care se introduc la depozitare (fructele și legumele folosite în cercetare)

I.3.1.Soiuri și condiții de calitate a merelor care se introduc la depozitare. Pentru păstrarea în stare proaspătă a merelor se vor introduce, în depozite, numai fructe de la soiurile de toamnă și iarnă, de calitate extra și calitatea I. Fructele de calitate extra sunt acelea care au formă, mărime și colorația caracteristică soiului, cu pedunculul intact și lipsite de orice defect. La cele de calitatea I se admit ușoare abateri de la forma, mărimea și colorația caracteristică soiului. Pedunculul poate fi intact sau rupt și se admit maximum 25% fructe fără peduncul. Celelalte defecte: înțepături mici de insecte, pete sau răni ușoare, cicatrizate, vătămări produse prin apăsare sau lovire, care totalizate să nu depășească 1 cm2 din suprafața fructului.

I.3.2. Soiuri și condiții de calitate a cartofilor care se introduc la depozitare. La păstrare se vor introduce numai tuberculi care provin de la soiurile târzii: Eba, Manuela, Mercur, Ora, Procura, Prosna și Uran și de la soiurile semitârzii: Colina, Desiree, Firmula și Măgura.

Tuberculii soiurilor extratimpurii și timpurii nu se recomandă pentru depozitare, datorită capacității lor slabe de păstrare ca și cantităților mici în care se produc (Potec,Ion. Roșu,1983).

Cartofii de toamnă pentru consum alimentar se valorifică în 3 clase de calitate: calitatea I, calitatea a II-a și calitatea a III-a (STAS 3787-71).

Pentru păstrare, standardul recomandă tuberculii din calitățile I și a II-a, întregi, sănătoși cu pielița suberificată, curați, turgescenți, zvântați, tipici soiului, neînverziți, nedegerați, fără lovituri mecanice, neîncolțiți, fără defecte provocate de boli și dăunători. La aceste calități, numărul tuberculilor la kg variază între 9 (calitatea I) și 18 (calitatea a II-a).

Tuberculii mijlocii ca mărime (80-120 g ) se păstrează mai bine și cu pierderi mai mici în greutate, decât cei mari (peste 120 g ), mici (40-80g) și foarte mici (sub 40 g).

Păstrarea cartofilor este avantajată de existența în ciclul lor de viață, după recoltare, a unei perioade de repaus – repaus germinativ (perioadă care în funcție de soi, este cuprinsă între 30 și 50 de zile), timp în care tuberculii nu încolțesc. După ce ies din acest repaus germinativ, tuberculii incep să încolțească, procesul fiind favorizat sau inhibat de nivelul factorilor de păstrare, temperatura și umiditatea relativă a aerului, care se realizează în spațiul de depozitare.

I.3.3. Soiuri și condiții de calitate a verzei care se introduce la depozitare. La păstrare se introduce numai varză din calitățile extra și I, care trebuie să fie întreagă, complet formată, îndesată, cu aspect de proaspăt, necrăpată, sănătoasă, zvântată, curată, fără urme de pământ și produse fitofarmaceutice etc.

Varza albă destinată păstrării trebuie să provină din culturi speciale, de la soiurile de toamnă: Braunschweig, De Buzău, Licurișcă și Ameger iar varza roșie trebuie să provină de la soiurile: Roșie de Argeș, Cap negru și Topaz. (Gherghi A. și colab., 1980)

I.4. Biochimia păstrării fructelor și legumelor în stare proaspătă

I.4.1. Factorii care influențează păstrarea fructelor și legumelor în stare proaspătă

Procesele metabolice care au loc în timpul creșterii și maturării fructelor și legumelor continuă și în perioada de păstrare.

Cei mai importanți factori care influențează păstrarea fructelor și a legumelor în stare proaspată se menționează caracteristicile individuale ale soiurilor, respirația, temperatura, umiditatea, lumina, iradierea.

a) Caracteristicile individuale ale fructelor și legumelor. Metabolismul specific fiecărui soi în parte reprezintă factorul determinant al păstrării în stare proaspătă a fructelor și legumelor și care determină o consumare lentă a substanțelor de rezervă și în același timp inhibarea dezvoltării microorganismelor care se înfiltrează din exterior în țesut. Astefel se explică de ce în cadrul aceleiași familii, există diferențe atât de mari de la un soi la altul în ceea ce privește capacitatea de păstrare.

Un rol important în distrugerea microbilor, care pătrund din exterior în țesuturile fructelor și legumelor îl au substanțele tanante, acizii fenolici, antocianii, fitoncidele, uleiurile eterice, însă s-a dovedit că microorganismele au capacitatea de a se adapta la acțiunea acestor substanțe.

O mare importanță o prezintă și conținutul ortanță o prezintă și conținutul de substanțe din grupul bios care se găsesc în plante sub formă de complecși cu proteinele și care în cazul condițiilor exterioare nefavorabile, temperatură scăzută, secetă, infecție, se pun în libertate; în cazul proceselor fiziologice normale, în plante se formează substanțe antibios care întârzie dezvoltarea microorganismelor. Reducerea cantității de antibios duce la reducerea imunității și ca urmare microorganismele încep să se dezvolte energic pe țesuturi.

Rolul principal în asigurarea păstrării îndelungate o au caracteristicile individuale ale metabolismului. La soiurile care se caracterizează printr-o păstrare prelungită în stare proaspătă, se observă o coordonare a proceselor hidrolitice și de oxidare dirijate în direcția descompunerii totale a substanțelor hidrolizate, fără formare de compuși secundari toxici. La soiurile nerezistente, procesele de hidroliză predomină față de cele de oxidare și ca urmare un toate produsele hidrolizei sunt oxidate.

Soiurile care se caracterizează printr-o bună păstrare pierd greu umiditatea din țesuturi, au tendința de a menține respirație constantă, iar substanțele pectice se degradează lent (Moțoc D. și colab).

Păstrarea fructelor și a legumelor depinde și de gradul de maturitate (coacere) avut la recoltare. Recoltarea trebuie făcută când legumele și fructele ajung la maturitatea fiziologică deoarece fructele și legumele coapte incomplet, în timpul păstrării se vestejesc, se zbârcesc și sunt atacate ușor de organisme și de boli fiziologice iar fructele supracoapte se alterează ușor și un rezistă la păstrare (Neamțu G., 1981).

b) Respirația și compoziția atmosferei. Menținerea respirației într-o stare de echilibru relativ constantă este un factor esențial pentru ca fructele și legumele să poată fi păstrate un timp mai îndelungat.

Urmărind procesul de respirație în decursul creșterii și dezvoltării fructelor și legumelor, se constată că pe măsură ce fructele se dezvoltă, respirația se reduce.

La maturitate se produce o creștere bruscă a intensității respirației, urmată de o cădere accentuată, fenomen numit criză climacterică a respirației. Procesul este însoțit de o micșorare a oxigenului și o creștere a C02 în tesuturi. Se produc de asemenea transformări în compoziția chimică a fructelor. Are loc o micșorare a amidonului și o creștere a glucidelor solubile, se micșoreaza aciditatea și se formează culoarea și aroma specifice fructelor respective. Aceasta criză de respirație se folosește uneori drept indice obiectiv al maturității fructelor.

Soiurile care în timpul păstrarii nu iși mențin respirația la același nivel, sunt soiuri puțin rezistente la păstrare.

Respirația la fructe și legume este influențată de temperatură, umiditate, de raportul dintre 02 si C02 în spațiile de depozitare. Stabilirea concentrației optime a 02 si C02 depinde de soi și de gradul de coacere a fructelor. La majoritatea fructelor raportul optim dintre concentrația oxigenului și a bioxidului de carbon este de 10—15% 02 și 8—13% CO2. Micșorarea oxigenului sub această limită determină apariția respirației anaerobe.

c) Temperatura. Temperaturile scăzute au un rol foarte important
pentru păstrarea fructelor și legumelor în stare proaspată. Temperatura
scăzută determină atât micșorarea proceselor fiziologice ale plantelor (în
special al respirației), cât și inhibarea dezvoltării microorganismelor. (Neamțu G., 1981)

Se deosebesc următoarele niveluri de temperatură:

temperatua optimă de păstrare;

temperatra critică, sub limitele căreia se produc dereglări fiziologice;

temperatura letală, care provoacă moartea țesuturilor;(Banu C., 2009)

În stabilirea temperaturii de păstrare a fructelor și legumelor trebuie avut în vedere menținerea la minimum a respirației aerobe și evitarea apariției respirației anaerobe. Reducerea temperaturii sub punctul crioscopic provoacă pierderea imunității naturale și alterarea rapidă a fructelor și a legumelor. Alegerea temperaturii optime pentru păstrarea în stare proaspată a legumelor și fructelor trebuie făcută numai dupa cercetarea capacității de păstrare a fiecărui soi. În mod obișnuit temperatura optimă de păstrare pentru majoritatea fructelor se consideră a fi cuprinsă intre 2 si 4°C.

Este foarte important ca în spațiul de depozitare să se mențină temperatura optimă la nivel constant deoarece schimbările de temperatură produc dezechilibrarea sistemelor enzimatice, pierderea capcității de adaptare la temperaturi scăzute și alterarea în masa a produselor.

d) Umiditatea. În timpul păstrării fructelor și legumelor se produce
în general pierderea continuă a apei prin evaporare și transpirație care are drept consecință veștejirea fructelor și legumelor. Fructele și legumele care au o capacitate mai mare de reținere a apei, au o rezistență ridicată fată de microorganisme si o mai buna conservabilitate.

Pierderea apei din fructe și legume în timpul păstrării lor este în funcție atât de factorii interni (starea fiziologică, vârsta, compoziția chimică, intensitatea proceselor metabolice, structura țesuturilor etc.), cât și de factorii externi (temperatură, umiditate, presiune atmosferică, lumină, ventilație, acoperirea fructelor cu straturi protectoare etc.).

Fructele și legumele necoapte pierd cu mai multă ușurința apa decât cele coapte. Pe masura evaporarii apei apar variații ireversibile în sistemul coloidal al protoplasmei, ceea ce duce la apariția unor modificări patologice în metabolismul celular.

Lumina. Lumina este un factor care în general intensifică activitatea metabolică din fructe și legume de aceea păstrarea acestora se face la intuneric. Sub influența luminii se degradează în mod deosebit pigmenții, vitaminele, substanțele proteice, lipidele.

Iradierea. Iradierea reprezintă o metodă modernă de păstrare a produselor vegetale. Iradierea se realizează cu radiații gama în doze de 200—300 Krad. Prin iradiere se distrug agenții patogeni și se împiedică încolțirea cartofilor. Uneori prin iradiere produsele vegetale suferă modificări metabolice secundare care determină pierderea gustului, decolorarea, maturarea anormală etc.(Neamțu G., 1981)

I.4.2. Transformări biochimice în timpul păstrării fructelor și legumelor

După recoltare, acumularea în legume și fructe de noi produse fotosintetizate se reduce. Substanțele organice acumulate în perioada de creștere și maturare sunt utilizate ca substrat oxidativ pentru obținerea energiei necesare desfășurării proceselor vitale și ca urmare se produce o reducere a conținutului lor în timpul perioadei de păstrare. În unele cazuri sunt utilizați unii compuși intermediari rezultați din procesele de degradare oxidativa și se formează substanțe organice complexe. Așa se explica creșterea continutului în acid ascorbic la merele pastrate la tmperaturi scăzute sau obținerea unor acizi oganici și aminoacizi.

În timpul păstrarii se produc deci unele modificări ale calitații legumelor și fructelor datorate transformărilor de substanțe chimice ce au loc și scăderii conținutului unor grupe din aceste substanțe datorat utilizării lor în procesele de oxidare.

Conținutul în glucide scade cunoscând că glucoza și fructoza reprezintă principalele substraturi oxidative. Poliglucidele, înainte de a fi utilizate în procesul de respirație sunt hidrolizate pâna la compuși simpli din care sunt alcatuite, adică are loc, în prealabil, o transformare a substanțelor cu greutate moleculară mare, în substanțe cu greutate moleculară mică. Acest fapt explică cresterea conținutului în monozaharide în prima perioadă a depoziării la morcovi, pere, mere etc adică se produce o hidrolizare a amidonului (Gherghi A., 1979)

Transformarea glucidelor este influențată de diferiți factori, dintre care temperatura și compoziția aerului au un rol însemnat. S-a constatat că transformările glucidelor sunt cu atât mai intense cu cât temperatura este mai ridicată.(Neamțu G., 1981)

La cartofi, prin păstrarea tuberculilor la temperaturi apropiate de 0°C, se înregistrează o creștere a continutului în glucide solubile, fapt pentru care se produce îndulcirea lor. Acest proces se produce datorită influenței pe care o are temperatura scazută asupra enzimelor amilolitice. Actiunea acestora constă în hidiroliza amidonului la temperatura de 0°C si ca urmare în tubercul se acumulează glucoza. (Gherghi A., 1979)

Substanțele pectice. În decursul păstrării legumelor și fructelor în stare proaspătă, alături de zahăr, cele mai profunde transformări le suferă substanțele pectice. (Moțoc D.,)

Substanțele pectice suferă transformări sub acțiunea enzimelor, în sensul că se reduce conținutul în protopectina concomitent cu creșterea conținutului în pectină solubilă. După realizarea unui maximum, conținutul în pectină solubilă scade. Transformările acestea sunt influențate de nivelul de temperatură și în aceleași condiții modificările sunt caracteristice speciei sau soiului.

În timpul păstrării produselor au loc simultan prcese de respirație aeroba și anaeroba. Ca urmare a hidrolizării protopectinei și a acumulării pectinei solubile care impregnează pereții celulari după o anumită perioadă de pastrare caracteristică speciei și soiului, intensitatea procesului de respirație aeroba se reduce. Fiind împiedicate schimburile normale de gaze, se favorizează procesul de respirație anaeroba. În aceste condiții de anaerobioză, la unele fructe si legume, se constată acumularea de alcool etilic si aldehidă acetică. Când proporțiile acestora depașesc limita de 0,3% pentru alcool etilic si 0,04% pentru aldehida acetică, se produce brunificarea și moartea celulelor. Prezența acestor substanțe se constată frecvent în struguri, mere, pere, tomate, tuberculi de cartofi, portocale, etc.

Transformarea protopectinei în pectină solubilă determină și modificarea fermității structo-texturale a produselor în timpul păstrarii. Astfel, în cazul merelor Jonathan în condiții de temperatură de 3°C, fermitatea scade de la 10,8 kgf la 9,5 kgf dupa 125 de zile de păstrare și la 6,0 kgf după 180 de zile (piston cu diametrul de 11 mm). La temperatura ridicată fermitatea scade mai mult decât în cazul păstrarii la 0°C pentru aceeași perioadă de timp. (Gherghi A., 1979)

Acizii organici. În timpul păstrării fructelor, acizii organici sunt parțial consumați ca substrat pentru procesele de respirație. Viteza procesului este în funcție de natura acizilor care predomină și de temperatură. Produsele în care predomină acidul malic (merele și perele) își vor reduce mai rapid aciditatea la păstrare, decât fructele în care predomină acizii citric și tartric (citricele și strugurii).

Temperatura are un rol deosebit de important în reducerea acidității fructelor. După Haynes consumarea acizilor în merele sănătoase păstrate la o temperatură constantă urmează o lege logaritmică. Kidd și colab. (1964) au urmărit evoluția pH-ului la merele conservate la diferite temperaturi, constatând o creștere a pH-ului în paralel cu creșterea temperaturii de depozitate.

Reducerea conținutului de oxigen din atmosferă și mărirea concentrației de bioxid de carbon, impiedică reducerea acidității, pe când prezența etilenei accelerează procesul.(Moțoc D.)

Acizii organici se oxidează mai ușor decât glucidele datorită faptului că necesită un consum mai redus de oxigen (Neamțu G., 1981)

Substanțele tanante. Pe parcursul păstrării fructelor are loc hidroliza substanțelor tanante și oxidarea acestora, ceea ce determină o reducere a astringenței fructelor.

Pigmenții carotenoizi, ca unrmare a gradului ridicat de nesaturare, se pot oxida, determinând modificări de culoare, gust si valoare alimentară. (Moțoc D.)

Conținutul în vitamina A este în general mai stabil în timpul păstrarii legumelor și fructelor iar cel în vitamina D și E se menține, reducerile, cantitative fiind mici dacă păstrarea se face la temperatură coborâtă.

În timpul păstrării are loc o scădere a conținutului în substanțe tauoide, pigmenți clorofilieni, proteine etc. Concomitent cu aceste modificări se produce și degajarea substanțelor volatile.

Cercetarile facute de autori au dovedit că la temperaturi scăzute din spațiile de păstrare, degajarea substanțelor volatile este întârziată și de asemenea aceeași acțiune o are atmosfera controlată.

La unele produse ca : mere, pere, banane, piersici, prune, tomate, portacale etc., are loc formarea și degajarea de etilenă care se formează în fructe într-o stare avansată de maturitate. Prin acținuea pe care o are asupra fructelor nemature, etilena produce apariția mai timpurie a climatericului și deci realizarea mai rapidă a maturității.

La temperatură ridicată (20°C ), acțiunea etilenei este favorizată și maturarea fructelor este grăbită; la 12°C efectul etilenei este înca puternic ; la 7°C este slab, iar la termperatura de 3°C, fructele nu sufera modificări sub influența etilenei (F. Gerhard, 1954).

În spațiile de păstrare cu atmosferă controlată în care nu se realizează o primenire a aerului, deși conținutul în etilenă este ridicat, maturarea produselor nu este accelerată întrucât raportul de oxigen și C02 are un efect inhibant asupra etilenei.

În afara degradărilor oxidative enzimatice a componentelor chimice din fructele și legumele depozitate, au loc și degradări oxidative neenzimatice (autooxdare). (Gherghi A., 1979)

Procesul de oxidare neenzimatica a diferitelor componente chimice din fructe și legume este influențat de conținutul de oxigen din atmosfera spațiului de păstrare, nivelul temperaturii, prezența unor metale grele cu acțiune catalitică, pH, etc. Păstrarea la temperaturi coborâte și în atmosferă controlată, constituie mijloace eficace de frânare a proceselor de oxidare.

Paralel cu procesul de respirație, se desfășoară și procesul de transpirație, care are ca rezultat pierderea de apă din produse. Modificările calitative ce se petrec sunt legate de zbârcirea produselor, vestejirea lor, etc., ceea ce are drept rezultat pierderea de suculență, crocanță etc. Prin asigurarea temperaturilor joase în timpul păstrării, a unei umidități ridicate a aerului, o circulație moderată a aerului, se menține o stare de prospețime a produselor.(Gherghi A., 1979)

I.4.3. Modificări ale acidului ascorbic în timpul depozitării

Prezența acidului ascorbic în fructe și legume este strâns legată de metabolism în special de procesele respiratorii, de aceea la depozitare suferă transformări profunde. O serie de cercetatori consideră că viteza cu care are loc oxidarea vitaminei C în țesuturi și forma în care se găsește, poate servi ca un indiciu a stării fructelor și legumelor în timpul păstrării. Dupa Bukin, soiurile de varză care nu dau rezultate bune la păstrare pierd până la 50°/o din acidul ascorbic inițial, pe când, soiurile rezistente numai 6%. Un alt cercetător, Rubin (1960), consideră că pierderile de acid ascorbic sunt cu atât mai mici, cu cât soiul este mai rezistent. Conținutul inițial de acid ascorbic nu dă însă o indicație asupra conservabilității produselor vegetale, deoarece se cunosc soiuri cu un conținut redus de acid ascorbic, dar care se caracterizează printr-un termen redus de păstrare și invers. Esențială este menținerea nivelului constant de acid ascorbic.

Între acidul ascorbic și peroxidază există o corelație. Din literatura de specialitate reiese că soiurile rezistente la păstrare se caracterizeaza prin prezența peroxidazei active, a unui înalt conținut de vitamină C, un nivel înalt al respirației și printr-o activitate hidrolitică redusă. Formarea acidului ascorbic în țesutul vegetal este în funcție de activitatea peroxidazei. Deci, în țesuturile alterate mecanic, concomitent cu creșterea activității peroxidazei, are loc și acumularea temporara a acidului ascorbic.

În fructe și legume, conținutul maxim de acid ascorbic este atins în momentul coacerii complete, însă prin păstrare, datorită proceselor biochimice ce au loc, se reduce conținutul inițial. Gradul de coacere determină conținutul de acid ascorbic din fructe și legume și evoluția cantitativă. Astfel în cazul merelor și citricelor care sunt culese la prematuritate, în prima perioadă de păstrare se observă o creștere a conținutului de vitamina C, paralel cu atingerea stadiului de maturitate, când se ajunge la un maxim, după care conținutul începe să scadă. În general viteza de reducere a conținutului de vitamina C în țesuturile vegetale depinde de intensitatea cu care decurg procesele biochimice și de capacitatea țesuturilor de a o resintetiza. În acest sens, un rol important îl are prezența unor substanțe protectoare. Astfel, Ouernac, urmărind evoluția vitaminei C la struguri, a constat că în strugurii roșii se păstrează o cantitate mai mare decât în strugurii albi, ceea ce se explică prin conținutul mai ridicat in vitamina P a strugurilor roșii.

Principalul factor care determină stabilitatea vitaminei C este temperatura de păstrare datorita influenței ce o exercită asupra respirației; pierderile de vitamina C sunt proporționale cu ridicarea temperaturii. Cercetătorul Bogdanski a ajuns la concluzia că apariția unor maladii fiziologice este determinată de reducerea conținutului de vitamina C în timpul depozitarii.

În cazul păstrării rădăcinoaselor și tuberculiferilor se constată o reducere continuă a conținutului de acid ascorbic pâna la sfârșitul perioade de păstrare, când se observă o ușoară creștere. Acest fenomen este explicat de literatura de specialitate prin faptul că se apropie perioada de încolțire. (Moțoc D.)

Capitolul II. LEGUMELE ȘI FRUCTELE

II.1. Componentele anatomo-structurale ale fructelor și legumelor

Fructele și legumele sunt organe vegetale foarte diferite ca aspect. Diferenta dintre ele constă în proprietățile fizice, structotextură și fermitatea ei, consecință firească a stării componentelor fizico-anatomice caracteristică speciei și soiului, părților considerate ( fructe, frunze, inflorescențe, tulpini, tuberculi, bulbi, rădăcini etc.) compoziției chimice și gradului de maturare la care s-au recoltat. Plăcerea sau refuzarea consumării în stare proaspătă a produselor horti-viticole este condiționată de proprietățile sensorice , inclusiv prezența sau absența frăgezimii și prospețimii acestora. Aceste constatări duc la la concluzia ca aceleași unități biologice (celule), desi pot fi formate din aceleași substanțe, în afară de formă, mărime și felul de grupare în țesuturi, trebuie să varieze cu soiul pentru că numai astfel se poate explica diferența de acceptabilitate preferențială, exprimată prin gust, miros, aromă. Pentru a evidenția și mai bine cauzele care duc la aceste constatări vom explica, pe scurt, componența unității biologice (celule) și funcțiile ei.

Componentele celulei vegetale

a) Membrana celulară delimitează conturul și forma celulei și este un produs al protoplasmei cu care rămâne în contact permanent. Componentele chimice ale membranei sunt celuloza, hemiceluloza, substanțele pectice și caloza, dispuse în structură submicroscopică cu pori de anumite mărimi care asigură continuitatea protoplasmei în plante. Pereții despărțitori dintre celulele dispuse în țesuturi, sau lamele intermediare, sunt formați din pectat de calciu și alte polizaharide coloidale , depuse sub formă de membrane subțiri pe lamele.

În decursul creșterii și maturării, membrana celulară suferă modificările:

– lignificarea ( impregnarea mecanică cu lignină);

– mineralizarea ( impregnare totală sau parțială cu SiO2 și CaCO3);

– suberificarea (depunerea suberinei);

– cutinizarea (acoperirea la exterior a membranelor celulare cu o substanță de natură lipidica);

– cerificarea ( depunerea la suprafața epidermei a unui strat de ceară). La fructe, stratul de ceară se numește pruină;

– gelificarea (îmbibarea membranei cu substanțe pectice excretate de protoplasmă, care la ciresi, vișini, pruni, piersici,etc. duce la formarea unui clei ce în contact cu aerul se întărește);

– lichefierea (dizolvarea membranelor celulare sub influența unor enzime).

b) Protoplasma este un amestec de coloizi complecși și hidrofili și soluții cristaline, locul în care se petrec numeroase și complexe procese biochimice. Partea vie se numeste protoplast, iar cea care căptușește la interior se numeste plasmalemă. Pelicula internă care delimitează vacuolele este tonoplastul. Între plasmalemă și tonoplast se află mezo sau granuloplasma, mai fluidă și cu numeroase granulații și suspensii . Dispusă într-un fel de rețea (reticul) protoplasma conține toate elementele minerale în proporții cantitative specifice soiului considerat, substanțele pectice, grase, glucidele, enzimele,vitaminele, fitohormonii și antibioticele respective și ca atare este sediul proceselor metabolice.

c) Nucleul are o membrană externă în interiorul căreia se află o plasmă nucleară și 1-2 nucleoli. Substanța nucleului, cromatina, este dispusă reticulat spre periferi, în centru se află carioplasma în faza de repaus. În fața diviziunii celulare cromatina se divide în cromozomi. Nucleul conține proteine, fosfolipide, ADN, ARN, ioni metalici (Ca ,Mg, Na) etc.

d) Plastidele sunt reprezentate prin cloroplaste, cromoplaste și leucoplaste.

e) Mitocondriile sunt granule mici și reprezintă sediul enzimelor respiratorii via acid piruvic sau acetil coenzima A etc.

f) Microzomii participă la sinteza substanțelor grase

g) Ribozomii participă la sinteza unor substanțe proteice din aminoacizi prin intermediul unui mesager ARN și al enzimei respective.

h) Paraplasma este alcatuită din mai multe organite lipsite de viata: vacuole cu suc celular (incluziuni ergastice lichide), incluziuni ergastice solide și membrană celulară. Sucul celular conține glucoză, levuroză, zaharoză, inulină , pigmenti, acizi organici, pectine, uleiuri grase, uleiuri eterice, cloruri etc.

Incluziunile ergastice solide sunt amidonul, aleurona, cristale de oxalat etc. (Radu I.F. 1985

II.2. Componentele principale ale substanței proaspete din legume și fructe

Fructele sunt alcătuite din două mari categorii de substanțe: apă și substanță uscată.

II.2.1 Apa din legume și fructe

În afară de faptul că este un factor primordial pentru creșterea și dezvoltarea plantelor în general și a fructelor și legumelor în special, apa determină starea de frăgezime și prospețime pe durata comercializării, atât imediat sau în perioada recoltării cât și după, prin intermediul păstrării. Produsele bogate în apă au căldură specifică mare, activitate metabolică intensă, iar pentru menținerea stării lor de frăgezime și prospețime etc. este nevoie să se recurgă la condiții termohidrice adecvate.

Din punct de vedere cantitativ, pentru starea proaspătă a produselor horticole apa reprezintă componentul principal. În fructe și legume, apa se găsește în stare liberă și legată.(Radu I.F., 1985)

Conținutul în apă al legumelor este de 72-95%, iar în cazul fructelor, majoritatea prezintă, peste 90% apă. (Poroch M.,2006)

II.2.2 Substanța uscată din legume și fructe

Substanța uscată, din legume și fructe, este formată din componente organice și componente minerale (cenușa).

Substanțe organice din legume și fructe

Proteinele

Conținutul de proteine al legumelor (0,5-1,5%) și fructelor (în general, cantitatea de proteine, nu depășește 1%) este foarte mic.

În cazul cartofilor, se evidențiază faptul că, proteinele acestora conțin toți aminoacizii esențiali spre deosebire de celelalte legume ale căror proteine sunt deficitare în 1-2 aminoacizi esențiali și ca urmare sunt net inferioare proteinelor animale (Poroch M.,2006). Legumele și fructele conțin albumine, globuline, cromoproteine, flavoproteine, nucleoproteine. Din punct de vedere cantitativ, proteinele variază în funcție de specia, soiul, condițiile agropedoclimatice, faza de creștere și dezvoltare, recoltă, agrotehnica aplicată. ( Banu C.,2002)

De regulă, legumele conțin mai multe proteine decât fructele.(tabelele următoare):

Tabelul 1

Conținutul în proteine al unor fructe (după Banu C.,2002)

Tabelul 2

Conținutul în proteine al unor legume(după Banu C.,2002)

Hidrații de carbon (glucide)

Glucidele sau hidrații de carbon conțin șase atomi de carbon sau multiplu de șase, în care hidrogenul și oxigenul se găsesc în același raport ca și în apă, fără ca aceste substanțe să aibă aceleași proprietăți ca zaharurile, expresia hidrați de carbon s-a înlocuit cu aceea de glucide, adică substanțe dulci ca atare, sau care în urma hidrolizării trec în substanțe dulci.

Glucidele evidențiază funcțiuni chimice de: alcooli primari sau secundari, aldehide, cetone și eteroxizi.

Din punct de vedere chimic monozaharidele se grupează în polioxizi-aldehide sau aldoze, și polioxi-cetone sau cetoze, iar după numărul grupelor constitutive de formaldehidă aceste zaharuri se divid in bioze, trioze, tetroze, pentoze, hexoze, etc.

Din punct de vedere alimentar importante sunt hexozele și pentozele. Dintre hexoze, în fructe se găsesc trei aldoze (glucoza, manoza și galactoza) și două cetoze (fructoza și sorboza), iar dintre pentoze arabinoza, xiloza și riboza, precum și polimerii arabani, xilani și pectin, încorporate în hemiceluloze etc.

a. Hexoze

Glucoza este prezentă în toate fructele, în cantități diferite, atât liberă cât și combinată cu ea insăși sau cu alte monozaharide. Cu pigmenții formează glucozizi din care se eliberează prin hidrolizarea acestora. Este solubilă în apă, direct fermentabilă, rotește planul luminii polarizate, la dreapta, cu +52.50° și reduce licoarea Fehling.

Fructoza, un izomer al glucozei pe care o însotește în produsele horticole.Se găsește atât liberă, cât și combinație, cu aproape aceleași substanțe ca și glucoza. Fermentează direct, reduce licoarea Fehling și rotește planul de polarizare a luminii la stânga cu -93.5°.

Manoza sub formă de manan se găsește în semințele palmierului tigua din care se extrage.

Galactoza se găsește în toate fructele și legumele ca zahăr rezidual în numeroase polizaharide care conțin proteine etc., precum și în câțiva derivați flavonici și antocianici cu care se formează glucozide ( glucozizi, glicolizi ).

Sorboza se găsește în scorușe, cireșe, mere etc. și provine din oxidarea la carbonul 5 al sorbitalului sau se formează sub influența lui Bacterium xilicum. Servește ca materie primă la prepararea acidului sorbic.

Pentoze

Arabinoza este prezentă în substanțele pectice din fructe și legume, în cleiul de cireș, vișin, în scurgerile gumoase și mucilaginoase.

Xiloza rezultă din hidrolizarea hemicelulozelor care acoperă unele semințe etc.

Riboza este un constituent important al multor enzime din fructe și legume. Pentozele, ca și hexozele reduc culoarea Fehling, dar nu sunt fermentate de levuri.

Dizaharide. În fructe și legume se găsesc și zaharuri formate din unirea a doua molecule de monozaharide și eliminarea unei molecule de apă.

Maltoza provine fie din molecule de glucoză și eliminarea unei molecule de apă, fie din hidroliza amidonului și deci la maturitate maltoza se găsește în toate fructele și legumele care conțin amidon. Este solubilă în apă, reduce reactivul Fehling, rotește planul de polarizare a luminii cu +136° și prin hidroliză dă naștere la două molecule de glucoză.

Celobioza, unitatea de bază a celulozei, formată din două molecule de glucoză, este solubilă în apă, are un unghi de rotație de +34,6°C și nu este direct fermentescibilă.

Gentiobioza, formată din două molecule de glucoză, reprezintă componenta de zahăr a amigdalinei din semințele sâmburoaselor, a pigmenților de sofran, etc. Nu este direct fermentescibilă.

Zaharoza formată dintr-o moleculă de glucoză și una de fructoză prin eliminarea unei molecule de apă. Este foarte răspândită în produsele horticole în care se găsește însoțită de glucoză și levuloză. Solubilă in apă, puțin solubilă în alcool. Amestecul rezultat prin hidroliza zaharozei se numește zahăr invertit ce fermentează direct.

Zaharuri – derivați.

Polioli. Dintre aceștia cu număr mic de carboni, glicerolul se găsește în stare liberă în măslini; ribitolul sub formă de riboflavina este prezent în toate fructele ca flavin-nucleotide și flavin-adenin-dinucleotide. Sorbitolul este parte componentă a zaharurilor din numeroase fructe.

Dintre poliolii ciclici în fructe s-au gasit numai mioizonitol, detectat pe cale microbiologică, în special sub formă de ester al acidului fosforic.

Glicozizi. Derivați ai zaharurilor ciclice, glicozizii sunt formați din unirea unei molecule de zahăr cu una de nezahăr numită aglicon. Dintre cei prezenți în fructe, cei mai importanți sunt glicozizii fenolici. Astfel amigdalina este prezentă în semințele de mere, caise, prune, piersici, cireșe, gutui, prune damason, care prin hidroliză dă două molecule de glucoză, una de aldehidă benzoică și alta de acid cianhidric.

Prulaurasina prin hidralizare dă glucoză, aldehidă benzoică și acid cianhidric.

Prunasina prin hidrolizare dă aceleași produse ca și prulaurasina.

Cvercetrina din coaja de alune prin hidroliză dă cvercitină substanță care colorează ceapa și ramnoză.

Xantaramina din cătină trece prin hidraliză în două molecule de ramnoză, una de galactoză și una de ramnetină.

Sinigrina din semințele de nucifere prin hidroliză dă glucoză, alilizotiocianat și sulfat de potasiu.

Ideina care se gasește în afine, merișoare, în pielița merelor roșii dă galactoză și cianidină.

Keracianina din cireșele negre prin hidroliză dă ramnoză, glucoză și cianidină.

Oenina din afine, struguri negri trece în glucoză și malvidină.

Florizina din coaja de mere și alte fructe de rozacee prin hidrolizare trece în floroglucinol și acid hidroxihidrotropic. Injectată subcutanat, florizina cauzează glucozuria (diabetul artificial).

Apiina din frunzele de pătrunjel, țelină etc. dă naștere la apioză și apigenină.

Sinalbina se găsește în frunzele de napi, muștar etc.

Glucocohlearina se găsește în hrean.

Pirogoitrina în varză, sfecla galbenă și albă; butil-tio-crotil-senevalul in ridichiile negre; fragarina în capșuni și în fragi; persicozidul în piersici din care prin hidrolizare se formează hesperitina și glucoza; prunina din citrice dă naringina și dizaharidul neohesperidoza și glucoza.

Zahăr-nucleotide. Dintre aceste substanțe care reprezintă legarea unui zahăr sau derivatul lui cu reziduul fosforic terminal al nucleozidelor–5-difosfat amintim: uridinele, guanozinele, citidinele, adenosinele, timidinele și 2-dezoxiuridinele.

Fosfato-zaharuri. Acești esteri se găsesc în țesuturile fructelor și legumelor în cantități extrem de mici și ca atare nu pot fi dozați pe cale obișnuită ci prin activitatea enzimelor respective. În afară de cele amintite mai sus, fructele citrice mai conțin și zaharuri neluate în considerare ca: rafinoza, care atinge 0.015-0,34% substanță proaspată ca și maninotrioza. Rafinoza a fost găsită în prune. În caise și piersici s-a evidențiat un oligozaharid care conține fructoză. Ținându-se seama de faptul că din punct de vedere genetic, în afară de amidon, din substanțele de rezervă, zahărul reprezintă factorul principal, care în același timp condiționează gustul, mirosul, aroma ca și intensitatea pigmentației, s-a luat în considerare și natura chimică a complexului‘’zaharuri’’

Amidonul este hidratul de carbon cel mai important și foarte răspândit în fructe și legume. El este format din amiloză și amilopectină.

Amiloza este o catenă lungă – rectilinie formată din unitați de glucoză și reacționează cu iodul dând o culoare albastră, care reprezintă un efect și nu o combinație chimică. Aceasta pentru că la încălzire culoarea dispare și apare la răcire.

Amilopectina este o macromoleculă ramificată formată din mai multe molecule de amiloză. Cu iodul dă o culoare roșiatică. Se amintește că amidonul conține, cel din cartofi, 0.06-0.7% acid fosforic sub formă de glucoză-6-fosfat și acid silicic. Amilopectina nu are nicio legătură cu pectina și nu este formată din pectină. Amilopectina conține și urme de acizi grași.

Inulina reprezintă substanța de rezervă din cicoare, dalie. Este lipsită de gust și de miros, foarte puțin solubilă în apă rece și insolubilă în alcool. Nu reduce soluția Fehling, este levogiră și prin hidroliză trece în levuloză.

Celuloza reprezintă cel mai raspândit polizaharid scheletal și cel mai rezistent din punct de vedere chimic dintre toate substanțele elaborate de celula vegetală. Celuloza este constituientul principal al pereților celulari formați dintr-un amestec de omologi, polimeri, în amestec cu alte polizaharide cu structuri asemănătoare și cu alte substanțe ca: lignina, xilanul etc. Ca și amidonul sub influența acizilor, dar în soluții mult mai concentrate, celuloza se hidrolizează. În plante și în produse horticole celuloza este hidrolizată la diferite nivele de enzima celulază.

În afară de celuloză propriu-zis se mai întâlnesc și următoarele tipuri: oxiceluloze care reduc licoarea Fehling; lemiceluloze care prin hidroliza acidă dau dextroză, manoză, galactoză, xiloză și arabinoză; pectoceluloza care hidrolizează la cald în soluții alcaline și dau celuloza pură, mucilagii, pectine, acizi pectici, etc care gelifică la rece; mucoceluloze în mucilajul de gutui, care prin hidroliză dau celuloză, mucilagii etc., adipoceluloze care formează țesuturi protectoare externe ( suberul ) compuse din celuloză, substanțe grase, cerilide, taninuri și diferiți acizi, cutoceluloze care dau cuticulă și sunt formate din unirea celulozei cu cutinele sau cetozele.

Substanțele pectice, protopectină, acizi pectinic, pectină, acizi pectici.

Polizaharidele din pereții celulari prezintă o deosebită importanță și pentru faptul că aceste substanțe intră în reacție cu compușii care nu sunt hidrați de carbon, cu care formează produse noi.

Lipidele pieliții fructelor. Pe suprafața epidermei fructelor se acumulează două feluri de lipide și anume: cerilide și cutină. Principalele componente ale ceridelor cuticulare conțin 20-35 atomi de carbon. Componentele cu grupări funcționale oxigenate la carbonul terminal ( alcooliprimari, acizi grasi ) au de obicei un număr par de atomi de carbon, pe când parafinele, alcooli secundari și cetonele au un număr impar de atomi de carbon.

Acizii. Dintre componenții acidității titrabile, prezenți în fructe (și cercetați până azi) cei care predomină din punct de vedere cantitativ sunt acidul citric și acidul malic, fără să se țină seama de acizii volatili și de unii oxiacizi.

Repartiția cantitativă a aciditații în masa fructelor.

Până în prezent cercetările au precizat că în fructe fotosinteza este foarte redusă; după recoltarea fructelor cantitatea de acizi organici nu mai crește, ci descrește aciditatea fructelor de pe ramurile parțial defoliate este cantitativ mai mică decât a fructelor de pe ramuri nedefoliate.

Toți consumatorii de fructe, dacă sunt atenți, în momentul masticării lor, sesizează diferențe cu privire la intensitatea senzației de acru, cînd fructele sînt consumate în special pe zone sau straturi paralele cu axa peduncul – calciu sau perpendicular pe această direcție pentru semințoase și pe straturi paralele cu endocarpul pentru sâmburoase.

Astfel, pielița și straturile subepidermice la mere și pere sînt mai acide decît pulpa din zona carpelară, la sîmburoase pielița și pulpa de lângă endocarp sînt mai acide decît restul.

Conținutul fructelor în compușii fenolici

Compușii fenolici, deși sunt produse secundare și aparent fără rol principal în metabolism, totuși ei influențează direct culoarea, li se atribuie un rol în rezistența la boli, participă în procesul respiratoriu, sunt antioxidanți, cauzează când sunt în exces un gust amar și o astrigență caracteristică, participă la senzația acidă, la dezintoxicarea organismului și au efecte farmacologice recunoscute.

Conținutul total în substanțe fenolice variază cu specia, cu soiul, anul recoltei, zona de cultură etc. și, cantitativ, descrește cu maturarea fructelor. Craft (1961) este de părere că cea mai mare parte din substanțele fenolice totale este reprezentată fie de acidul cinamic și derivații lui, fie de flavonii – manopolimerici, întrucât aceste două categorii de substanță sunt mult mai uniform distribuite în țesuturile fructelor decît glucozidele antocianinelor și flavonolilor.

Antocianidinele și anticianinele, se găsesc în fructe sub forma de β-glucozide cu zaharurile și pentru că sunt colorate sunt și ușor de evidențiat. Antocianinele sunt localizate de obicei în straturile epidermice la mere, prune, pere, cireșe, vișine, deși în unele soiuri de mere și de cireșe ele se găsesc chiar și în pulpă. Cea mai bună distribuție a antocianinelor se gasește la labacer și anume, atât în pieliță cât și în pulpă. (Radu I. F., 1985)

Lipidele . Conținutul în lipde al legumelor și fructelor (valoarea medie) este prezentat în tabelul 3:

Tabelul 3

Fructe și legume- conținut în lipide (după Banu C.,2002)

Vitaminele . Legumele și fructele sunt considerate ca surse importante de vitamine. Nivelul variabil de vitamine din legume este strâns legat de felul vitaminei considerate, de natura organelor legumei în cadrul speciei, soiului, de gradul de maturare și condițiile egropedoclimatice.

În cazul fructelor, nivelul de vitamina este de asemenea în funcție de natura fructelor, la care contribuie gradul de maturare.

Toate fructele și legumele, pe lângă caroteni, conțin și cantități însemnate de vitamina C, B1, B2, PP și acid pantotenic, iar unele specii de fructe și legume conțin și provitamină D, vitamină E, K, B6, biotină și acid folic. (Banu C.,2002)

În tabelele următoare se arată conținutul de vitamine al unor fructe și legume.

Tabelul 4

Conținutul mediu în principalele vitamine ale unor legume și fructe (mg/100g produs proaspăt) (după Gherghi A. și colab., 1983)

Substanțele minerale din legume și fructe

Substanțele minerale din fructe, în momentul recoltării variază atât cantitativ, cât și calitativ, în funcție de specie, soi, condiții agropedoclimatice și grad de maturare. Dacă ne referim la cenușă, aceasta variază și în funcție de metoda de determinare. Se consideră că există o corelație între greutatea fructului, pigmentația acestuia și nivelul unor substanțe minerale, fapt evidețiat în cazul merelor, la care nivelul de potasiu s-a dovedit a fi 112mg / 100g fruct proaspăt în partea intens colorată, și 115mg /100g fruct în cazul părții slab colorate. (Banu C. 2002)

Componentele principale ale cenușii unor fructe pentru fructul întreg și partea comestibilă sunt arătate în tabelul următor:

Tabelul 5

Componentele principale ale cenușii unor fructe pentru fructul întreg și partea comestibilă (după Banu C.,2002)

În legume se găsesc toate elementele chimice care sunt adăugate mediului în care acestea se cultivă, se dezvoltă și se maturează.

Elementele cenușii se pot constitui ca un indicator de care trebuie să se țină seama la folosirea difernțiată a îngrășămintelor pe faze de vegetație și forme de administrare.

Conținutul în cenușă al unor legume din România, este prezentat in tabelul 6:

Tabelul 6

Conținutul în cenușă al unor legume din România

(după Banu C.,2002)

II.3. Fructele și legumele folosite în cercetare

II.3.1 Merele. Merele fac parte din grupa fructelor semintoase, produse de pomii care aparțin familiei Rosaceae. Merele sunt fructele produse de pomul Pirus malus L. Sau Malus communis Lam. (Radu. I. F., 1985).

Această specie cuprinde între 44 și 55 de soiuri, care se prezintă ca pomi sau arbuști. Variantele mărului cresc în zona temperată nordică din Europa, Asia și America de Nord, din aceștia fiind un număr mare de hibrizi.(internet)

Însușiri fizice

Forma fructelor variază cu soiul și condițiile agropedoclimatice, din care cauză, mărimea dimensională, greutatea individuală și greutatea specifică variază mult. Epiderma este de obicei glabră, lucioasă și netedă însă la unele soiuri este rugoasă, iar culoarea variază. În general, intre culoarea epidermei și a pulpei există diferențe însemnate de nuanțe care influențează, într-o anumită măsură prelucrarea lor pe scară industrială. Pericarpul sau pulpa, este pentru majoritatea soiurilor, aflate în cultură, crocant și lipsit de celule sclerenchimatoase. Gustul și mirosul variază în limite foarte largi. (Radu. I. F., 1985).

Greutatea specifică are o valoare medie de 0,8077; căldura specifică este în medie de 0,90 kcal / kg°C; temperatura de îngheț este variabilă cu soiul de la -2,6°C la -3,0°C.

Compoziție chimic. În afara componentelor de bază (tabelul 7) merele mai conțin: caroten, vitaminele: E, B1, B2, PP, acid pantotenic, acid folic ș.a. (Potec,Ion. Roșu,1983)

Tabelul 7

Compoziția chimică a merelor (valori medii a 100g produs proaspăt)

(după Potec, I.R.,1983)

*Aciditatea exprimată în acid malic

Calitatea merelor este determinată, în principal, de însușirile de soi, dar poate fi influențată și de factorii pedologici, agrotehnici, climatici, etc. În funcție de însușirile specifice și caracteristicile comerciale, soiurile de mere pot fi apreciate ca:

inferioare (grupa A). Din această grupă fac parte soiurile: Aromat de vară, Delicios de Voinești, Golden Delicious, Frumos de Voinești, Gustav durabil, Jonared, Jonathan, James Grieves, Kalther de Boemia, Melba, Parem auriu, Red Meleba, Richared, Roșu de Cluj, Stark Delicious, Stark Earliest, Starkrimson, Starking Delicious, Wagner premiat, Wellspur.

mijlocii (grupa B). Din această grupă fac parte soiurile: Astrahan alb, Astrahan rosu, Banana de iarnă, Boiken, Calvil de zăpadă, Clar alb, Crețesc, Frumos de Boskoop, Frumos galben, Frumusețea Romei, Gravenstein, Gravenstein roșu, Granny Smith, London Pepping, Mc Intosh, Pătul, Renet Bauman, Renet de Blenheim, Renet de Canada, Renet portocaliu, Renet de Champagne, Șovari.

obișnuite (grupa C). Din această grupă fac parte soiurile necuprinse în grupele A și B. (Gherghi Andrei, 1980).

Condițiile pe care trebuie să le îndeplinească merele pentru a putea fi încadrate în cele trei categorii de calitate sunt prezentate în tabelul 8 (după STAS 2714-74).

Tabelul 8

Fluxul tehnologic care se aplică pentru valorificarea merelor în stare proaspătă urmărește menținerea calității fructelor cu minimum de pierderi. (Gherghi Andrei, 1980)

Fluxul tehnologic al păstrării merelor cuprinde ca principale următoarele lucrări: recoltarea, presortarea și transportul, care se fac în afara depozitului și recepția cantitativă și calitativă, păstrarea, controlul păstrării și pregătirea lor în vederea comercializării, lucrări care se fac la depozit. (Potec, Ion. Roșu,1983)

II.3.2 Cartoful (Solanum tuberosum) este o plantă erbacee din familia solanaceelor, cu flori albe sau violete și tulpini subterane terminate cu tuberculi de formă rotundă, ovală sau alungită. Planta este cultivată pentru acești tuberculi care sunt comestibili, bogați în amidon, motiv pentru care sunt folosiți în alimentație, dar și ca furaj. (internet)

Însușiri fizice. Forma tuberculilor este variabilă cu soiul, fiind rotundă, rotund-oval, oval, oval-lung spre lung și lung. (Potec, Ion. Roșu,1983) Culoarea coajei și a pulpei sunt variabile cu soiul și cu gradul de maturitate. La exterior, cartoful prezintă epiderma care se întâlnește numai la tuberculii tineri și care după exfolierea ei este înlocuită cu peridermul (coaja) format din suber le exterior, felogen la centru și feloderm la interior; urmează cambium (vase libro-lemnoase) și la mijloc un țesut parenchimatos care conține mai puțin amidon decât felodermaș. (Radu. I. F., 1985)

Greutatea specifică sau densitatea este cuprinsă între 1,060 și 1,1050. Greutatea volumetrică este cuprinsă între 600-700kg. Căldura specifică are o valoare medie de 0,88%. Temperatura de îngheț a cartofilor este de -1,7°C. Elasticitatea este proprietatea masei tubercululor de a reveni la forma inițială după ce au fost supuși unei forțe de compresiune. În timpul depozitării lor în vrac și în ambalaje, tuberculii de la bază suportă greutatea celor de deasupra, suferind ușoare deformări, care în cazul depozitărilor de scurtă durată dispar, indată ce forța încetează de a mai acționa, datorită elasticității țesuturilor. La o depozitare îndelungată, datorită deshidratării accentuate, deformările se mențin, imprimând tuberculilor un aspect comercial necorespunzător.

Compoziția chimică a cartofilor este complexă (tebelul 9) și in afara substanțelor prezentate în tabel,cartofii mai conțin vitamine din grupa B(B1, B2, B6), PP, H. De asemenea mai conțin solanină, în cantitate de 0,05-0,1%, care înglobează în ee diverși alcaloizi, ce imprimă un gust amar. (Potec, Ion. Roșu,1983)

Tabelul 9

Compoziția chimică a tuberculilor de cartof

(După Potec, I. R.,1983)

Soiuri și condiții de calitate

În România se cultivă în special următoarele soiuri de cartofi [1]:

Soiuri timpurii: Gloria 'N' D Sc 1988 și Ostara X 1981 .

Soiuri semitimpurii: Semenic R 17 O 1976, Sucevița R 12 O 1982, Adretta D A 1978, Koretta D A 1989, Anosta 'N' NL Sc 1989, Concorde 'N' NL Sc 1989, Timate 'N' NL Sc 1991, Timate 'N' NL Sc 1991.

Soiuri semitârzii: Cașin R 17 O 1991, Mureșan R 17 O 1984, Super R 17 O 1979, Nicola 'N' D A 1985, Roxy 'N' D Sc 1988, Sante 'N' NL Sc 1989, Desiree X 1965.

Soiuri târzii: Manuela D A 1976, Eba NL Sc 1973, Procura 'N' NL Sc 1976 .(internet)

Fluxul tehnologic cuprinde următoarele operații: recoltarea, presortarea la locul de producție, transportul, recepția calitativa si cantitativă la depozit, presortarea, depozitarea sau introducerea tuberculilor în celule, păstrarea propriu-zisă, scoaterea din celule, condiționarea în vederea valorificării, preambalarea și livrarea sau verificarea. (Potec, I. R.,1983)

II.3.3. Varza (Brassica oleracea) face parte din familia Crucifere, numită așa deoarece are floarea pe tipul patru, cu elementele florale așezate în cruce. Florile sunt grupate în inflorescențe, de culoare galbenă. (internet)

Varza albă ( Brassica oleracea L. Capitata L. f alba Lam) se caracterizează prin aceea ca la maturitatea de recoltare, fermitatea căpățânii este, după soi slabă sau tare, forma căpățânii diferită (sferoidală, alungită, turtită, conică), culoarea frunzelor externe este verzui, galben-verzui, violet la extremitate, iar cele interne sunt alb-galbene. Caracteristic pentru varză este și faptul că soiurile aflate în cultura sunt timpurii, semitimpurii și târzii iar stratul de frunze exterioare este mai apropiat sau depărtat de mugurele propriu-zis, dând aspectul unei rozete. Diametrul rozetei variazâ între 40 și 90 cm.

Varza roșie ( Brassica oleracea L. Capitata L. f. rubra L) are formă sferiodală, ovală, tronconică, diametrul rozetelor de 40-60cm iar culoarea este roșie, roșie violetă mai închisă sau mai deschisă și se datorește antocianelor (adică esterilor acidului sinapinic cu cianidina-5-glucozide-3-soforozide). (Radu. I. F., 2002).

Însușiri fizice ale verzei albe si roșii sunt prezentate în tabelul10:

Tabelul 10

Însușiri fizice ale verzei albe si roșii

(După Potec, I. R.,1983)

Compoziția chimică. Legumele din grupa verzei, sunt legume cu aciditate mică și cu un conținut ridicat în vitamina C și substanțe minerale ( tabelul 11).

Tabelul 11

Compoziția chimică a verzei albe și roșii

(După Potec, I. R.,1983)

Soiuri și condiții de calitate

Varza albă și roșie se valorifică în 3 clase de calitate: calitatea extra, calitatea I și calitatea a II-a. (STAS 1418/77 și 3597/77).

Fluxul tehnologic de păstrare cuprinde următoarele operații: recoltarea. tansportul, păstrarea și pregătirea pentru valorificare. (Potec,Ion. Roșu,1983)

Capitolul III. VITAMINE

III.1. Considerații generale

Vitaminele reprezintă o clasă de substanțe organice cu masa moleculară relativ mică, cu structuri chimice foarte variate care sunt absolut necesare pentru organismele heterotrofe în calitate de compuși complementari ai proteinelor, lipidelor, glucidelor și substanțelor minerale existente în hrană. Cu alte cuvinte, vitaminele constituie componente vitale necesare pentru echilibrarea alimentației. (Segal, R. , 2006) Comparativ cu celelalte substanțe nutritive — proteine, grăsimi și carbohidrați — necesarul de vitamine (chiar și în cazul regimurilor bazate pe megadoze) este minuscul. Dar lipsa unei singure vitamine poate pune în pericol întreg organismul.(Mindel E., 1991)

Lipsa sau insuficiența vitaminelor din organism determină tulburări metabolice și apariția unor boli numite avitaminoze sau hipovitaminoze, ce constituie boli carențiale (Neamțu G., 1981)

Vitaminele sunt sintetizate de organismele vegetale și în mai mică măsură de unele specii de animale și de către om. (Banu, C. , 2003) Pentru om, sursa principală de vitamine o constituie plantele unde ele sunt sintetizate. Omul primește acești compuși fie direct din produsele alimentare de origine vegetală, fie indirect, din produsele de origine animală unde vitaminele au fost în prealabil acumulate din hrana vegetală. În aceste surse, ele pot exista ca atare – sub formă biologic activă, fie sub formă inactivă – de provitamine din care în organism se formează vitaminele active.

Vitaminele sunt necesare pentru activitatea vitală normală a omului și animalelor dar și pentru plante (rădăcinile plantelor nu se pot dezvolta normal fară unele vitamine) și microorganisme ( pentru dezvoltare și creștere normale, microorganismele necesită prezența în mediul nutritiv a mai multor vitamine). (Segal, R. , 2006)

În plante, vitaminele se găsesc în cantitate mai mare în frunze, fructe, semințe în stare de granulație, plantule, polen, drojdie de bere, alge, etc.

Vitaminele au în organism un rol funcțional însemnat. Ele se mai numesc și factori coenzimatici deoarece un număr însemnat de vitamine (în mod deosebit cele hidrosolubile) îndeplinesc rolul de coenzime, iar altele îndeplinesc rolul de activatori enzimatici, justificându-se și în acest fel încadrarea vitaminelor între biocatalizatori. Unele vitamine formează în celule importante sisteme de oxidoreducere, care iau parte în numeroase procese metabolice ale glucidelor, lipidelor, protidelor și a altor compuși, reglează potențialul de oxidoreducere celular, contribuie la transportul hidrogenului pe cale neenzimatică (vitaminele C, E, K, etc). La plante se pare că vitaminele stimulează procesul de fecundație, fapt ce explică conținutul ridicat de vitamine din polen.

Din punct de vedere chimic, vitaminele sunt substanțe micromoleculare foarte heterogene. Ca element comun, se poate semnala prezența unor grupări funcționale esterificate în molecula lor. În prezent, majoritatea vitaminelor cunoscute se pot obține pe cale de sinteză și se utilizează în medicină ca importanți factori profilactici și curativi. (Neamțu G., 1981)

III.2. Nomenclatura si clasificarea vitaminelor

III.2.1. Nomenclatura vitaminelor

Denumirea vitaminelor se poate stabili dupa trei criterii: dupa nomenclatura veche, dupa rolul fiziologic si dupa structura chimica.

Dupa nomenclatura veche vitaminele continuă sa se denumeasca și in prezent cu ajutorul literelor mari din alfabetul latin (A, B, C, D, E, F, etc.). În cadrul aceleiași clase, vitaminele se denumesc cu ajutorul indicilor (de exemplu: vitamina A1, A2, D2, D3, D4, D5)

Dupa rolul fiziologic ce-l indeplinesc în organism, vitaminele se denumesc astfel: vitamina antixeroftalmica (vitamina A1), antihemoragica (viotamina K), antiberiberi (vitamina B1), antirahitica (vitamina D), etc.

Dupa structura chimica se denumesc: tiamina (vitamina B1), riboflavina (vitamina B2) acid ascorbic (vitamina C), piridoxina (vitamina B6), acid paraaminobenzoic (vitamina H), etc. (Negruț, 2000)

III.2.2. Clasificarea vitaminelor

Structura chimică a vitaminelor este foarte eterogenă, fapt ce creează dificultăți în clasificarea lor pe bate științice. Un criteriu empiric încă acceptat de clasificare a vitaminelor îl constituie solubilitatea lor .După acest criteriu,vitaminele se împart în două mari grupe:

vitamine liposolubile (solubile în lipide și solvenți organici și insolubile în apă);

vitamine hidrosolubile( caracteristi acestei grupe de vitamine, este solubilitatea lor în apă și participarea lor, sub formă de coenzime, la structura unor enzime). (Segal, R. , 2006)

Diferențieri esențiale între vitaminele liposolubile și hidrosolubile. Aceste deosebiri se referă, în principal, la:

Absorbția vitaminelor liposolubile presupune nu numai existența lipidelor în care se solubilizează și care le vehiculează, dar și a lipazelor pancreatice precum și a sărurilor biliare care degradează și respectiv emulsionează complexele lipidovitaminice.Vitaminele hidrosolubile sunt absorbite ușor, absorbția fiind prejudiciată doar de analoclorhidrice, care favorizează distrugerea unora dintre ele;

Vitaminele liposolubile se depozitează cu predilecție în lipidele din ficat, în timp ce vitaminele hidrosolubile nu se depozitează, iar după realizarea unei concentrații optime, variabilă de la un organism la altul, surplusul se elimină pe cale renală;

Vitaminele liposolubile intervin în construcția unor structuri acționând ca și hormoni (de unde și denumirea de hormono – vitamine), în timp ce vitaminele hidrosolubile sunt indispensabile în metabolismul tuturor celulelor și, deoarece majoritatea dintre ele participă la alcătuirea unor enzime, au căpătat denumirea de enzimo – vitamine;

Vitaminele liposolubile participă mai mult la procesele anabolice și la formarea unor substanțe proprii organismului, iar cele hidrosolubile intervin mai ales în reacțiile prin care se eliberează energie;

Nevolile de vitamine liposolubile sunt influențate în principal de intensitatea proceselor morfogenetice (creștere reproducere etc.) iar nevoile organismului pentru vitamine liposolubile sunt proporționale cu consumul de energie prin dietă. (Banu, C. , 2003)

Într-un tablou general, denumirile dupa litere, structură chimică, actiune fiziologică a vitaminelor liposolubile si hidrosolubile sunt urmatoarele:

Vitamine liposolubile:

A retinol, axeroftol antixeroftalmica

D calciferoli antirahitica

E tocoferoli antisterilitate

K filochinone antihemoragica

Vitamine hidrosolubile:

B1 tiamina antinevretica

B2 riboflavina vitamina cresterii

B3 acid pantotenic antidermatitica

B5 (PP) acid nicotinic , nicotinamida antipelagra

B6 piridoxina, piridoxal, piridoxamina antidermatitica

B12 ciancobalamina antianemica

Bc acid folic, folaina, acid pteroil glutamic antianemica

H biotina antiseboreica

C acid ascorbic antiscorbutica

P bioflavone intaritor al capilarelor

Pe langă compușii care intra în aceste două grupe principale de vitamine, mai exista o serie de substanțe cu acțiune asemănătoare vitaminelor:

Colina

Acidul lipoic

Acidul orotic

Vitamina B15, acidul pangamic

Mio-inozita

Acidul paraaminobenzoic

Carnitina

Vitamina U, S-metilmetionina, antiulceroasa

Ubichinone, Coenzima Q

(Negruț, 2000)

În plante și animale s-au identificat unele substațe organice care au o acțiune fiziologică și biochimică opusă vitaminelor. Aceste substanțe poartă denumirea de antivitamine. Ele au în general o structură moleculară asemănătoare cu a vitaminelor, sau cu unele fragmente din molecula lor.

Antivitaminle PP sunt acetilpiridina și piridinsulfonamida

Vitamina H este inhibată de către acidul P-aminosalicilic și de sulfanilamida.

Acidul ascorbic este inhibat de acidul glucozoascorbic care conține 7 atomi de carbon în moleculă.

Se cunosc numeroase antivitamine care au o structură analoagă riboflavinei, piridoxinei, tiaminei, biotinei, acidului folic, precum și vitaminelor K și E.

De asemenea, se cunosc antivitamine care un au structură moleculară asemănătoare cu a vitaminelor. Majoritatea din aceste antivitamine sunt substanțe proteice. Ele se combină cu vitaminele și anihilează activitatea acestora.

Acținuea antivitaminelor se explică prin perturbarea unor procese metabilice care sunt stimulate de acțiunea vitaminelor.

III.3.Vitamina C

III.3.1. Aspecte generale

Vitamina C acidul ascorbic sau vitamina antiscorbutică este principala vitamină de care organismul are nevoie. După studiile efectuate, Pasukin a ajuns la concluzia că scorbutul apare datorită lipsei unor substanțe necesare în alimentația omului.

În 1912, s-a stabilit că această vitamină este vitamina C. În 1958, Zsent-Györgyi a stabilit că vitamina antiscorbutică este acidul hexauronic și că în doze de 0,5-1 mg vindecă scorbutul la animale și în doze mai mari la om. (Ciupercescu-Matache V., 1964)

Vitamina C este cunoscută și sub denumirile de acid ascorbic, factorul antiscorbutic, acidul cevitaminic. (Banu C. ,2003)

III.3.2. Structură chimică și proprietăți

Acidul ascorbic are formula brută C6H8O6

Acidul ascorbic este γ – lactona acidului 2, 3 – dienol – L gulonic, care se poate prezenta și sub o formă cetonică la carbonul C2.

Acidul ascorbic este o substanță cristalizată, optic activă (dextrogiră), cu p.t.=192°C, (Avramiuc M., 2002 , p. 183), este foarte solubil în apă (1 g se dizolvă în 5 ml ala la 10°C și în alcool etilic 95%). Mai este solubil în alcool etilic absolut, glicerină, acetonă. Este greu solubil în alcool metilic și majoritatea alcoolilor superiori și insolubil în benzen, eter, cloroform, grăsimi.

Din produse naturale se extrage cu apă la rece sau la cald, de unde poate fi separat cu un amestec de eter de petrol – acetonă (1:1), eter de petrol – alcool butilic (2:1 și 4:1), eter de petrol – alcool propilic (1:1 și 1:3) dând precipitate.

Din soluții apoase este precipitat de acetatul de plumb la pH=7. Cu cât pH – ul se apropie de 8,5 precipitarea este mai completă. (Ciupercescu V. , 1964, p. 62 – 64).

Acidul ascorbic este un compus nesaturat, cu caracter acid datorită prezenței celor doi hidroxili enolici capabili de a se disocia cu formare de ioni de hidrogen (mai ales pe seama hidroxilului din poziția 3). Existența dublei legături conferă acidului L – ascorbic capacitatea de a se oxida reversibil cu formarea de acid L – dehidroascorbic. Acesta din urmă, la fel ca și acidul L – ascorbic, posedă acțiune vitaminică. (Segal R., 2006, p.170 – 171)

Acid ascorbic Acid dehidroascorbic

(Palamarciuc L, 2007, p.78)

În caz de oxidare înaintată, molecula acidului ascorbic se descompune dând naștere printre altele la acid oxalic: (Ciupercescu V. , 1964, p. 36 – 64)

(Palamarciuc L, 2007, p.78)

III.3.3. Factorii care determină oxidarea acidului ascorbic

Acidul ascorbic sub formă solidă este o substanță stabilă în prezența oxigenului din aer și a temperaturii. În prezența urmelor de apă sau în soluții insă este rapid oxidat. Sensibilitatea este mai mare cu cât pH – ul soluției este mai ridicat. În soluții acide (pH =5 … 6) este relativ stabil. Soluțiile pot fi stabilizate prin adăugarea de agenți stabilizanți.

Temperatura este un factor favorizant al oxidării. Cu cât temperatura este mai ridicată, cu atât viteza de reacție este mai mare. Anumite metale (fierul, cuprul etc.) catallizează puternic reacția de oxidare a vitaminei C. Aluminiul, oțelul inoxidabil un au nicio influență asupra acidului ascorbic.

În absența oxigenului, în vid și în gaze inerte este stabil la încălzire pâna la 100°C timp scurt.

Acidul dehidroascorbic se distruge mai repede cu cât pH – ul este mai ridicat. La pH = 9, distrugerea poate ajunge în 10 minute la 70% (la 20°C). Oxidarea este influențată de pH și temperatură. La pH = 4,5 oxidarea decurge repede, în timp de 15 secunde, în prezența substanțelor oxidante. Temperatura influențează oxidarea în sensul că de la 7° la 60°C viteza oxidării crește proporțional; peste această temperatură, până la 90 – 95°C, viteza scade atinzând un minim.

În prezența ionilor metalelor grele, oxidarea decurge ireversibil.

În soluții preparate cu apă de conductă și cu apă distilată se observa diferențe datorită clorului conținut în apa de conductă.

Acidul ascorbic se pierde în soluții la fierbere, mai puțin decât la temperetura de 70 – 80°C datorită eliminării oxigenului. Cele mai mari pierderi de acid ascorbic se observă în prezența cuprului și aluminiului iar cele mai mici în prezența zincului, staniului și aluminiului.

Radiațiile ultravilolete și ultrasunetele descompun acidul ascorbic. (Ciupercescu V., 1964)

III.3.4. Substanțe care apără acidul ascorbic de oxidare și substanțe în prezența cărora se produce oxidarea

În produsele naturale există substanțe care apără acidul ascorbic de oxidare dar sunt și alte substanțe în prezența cărora se produce oxidarea. Din categoria substanțelor care apără acidul ascorbic de oxidare, fac parte substanțe reducătoare ca SO2 ,antocianii, zaharoza, amidonul diferiți aminoacizi, substanțe proteice, enzime(catalaze).(Banu C., 2006) În cea de – a doua categorie intră enzimele oxidante acid ascorbic-oxidaza (complex proteină – cupru – fenol) oxidazele, peroxidazele care oxidează vitamina numai în prezența altor intermediari, fenol – oxidaza în prezența pirocatechinei și a altor fenoli, peroxidazele în prezența pirocatechinei și peroxizilor. (Ciupercescu V. , 1964, p.63– 66)

Acid ascorbic-oxidaza a fost pusă în evidență de către Tauber (1935). Acid ascorbic-oxidaza este o metal-enzimă solubilă în soluții saline, având masa moleculară de 150000. Co-enzima conține șase atomi de cupru/molculă de proteinăl Acid ascorbic-oxidaza acționeaza în prezența oxigenului, acțiunea sa primară fiind oxidarea acidului ascorbic în acid dehidro-ascorbic, acesta din urmăd putând fi oxidat în compuși fără activitate vitaminică (acid dicetogulonic, acid oxalic etc.).

În plantele intacte, enzima este puțin activă dar este eliberată din celule prin leziunile produse plantei la recoltare, zdrobire, tăiere.

Activitatea enzimei variază de la o specie de plantă la alta și de la varietate la varietate. În general, vegetalele și fructele bogate în acid ascorbic-oxidaza sunt sărace în vitamina C, parte din aceasta fiind găsită sub formă de acid dehidroascorbic. Enzimele sunt localizate în special la periferia fructului. Fructele verzi conțin mai multă enzimă decât cele coapte, de aceea nu se recomandă consumarea fructelor și a unor vegetale integre imediat după recoltare, ci după trecerea unui anumit timp de păstrare, în care are loc distrugerea progresivă și rapidă a enzimei. De regulă, însa, la păstrarea produselor bogate în acid ascorbic-oxidaza, vitamina C se diminuează mult mai rapid decât în produsele cu conținut redus de acid ascorbic-oxidază. (Banu C., 2003)

Stabilizarea acidului ascorbic în plante se datorează gruparilor sulfhidril – SH și datorită faptului ca vitamina C se găsește în proporție de 70% legată într-un complex (ascorbigenul) care are aceeași activitate vitaminică, dar un poate fi oxidat de enzimele oxidante și nici un dă reacții de oxidare cu diclorfenolul și albastru metilenul).

Ascorbigenul se disociază în mediu acid, dând naștere vitaminei C. (Ciupercescu V. , 1964, p.63– 66)

Structura ascorbigenului poate fi redată prin următoarele formule:

(Palamarciuc L, 2007, p.78-79)

Acidul ascorbic formează săruri cu compușii organici și anorganici. Multe săruri sunt solubile în apă și au activitate biologică care uneori depășește valoarea vitaminei C pure, posedând proprietăți noi (de exemplu, sărurile de sodiu, calciu, amoniu, plumb) (Ciupercescu V. , 1964, p.66)

(Palamarciuc L, 2007, p. 79)

III.4. Metabolismul acidului L – ascorbic din legume și fructe

III.4.1. Biosinteza acidului L –ascorbic. Folosindu-se tehnica izotopilor radioactivi, s-a putut dovedi că în organismele vegetale și în unele organisme animale acidul ascorbic se formează din zaharuri simple ca glucoză sau galactoză. În continuare, este redată calea probabilă se sinteză a acidului ascorbic pornindu-se de la D-glucoză.

Cea mai importantă secvență a acestei sinteze este trecerea (prin izomerizare) de la D-glucurono-γ-lactonă la L-gulono-γ-lactonă. (Avramiuc M., 2002)

Biosinteza acidului L – ascorbic are loc în țesuturile plantelor printr-o succesiune de reacții fotochimice, plecând de la D-glucoză sau D-galactoză. Se presupune că enzimele implicate în aceste transformări formează legături esterice cu acizii, lanțul reacțiilor enzimatice putând fi reprezentat în felul următor:

L-galactono-lactonă + enzimă → L-galactonil-enzimă + O2→2-oxo-galactonil-enzimă →acid 2-oxo-L-galactonic + enzimă (liberă) → acid L-ascorbic

Enzima care catalizează această biosinteză este flavoproteina care își exercită acțiunea catalitică în oxidarea L-galactonolactonei prin transfer de electroni la citocromul C .

III.4.2. Biodegradarea acidului L-ascorbic

În general biodegradarea vitaminelor în țesuturile legumelor și fructelor este puțin cunoscută, dar se presupune că aceasta are loc în prezența enzimelor printr-un proces de oxidare.

Procesul de biodegradare a acidului L-ascorbic până în acid dehidroascorbic se produce sub acțiunea reductazei în prezența glutationului redus. În continuare, oxidarea poate avea loc în prezența oxigenului, a apei sau a apei oxigenate.

În cazul țesuturilor vătămate, procesul de oxidare este intens și conținutul în acid ascorbic se reduce rapid până la dispariția totală.

Nuss și Loemus (1978) au dovedit că C1 și C2 din molecula acidului L-ascorbic dau naștere în unele plante la acid oxalic.

Saito și Loemus (1979) au constatat că molecula acidului ascorbic se rupe între C4 și C5. Fragmentul cu 4 atomi de carbon este utilizat în sinteza acidului tartric, iar cel cu 2 atomi de carbon participă la metabolismul glucidelor. Nagy (1980) a stabilit că produsele de degradare aerobă și anaerobă ale acidului ascorbic sunt: hidroxifurfuralul și furfuralul. (Gherghi A., 1983)

Degradări posibile ale vitaminei C: AA-acid ascorbic; DHA-acid dehidroascorbic; DKA-acid dicetogulonic; HF-hidroxi furfural

(Banu c. Și colab., 2002)

Degradrea complexă a acidului ascorbic în condiții aerobe/anaerobe este prezentată în mai jos:

Degradarea complexă a acidului ascorbic în condiții aerobe/anaerobe:

H2O-acid ascorbic, forma redusă; HA-monoanion de acid ascorbic; A-acid dehidroascorbic; A’-radical anionic de ascorbat; DGK-acid dicetogulonic;Mn+1-catalizator mecanic;HO2-radical peroxil; DP-3-deoxipentoză; X-xilosonă; F-fural; FA-acid furancarboxilic.

(Banu C. și colab., 2002)

III.5.Sensibilitatea la diferiți factori ai vitaminei C comparativ cu alte vitamine

Sensibilitatea la diferiți factori ai vitaminei C comparativ cu alte vitamine este prezentată în tabelul 12.

Tabelul 12

Sensibilitatea la diferiți factori ai vitaminei C comparativ cu alte vitamine

(după Schipor, A. V., 2001)

III.6. Factorii care infuențează conținutul în vitamina C al produselor vegetale

Conținutul în vitamina C al produselor vegetale variază între limite largi, în funcție de o serie de factori. Acești factori sunt:

Varietatea și soiul. Variația conținutului de vitamina C se datorește în primul rând varietății și soiului;

Stadiul de maturitate influențează în mod deosebit conținutul în vitamina C. Astfel se constată un conținut maxim în vitamina C la stadiul de maturitate industrială. În cazul nucilor verzi situația este deosebită; o dată cu maturarea, vitamina C scade până la zero.

Regiunea de cultură prezintă o importanță deosebită asupra conținutului în vitamina C a fructelor și legumelor. S-a constatat că în regiunile cu temperatură scăzută măceșele conțin mai multă vitamina C decât în regiunile de șes unde temperatura medie anuală este mai ridicată. În regiunile cu climă rece, cartofii conțin cantități mai mici de vitamina C decât în regiunile calde.

Anotimpul. O mare variabilitate a conținutului de vitamina c se constată și în funcție de anotimp. Acele de pin și alte conifere au un conținut ridicat de vitamina C în timpul anotimpului rece. Pe măsură ce temperatura crește, conținutul în vitamina C scade.

Condițiile de cultură. S-au putut pune în evidență deosebiri în cantitatea de vitamina C existentă în fructele și legumele cultivate în seră și terenuri descoperite.(Ciupercescu-Matache, V,1964) astfel s-a sesizat că legumele crescute în condiții de seră sunt mai sărace în vitamina C decât cele cultivate în aer liber. (Gherghi A., 1983)

Lumina solară. Acidul ascorbic se formează în procesele de fotosinteză, deci cantitatea de vitamina C crește în special pe părțile expuse la soare. (Ciupercescu-Matache, V,1964) Expunerea la soare, în timpul creșterii fructelor și legumelor este un factor foarte important deoarece, în urma analizelor facute, s-a găsit vitamina C de două ori mai mult decât în merele aceluiași exemplar de pom, dar crescute la umbră. Astfel pentru aceeași specie vegetală, de exemplu pentru varză, frunzele verzi sunt de 2-3 ori mai bogate în vitamina C decât cele albe, situate spre interior. (Gherghi A., 1983)

Vitaminele sunt distribuite în mod diferit în părțile fructelor și legumelor. Astfel se constată că vitamina C este repartizată în straturile exterioare al merelor și tomatelor. Coaja merelor conține o cantitate aproape dublă în comparație cu miezul. Tomatele cu diametrul mai mic sunt mai bogate în acid ascorbic decât cele cu dimensiuni mari, datorită unei suprafețe relative mai mari a cojii. Cu totul alta este situația în cazul verzei unde coceanul conține o cantitate mai mare decât foile. (Ciupercescu-Matache, V.,1964)

III.14. Modificarea conținutului în acid ascorbic în perioada creșterii, maturării și valorificării legumelor și fructelor.

Pe parcursul perioadei de creștere și maturare a legumelor și fructelor are loc biosinteza acidului L-ascorbic, proces complex, influențat de condițiile pedoclimatice și de tehnolologiile de cultură. Astfel, prin aplicarea îngrășămintelor crește conținutul în acid L-ascorbic din legume și fructe. Același efect îl au și tratamentele prerecoltă cu acid succinic și uree asupra conținutului în acid L-ascorbic din cartofi (Alimova, 1980). O acținue contrară, de descreștere a cantității de acid L-ascorbic din legume și fructe se constată prin aplicarea erbicidelor de tip prometrin (Sistev și Kusenețova, 1977).(Gherghi A., 1983)

Expunerea la lumina solară, în perioada de creștere, a fructelor și legumelor le conferă acestora un spor în conținutul de vitamină C, direct proporțional cu intensitatea acestei incidențe, beneficiare fiind deci frunzele exterioare, coaja și straturile periferice.

Tomatele cu pigmentația roșie pe 10-15% din suprafață conțin în medie 17,0 mg/100 g acid ascorbic. Pe măsură ce se maturează și colorația roșie se extinde la 80-90 % din suprafață, conținutul în acid ascorbic din tomate crește până la circa 24,0 mg/100 g. Creșterea în acid L-ascorbic s-a constatat și în cazul tomatelor recoltate la maturitatea în verde și care au fost postmaturate la temperaturi de 10°C și de 20-22 °C. În primul caz, creșterea conținutului în acid L-ascorbic a fost de 8,1 mg /100 g, iar în cel de-al doilea, de 1,6 mg /100 g (Dobreanu, 1977).

În cazul dovleceilor, acumularea acidului ascorbic are loc în faza cunoscută de dovlecel în floare, când se realizează circa 40 mg /100 g. Pe măsură ce dovleceii se maturizează, conținutul în acid ascorbic scade în medie la 23 mg /100 g și apoi la 15 mg /100 g când ajung la dimensiunea caracteristică soiului.

La pepenii galbeni, în faza de pârgă, conținutul în acid ascorbic este sub 28 mg/100 g, iar la maturitatea de consum crește la 31 mg / 100g (Dobreanu și Niculescu).

Acidul ascorbic este prezent în mere atât ca acid L-ascorbic cât și ca acid dehidroascorbic. În perioada maturării fructelor pe pom, proporția de acid L-ascorbic crește, iar cea de acid dehidroascorbic scade. În faza de pârgă, în cazul merelor Ionathan, s-a stabilit un conținut de 10,2 mg acid ascorbic / 100 g, iar apoi în decurs de 18 zile, perioadă în care se realizează maturitatea de consum, conținutul în acid ascorbic a scăzut la 7,9 mg /100 g (Gherghi și colab., 1980).

Cercetările efectuate cu acid ascorbic marcat cu C14 au demonstrat că în timpul maturării strugurilor, acidul ascorbic este metabolizat în acid tartric (Williams și Loemus, 1978).

La soiul de prune Vinete de Italia, în faza de pârgă, conținutul în acid ascorbic a fost de 6,7 mg / 100 g, iar după 10 zile de maturare pe pom, valoarea acestuia a scăzut la 5,7 mg / 100 g (Burzo și colab., 1979), datorită oxidării acidului ascorbic, proces în care sunt implicate oxidazele (ascorbaze și fenolaze) sau dehidrazele care acționează în prezența chinonelor. Prezența unor compuși ca: vitamina P, sau substanțelor tanoide au un rol protector, acestea acționând în sensul frânării vitezei de degradare a acidului ascorbic.

Pe parcursul perioadei de păstrare, în legumele și fructele recoltate la maturitate, are loc diminuarea continuă a cantității de acid ascorbic, intensitatea scăderii acestui conținut fiind dependentă de specie, soi, temperatură. Astfel din datele obținute de autori rezultă că în cazul salatei, conținutul în acid ascorbic a scăzut după 2 zile de păstrare la temperatura de 3°C, de la 32,2 la 22,8 mg / 100 g. La fasolea păstăi, după 2 zile de păstrare la temperatura de 23-25 °C, conținutul în acid ascorbic s-a redus de la 18,8 la 12 mg / 100 g.

La merele din soiul Ionathan, după 200 de zile de păstrare la 0°C, conținutul în acid ascorbic a scăzut dela 7,84 la 5,70 mg / 100 g.

La pere, conținutul în acid ascorbic, după 150 de zile de păstrare în depozite frigorifice, la 0°C a scăzut cu 2,5 mg/100g față de valoarea inițială de 7,71 mg/100g.

Diminuarea conținutului în acid ascorbic pe parcursul păstrării are loc și în alte produse, ca: ardei, gogoșari, ceapă, morcovi, varză, caise, căpșune, cireșe, piersici, prune, struguri, vișine etc.

Cercetările efectuate cu privire la păstrarea legumelor și fructelor în atmosferă controlată, au dovedit că în aceste condiții, conținutul în acid ascorbic s-a menținut la un nivel mai ridicat, comparativ cu cel determinat în produsele păstrate în condiții frigorifice obișnuite.

Uneori, asa cum menționează Bogdanski și Bogdanska (1962), la sfârșitul perioadei de păstrare a rădăcinoaselor și a tuberculilor de cartofi, când se declanșează procesul de încolțire, se înregistrează o ușoară creștere a conținutului în acid ascorbic.

Conținutul în vitamine din produsele horticole se schimbă relativ rapid sub acțiunea factorilor de mediu în perioada de creștere, maturare și valorificare și din această cauză este utilizat ca un indicator de calitate al acestor produse (Gherghi A., 1983)

III.7. Factorii de infuență care afectează negativ nivelul de acid ascorbic din materiile prime vegetale, în urma procesului tehnologic de valorificare.

Acești factori se referă la:

manipularea-conservarea post recoltare. În cadrul acestui proces se înregistrează pierderi mari de vitamina C, drept dovadă fiind exemplul cartofilor care la depozitare, timp de 3 luni 50%din vitamina C. Legumele congetale pierd, in medie 26%vitamina C iar fructele congelate 18% vitamina C; (Banu C, 2006)

depozitarea –se constată pierderi mai mari ale acidului ascorbic la temperatura ordinară decât la temperaturi scăzute; (Ciupercescu – Matache, V.,1964)

tăierea/mărunțirea fructelor și legumelor: tăierea legumelor și fructelor conduce la eliberarea de enzime oxidative cu potențial distructiv asupra vitaminei C în prezența oxigenului și totodată prin creșterea suprafeței de contact cu lichidul de înmuiere, blanșare, fierbere etc., în care trece o parte din vitamina C. De exemplu, simpla tăiere a verzei albe, conduce la pierderi de până la 75% a vitaminei C;

macinarea la cereale, influențează conținutul conținutul în vitamine al făinurilor obținute în funcție de gradul de extracție; (Banu C, 2006)

blanșarea, opărirea, fierberea.

Opărirea are ca scop înactivarea sistemelor enzimatice existente în legume și fructe. În cursul procesului de opărire apar ca factori: temperatura de opărire, timpul de opărire și agentul de opărire.

Înfluența temperaturii asupra vitaminei este funcție de mai mulți factori. După cum am specificat, în fructe și legume se găsesc enzime care distrug vitamina C și enzime cu acțiune protectoare. Dacă opărirea are loc la o temperatură care inactivează enzimele care distrug vitamina C, pierderile sunt minime. Dacă însă se distrug și enzimele protectoare pierderile sunt ridicate.

Durata opăririi exercită o influență negativă asupra vitaminelor. Astfel, s-a constatat o pierdere a vitaminei C direct proporțională cu durata tratamentului termic.

Modul în care se face opărirea are o importanță majoră: dacă opărirea se efectuează în abur în loc de apă, pierderile de vitamina C se micșorează mult după cum se poate observa din tabelul 13.

Tabelul 13

Pierderile de vitamina C ale unor legume prin opărire în apă și în abur,

în %

Dacă opărirea se face în mediul în care s-au adăugat diferite substanțe capabile de a modifica pH-ul, pierderile sunt în funcție de alcalinitatea soluției. (Ciupercescu – Matache, V.,1964);

La fierberea vegetalelor în apă, se înregistrează pierderi de 25-27% acid ascorbic în funcție de cantitatea de apă folosită la fierbere, durata și modul cum se execută fierberea. La blanșarea și sterilizarea vegetalelor se pierde 47-82% acid ascorbic, pierderile cele mai mari fiind la blanșare. (Banu C, 2006)

– sterilizarea influențează conținutul în vitamina C al produselor datorită faptului că acest tratament necesită temperaturi ridicate (100-127°C) și durată suficient de mare încât să distrugă formele vegetative și sporii microorganismelor. Pierderile de substanță nutritivă sunt în funcție de o serie de factori care în esență se rezumă la natura materiei prime supusă sterilizării. Comparativ cu celelalte vitamine prezente în fructe și legume, vitamina C se distruge prin sterilizare în proporția cea mai mare. Cercetările efectuate au arătat că pierderile în vitamina C sunt în funcție de natura legumei supuse sterilizării. De exemplu conservele acide de tomate , suferă pierderi mici de vitamina C, tocmai datorită pH-ului scăzut.

S-a mai constatat că pierderile de vitamina C la sterilizare sunt proporționale cu conținutul de oxigen existent în recipient. Dacă se aplică sistemul de închidere sub vid, pierderile de acid ascorbic se micșorează sensibil.

Temperatura înaltă nu produce distrugeri de vitamina C mai mari , factorul preponderent fiind tratamentul termic.

– reducerea conținutului de apă (prin uscare sau concentrare) în vederea conservării duce la creșterea proporției de substanță uscată, mărirea presiunii osmotice și micșorarea activității microorganismelor. Modul cum se face operația influențează în cea mai mare măsură conținutul în vitamina C a produsului final. În cazul în care concentrarea se face la presiune normală, acidul ascorbic poate suferi pierderi de până la 90%, în funcție de durata concentrării.

O înfluență deosebită pentru menținerea conținutului de vitamina C o are materialul din care sunt confecționate utilajele; cuprul și aliajele sale au un efect distructiv major.

În anumite cazuri , în scopul păstrării culorii se recurge la sulfitarea produselor. Sulfitarea are ca urmare micșorarea pierderilor de vitamina C (însă este nefavorabilă păstrării tiaminei).

În urma operației de uscare, se produc pierderi în conținutul de vitamina C, pierderi care ca și în cazul concentrării sunt influențate de felul uscării (uscare naturală, uscare cu aer cald la presiune ordinară, uscare sub vid, criodesicrare).

Datorită faptului că vitamina C în prezența aerului se oxidează foarte ușor, uscarea cu aer cald produce pierderi deosebit de mari. În cazul uscării la soare, vitamina C se pierde în proporție de 90-100%.

murarea fructelor și legumelor nu produce pierderi însemnate în vitamina C; în lichid se regăsește circa 50%din acidul ascorbic conținut inițial;

congelarea – la congelare se inactivează enzimele prin opărire și se micșorează activitatea microorganismelor prin scăderea temperaturii pâna la valori la care acestea un se mai dezvoltă. Dacă congelarea se face fără opărire prealabilă, are loc în timpul procesului tehnologic o distrugere mai mare de acid ascorbic decât atunci când se face opărirea.

Timpul de păstrare la temperaturi scăzute produce pierderi proporționale de acid ascorbic.

– sucurile de legume și fructe. Vitamina C este deosebit de stabilă în sucurile citrice, în care se găsesc stabilizatori naturali. În alte sucuri este labilă, în sensul că prezența enzimelor produce inactivarea ei. O influență negativă asupra vitaminei C o are prezența oxigenului, când pierderile pot ajunge la 50-60%. Prezența ionilor metalelor grele, ca Ag și Cu, duce la distrugerea completă a acidului ascorbic, în special la temperatură ridicată; (Ciupercescu – Matache, V.,1964)

adaosul de substanțe chimice: de exemplu, bicarbonatul folosit la înmuierea unor leguminoase, cu scopul de a favoriza extracția de oligoglucide responsabile de flatulență contribuie la distrugerea vitaminei C;

menținerea unor legume și fructe tăiate în apă pentru a le feri de contactul cu oxigenul atmosferic, deci pentru a preveni îmbrunările emzimatice, determină pierderea vitaminei C prin solubilizare. Astel, de exemplu, în cazul cartofilor curățați, menținuți în apă 28 de ore, se înregistrează pierderi de 14% acid ascorbic iar merele curățate și păstrate în apă câteva ore pierd 8-20% din conținutul inițial de acid ascorbic;

tratamenul alcalin conduce, de asemenea la distrugerea acidului ascorbic;

degradrea oxidativă a lipidelor provoacă distrugerea acidului ascorbic;

depozitarea conservelor vegetale. Conținutul în vitamina C scade si la depozitarea conservelor vegetale, pierderile fiind în funcție de temperatura de depozitare; (Banu C., 2006)

III.8. Dozarea acidului ascorbic

Metodele de dozare a acidului ascorbic sunt:

metode biologice – se bazează pe constatarea că lipsa vitaminei C asupra unor animale conduce la stagnarea creșterii și scăderea greutății. Se mai determină acidul ascorbic și acidul dehidroascorbic, datorită faptului că amândouă au activitate biologică;

metodele fizice – în această categorie intră metodele polarografice și metoda spectrofotometrică;

metodele chimice – se bazează pe următoarele proprietăți ale vitaminei C:

– capacitatea reducătoare a extractelor acide în care se găsește acidul ascorbic poate fi măsurată cu un agent oxidant ca: diclor – fenol – indofenol, iodat de potasiu, fericianură, albastru metilen;

– însușirea comună zaharurilor de a se transforma, în anumite condiții în furfurol și determinarea colorimetrică a acestuia;

– formarea unei osazone de culoare roșie care se determină colorimeteric. (Ciupercesc-Matache, V., 1964, p. 106

III.9.Vitamina C – antioxidant neenzimatic

III.9.1. Bioantioxidanții

Oxidarea biologică, care constă în transformarea glucidelor, lipidelor și proteinelor, prin oxidare enzimatică, în energie antrenează electronii și hidrogenii substraturilor într-o succesiune de reacții care se finalizează cu transferul lor pe oxigenul molecular și formarea apei ca produs final al respirației. Pe parcursul acestor numeroase procese de oxidoreducere se formează, ca intermediari, specii chimice care posedă un electron neperche (“celibatar”) pe orbita lor externă. Acești compuși numiți “radicali liberi”, sunt susceptibili de a degrada prin oxidare moleculele biologice și sunt implicați în diverse stări patologice (inflamații, ateroscleroză, ischemie, cancer, etc.). Fenomenul se numește stress oxidativ, care apare ca o consecință a unui surplus de radicali liberi față de nivelul capacității organismului de a-i neutraliza (Sies, H., 1991; Porter, N.A. ș. a. , 1995; Greenberg, E. R. și Sporn, M.B., 1996).

Intensitatea formării radicalilor liberi în organism este o consecință a activării oxigenului; molecula de oxigen, în stare normală este stabilă și deci este puțin reactivă, dar în procesele metabolice de tip redox, are loc o reactivare cu formare de specii reactive ale radicalilor liberi: oxigenul singlet (1O2), anionul superoxid (O2-·), apa oxigenată (H2O2), radicalul hidroxil (OH·).

Biomoleculele din celuă reacționează foarte puternic cu aceste specii reactive ale oxigenului, transformăndu-se în radicali liberi. Fiecare radical liber, caută un electron din mediul înconjurător, formând un nou radical liber, ceea ce declanșează o reacție în lanț. Rezultatul acestui proces constă în degradarea biomoleculelor implicate în organizarea și funcționarea celulei. Acțiunea acută și de lungă durată a radicalilor liberi în țesuturile vii duce la perturbarea multor căi metabolice, la modificarea proprietăților structurilor celulare cu consecințe de natură patologică. (Esterbauer H., ș.a., 1992; Steinberg, D., 1992;)

Dintre organitele celuare, cele mai expuse acțiunii radicalilor liberi sunt membranele, în structura cărora sunt prezenți acizii grași polinesaturați ușor oxidabili și care pot forma cu ușurință hidroperoxizi (Ames, B. N., 1983; Kanner, J. ș.a., 1987). Hidroxiperoxizii sunt substanțe labile ce au capacitatea de a se autodescompune în radicali liberi, ceea ce face ca procesul să fie autocatalitic și să decurgă în lanț. Viteza reacțiilor de dezvoltare a lanțului depinde atât de stabilitatea peroxizilor, cât și de cantitatea lor. La rândul său, stabilitatea peroxizilor este influențată de structura acizilor grași nesaturați. Modificările structurale ale acizilor grași membranari au ca efect schimbarea caracteristicilor membranelor și mai ales a fluidității și semipermeabilității lor. Degradarea membranelor contribuie la agravarea unor maladii, de exemplu, oxidarea poate degrada vasele de sânge, poate induce formarea ateroamelor, poate crește frecvența cazurilor de tromboză și în general, constituie o cauză a apariției și dezvoltării aterosclerozei. (Kinsella, J. E. ș.a.,1993; Diaz, M. N., ș.a., 1997)

Deoarece intensificarea lipoperoxidării este considerată ca având repercusiuni asupra sănătății prin favorizarea bolilor cardio-vasculare, diabetului, cancerului și a numeroaselor patologii, duce la concluzia că acest proces reprezintă un mecanism general de inițiere a patologiei la nivel celular iar reacțiile de neutralizare a radicalilor liberi și peroxizilor , în care antioxidanții au un rol important, reprezintă un mecanism general de protecție.

Organismul dispune de un spectru larg de mijloace prin care controlează peroxidarea și inhibă rapid, elimină și/sau inactivează generatorii de radicali liberi. (Sies, H., 1991)

Marea eficiență a antioxidanților constă în sinergismul lor, în însumarea acțiunii lor combinate, fiecare funcționând după mecanisme diferite și la nivele variate ale lanțului evoluției radicalilor liberi în organism (Olinescu, R., 1994) creeând posibilitatea reglării și limitării excesului de radicali liberi sau de specii reactive (peroxizi). În acest fel, organismul și-a creat un sistem antioxidant variat ca structură și mod de acțiune care-i conferă o eficiență sigură. Pentru aceeași specie de radicali liberi acționează antioxidanți enzimatici și nnenzimatici localizați în compartimente diferite (membrane, citoplasmă, lichide extracelulare).

Vitamina C face parte din grupa antioxidanților neezimatici (nutriționali), alături de vitamina E, catotenoizii, glutationul, bioflavonele.

III.9.2. Mecanismul de acțiune

Vitamina C, poate proteja membranele celulare contra lipoperoxidării, după două mecanisme:

direct, prin interceptarea radicalilor liberi formați în faza apoasă a citosolului:

AH + R· → RH + A·

AH=radical inactiv sau slab activ (antioxidant)

Radicalul este redus într-un compus hidrogenat, iar ascorbatul este oxidat la radical ascorbil.

– indirect, prin participare la regenerarea vitaminei E:

LOO· + α – TOH → LOOH + α – TO·

α – TO· + AH → α – TOH + A·

α – TOH = reprezintă vitamina E

Acest mecanism indirect, propus de Tappel în 1968, a fost confirmat ulterior de experimente fizico-chimice în soluții omogene, dispersii micelare sau pe modele de membrane (liposomi). Gruparea cromanoxil a vitaminei E ar fi aproape de interfața mambrană-apă și ascorbatul ar putea avea acces la radicalul α – TO· mai ușor decât la cel LOO·. (Costin, G.M.,1999)

III.10. Importanța vitaminei C asupra organismului

Importanța capitala a vitaminei C pentru organism derivă din următoarele proprietăți:

intervine în fenomenele de oxidoreducere,fiind cel mai puternic antioxidant;

este antiinfecțioasă, tonifiantă, antitoxică;

participă la asimilarea de către organism a fierului; (Schipor A. Valerian, 2001, p.52-53)

– previne și vindecă scorbutul. Avitaminoza C duce la scorbut, boală gravă întâlnită doar la 4 specii de mamifere (om, unele maimuțe, cobai, liliac) care un pot sintetiza acest factor (Avramiuc M., 2002, p.184-185) datorită absenței din ficat (locul de sinteză) a enzimei L – hulonooxidază care intervine îm ultima etapă a a lanțului reacțiilor enzimatice (Segal R., 2006, p.171). Simptomele bolii sunt: hemoragii la nivelul pielii, mucoaselor, articulațiilor și periostului, inflamații necrotice ale gingiilor și căderea dinților, precum și leziuni ale oaselor. (Avramiuc M., 2002, p.184-185)

– mărește rezistența vaselor sanguine;

contribuie la formarea globulelor roșii, a dinților și oaselor;

are rol de reglare a nivelului glicemiei și al colesterolului, de distrugere a toxinelor acumulate în organism;

intervine în buna funcționare a țesuturilor, precum și a diferitelor organe;

participă la transformările chimice ale proteinelor, lipidelor și glucidelor, la formarea substanțelor intercelulare;

diminuează perioadele de covalescență;

este efivientă în reducerea ritmului de opacifiere a cristalinului;

întârzie apariția cataractei și-i reduce gravitatea cu cca 50%;

împiedică depunerea grăsimilor la nivelul ficatului și asigură funcționarea normală a celulei hepatice;

intervine în metabolismul carotenilor;

protejează acidul folic;

are acțiune antialergică;

acționează ca laxativ natural;

scade incidența apariției de cheaguri în vasele saguine;

mărește gradul de absorbție a fierului organic;

reduce efectul unui număr mare de alergeni;

asigură coeziunea celuleor proteice, mărind astfel durata vieții.
(Schipor A. Valerian, 2001, p.52-53)

III.11. Acidul ascorbic – aditiv alimentar

Acidul ascorbic și sărurile sale de sodiu, potasiu și calciu sunt des folosiți ca aditivi alimentari antioxidanți. Acești compuși sunt solubili în apă și, deci, nu pot proteja grăsimile de oxidare: pentru acestea, esterii liposolubili ai acidului ascobic cu catenă lungă de acizi grași (ascorbil palmitat sau ascorbil stearate) pot fi folosiți drepti antioxidanți.

Numele aditivilor alimentari europeni relevanți sunt: E300 acid ascorbic, E301 ascorbat de sodiu, E302 ascorbat de calciu, E303 ascorbat de potasiu, E304 esteri ai acidului ascorbic cu acizi grași, ascorbil palmitat și ascorbil stearat. (Banu, C. ș. a., 2000)

Acidul ascorbic, datorită proprietăților sale reducătoare, realizează inhibarea proceselor de oxidare în concentrații de 100-200 mg/l. Acținuea lui este mai redusă decât a bioxidului de sulf, dar un prezintă efectele toxice ale acestuia. În prezent, se preferă folosirea în asociație a dioxidului de sulf cu acidul ascorbic.(Segal, B., Balint, C., )

III.12. Răspândirea în natură

În natură, vitamina C se găsește sub trei forme: acidul ascorbic (forma cea mai activă și mai sensibilă, fiindcă se degradează foarte ușor), acidul dehidroascorbic și ascorbigenul (Paraschiv I., 1994)

În general, toate produsele vegetale, în stare proaspătă conțin vitamina C dar foarte bogate sunt legumele (ardei, varză, pătrunjel, spanac, conopidă, tomate, mazăre, urzici,cartofi) și fructele (măceșe (poate ajunge chiar până la 4,8%), coacăze negre, zmeură, fragi, portocale, lamâi, grapefruit). (Avramiuc M., 2002, p.185) În țesuturile vegetale, acidul ascorbic se găsește în regiunile de creștere activă, sediul sintezei fiind cloroplastele, În seminte, nu se găsește inițial dar apare în prima zi de germinație.(D. Moțoc) Animalele sintetizează de asemenea vitamina C, cu excepția maimuței, cobaiului și a omului. Se găsește în stare liberă și asociată cu proteinele, formănd un complex proteină-acid ascorbic, numit ascorbigen. Conținutul de vitamină C din plantele ierboase scade o dată cu creșterea acestora. În plantele uscate cantitatea de vitamina C este redusă. (G., Neamțu, 1981).

Tabelul 14

Conținutul mediu în vitamina C, al unor legume și fructe, în ordine descrescătoare

(după Schipor A. Valerian, 2001)

Vitamina C se gasește și în produsele de origine animală, însă în cantități mai mici. Primele locuri pe listă le ocupă ficatul de vită (31mg/100g) și rinichii iar cantități foarte mici se găsesc în brânza grasă de vacă (0,5mg/100g) si în laptele de vacă (2 mg/100g).(Schipor, A. V., 2001, p.58-60)

III.13. Necesarul zilnic

Comitetul FAO/OMS recomandă 30 mg/zi pentru un adult în condiții obișnuite de viață, iar pentru copii și adolescenți 20 mg/zi. Pentru menținerea unei concentrații normale de acid ascorbic în plasmă și leucocite se consideră că un adult trebuie să ingereze 70 – 80 mg pe zi. Când se stabilește însă necesarul de acid ascorbic, trebuie să se țină seama de starea fiziologică, de condițiile de viață și de muncă, de anotimp.

Deoarece există o dependență strânsă între activitatea musculară și necesarul de acid ascorbic, se consideră că rația de vitamina C trebuie raportată la consumul energetic și se recomandă un aport de 20mg la 1000kcal ingerate. Acest raport trebuie majorat cu 10 – 12% pentru copii, femei care alăptează, muncitori care lucrează în condiții grele. (Poroch – Serițan M.,2006 p.63)

Capitolul IV. Materiale și metode de cercetare

În partea experimentală a acestei lucrării s-a determinat variația conținutului în acid ascorbic la depozitarea unor anumite fructe și legumele .

IV. 1. Materialul biologic

Cercetările au fost efectuate folosind ca obiect de studiu, cartofi roșii și albi, varză roșie și albă și mere din soiurile Ionathan și Golden, cărora li s-a studiat evoluția conținutului de acid ascorbic timp de 16 săptămâni.

Probele de material biologic au fost păstrate în recipiente din sticlă și lemn, constituindu-se pentru fiecare material variante de experiențe, la fiecare prag termic, după cum urmează:

T=4-5°C, în prezența oxigenului;

T=4-5°C, în lipsa oxigenului;

T=7-8°C, în prezența oxigenului;

T=7-8°C, în lipsa oxigenului;

T=15°C, în prezența oxigenului;

T=15°C, în lipsa oxigenului;

IV.2. Metodele de cercetare

IV.2.1. Dozarea acidului ascorbic din material vegetal prin titrare cu 2,6-Diclorfenolindofenol (DCFIF)

Principiul metodei:

Acidul ascorbic are proprietatea de a reduce 2,6-diclorfenolindofenolul (reactivul Tillmans) în leucoderivatul corespunzător.

Reactivi:

– soluție de acid oxalic 0,01N;

– soluție de acid sulfuric 50%;

– soluție de permanganat de potasiu 0,01N.

Se stabilește factorul soluției de permanganat cu ajutorul soluției de acid oxalic. La 10ml soluție de acid oxalic 0,01N se adaugă 1,5ml soluție de acid sulfuric 50% și se încălzește la 75-80°C. Se titrează cu soluție de KMnO4 până se obține o culoare slab roz. Factorul soluției de KMnO4 (Fp) va fi:

Unde: nso= ml de acid oxalic;

Fso= factorul soluției de acid oxalic;

np= ml soluție de KMnO4.

– soluție de sulfat feroamoniacal Fe (NH4 )2 (SO4)2 * 6 H2O (sare Mohr) 0,01 N. Se dizolvă 3,92 g sare Mohr la 1000ml soluție de HCl 0,005 N. Factorul soluției de sare Mohr se stabilește cu soluția de KmnO4 0,01 N. Se amestecă 10ml soluție de sare Mohr cu 1,5ml soluție de H2SO4 50%. Se titrează cu o soluție de KMnO4 0,01 N până la apariția culorii slab roz. Se calculează factorul soluției de sare Mohr (FSM) după formula:

Unde: nSM= ml soluție de sare Mohr

– soluție saturată de oxalat de amoniu;

– soluție de 2,6-diclorfenolindofenol 0,001 N. Se dizolvă 0,05 g diclorfenolindofenol în 100-150 ml apă distilată fierbinte într-un balon cotat de 250 ml. Se completează volumul la semn cu apă distilată fiartă și se filtrează. Se păstrează în sticle de culoare închisă și la frigider. Factorul soluției de diclorfenolindofenol se determină înainte de fiecare experiență, folosind în acest scop soluția de sare Mohr 0,01 N. Într-un pahar Berzelius se măsoară 10 ml soluție de diclorfenolindofenol și 5 ml soluție saturată de oxalat de amoniu. Amestecul din pahar se titrează (folosind o microbiuretă) cu soluția de sare Mohr cu normalitatea cunoscută, până la virarea culorii albastre a diclorfenolindofenolului (DCFIF) în galben-oranj. Factorul soluției de DCFIF (Fcol) se calculează astfel:

Unde: ncol= ml soluție de DCFIF

– soluție de acid clorhidric 1%;

– soluție de acid oxalic 1%.

Mod de lucru .

Materialul vegetal (fructe, tuberculi) se fărămițează, în prealabil, cu ajutorul unui cuțit din oțel inoxidabil sau oțel cromat, pe o farfurie de plexiglas (urmele de fier și mai ales de cupru catalizează descompunerea acidului ascorbic). Procesul de divizare se realizează cât mai repede posibil. O cantitate de 5-20 g material de cercetat (în dependență de conținutul acidului ascorbic) se introduce într-un mojar și se adaugă 5-20 ml soluție de HCl 1% (acidul clorhidric împiedică oxidarea acidului ascorbic sub acțiunea ascorbatoxidazei prezente în țesuturile vegetale) și 5-10 g nisip de cuarț sau sticlă pisată. Se mojarează până la obținerea unei mase omogene. Amestecul uniform din mojar se trece cantitativ într-un balon cotat sau un cilindru gradat de 100 ml. Mojarul și pistilul se spală de trei ori cu câte 20 ml soluție de acid oxalic 1%, soluțiile de spălare adunându-se în balon sau cilindru. Se completează volumul extractului la100 ml cu soluție de acid oxalic și se agită. Conținutul balonului sau cilindrului se filtrează pe filtru uscat într-un pahar uscat. Acidul oxalic ameliorează stabilitatea acidului ascorbic în extract.

Din filtratul obținut se măsoară în două flacoane conice câte 10-20 ml și se titrează fiecare probă cu soluție de 2,6-diclorfenoindofenol 0.001 N din microbiuretă, până la apariția unei culori slab-roz care persist 30-60 secunde.

Calculul rezultatelor.

Se află media valorilor obținute la titrarea celor două probe. Conținutul de acid ascorbic, exprimat în mg la 100 g de țesut vegetal, se calculează după formula:

mg acid ascorbic % =

Unde:

n = volumul (ml) soluției de 2,6 – diclorfenolindofenol consumat la titrare;

F = factorul soluției de 2,6 – diclorfenolindofenol;

0.088 = mg de acid ascorbic corespunzătoare la 1ml soluție de 2,6-diclorfenolindofenol exact 0.001 N;

p = greutatea materialului analizat în g;

v = volumul (ml) de filtrat luat pentru titrare.

Rezultatele obținute în laborator, pentru determinarea conținutul de acid ascorbic, exprimat în mg la 100 g de țesut vegetal, vor fi prezentate în continuare:

La analiza conținutului în acid ascorbic la probele proaspete s-au obținut rezultatele:

La marul din soiul Ionathan:

n=1,4 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La marul din soiul Golden:

n=1,27 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful roșu:

n=1,4 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful alb:

n=1,4 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza roșie:

n=2,6 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza albă:

n=1,7ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

După ce probele s-au păstrat două săptămâni în diferite condiții s-au obținut rezultatele:

La marul din soiul Ionathan:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,25 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,4 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,25 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,25 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,05 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,88ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La marul din soiul Golden:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,2 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,21 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,2 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,21 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,02 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,02 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful roșu:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,2ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,2ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,11 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,12 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,9ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,96ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful alb:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,21ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,21ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,05 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,08 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,14ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,15ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza roșie:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=2,5

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=2,51

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=2,4 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=2,30 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,92ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=2,03

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza albă:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,6ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,65 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,43 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,6 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,27ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,27ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

După ce probele s-au păstrat patru săptămâni în diferite condiții s-au obținut rezultatele:

La marul din soiul Ionathan:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,2 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,91 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,92 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,91 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,76ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La marul din soiul Golden:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,05 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,19 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,04 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,02 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,95 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,99 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful roșu:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,2ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,2ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,10 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,83ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,76ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful alb:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,14ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,15ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,91 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,08 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,05ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,9ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza roșie:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=2,38

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=2,47

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=2,28 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=2,06 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,81ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,90

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza albă:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,55ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,6 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,5ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,55 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,12ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,13ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

După ce probele s-au păstrat sase săptămâni în diferite condiții s-au obținut rezultatele:

La marul din soiul Ionathan:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,8 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,81 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,78 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,91 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,76 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,51ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La marul din soiul Golden:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,90 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,8 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,14 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,91 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,8 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,91 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful roșu:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,90ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,04ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1, ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,56 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,67ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,77ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful alb:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,05ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,08ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,9 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,02 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,89ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,88ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza roșie:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=2,28

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=2,4

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=2,18 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,85 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,54ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,81

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza albă:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,5ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,56 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,33ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,55 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,14ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,02ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

După ce probele s-au păstrat opt săptămâni în diferite condiții s-au obținut rezultatele:

La marul din soiul Ionathan:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,67 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,70 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,65 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,75 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,65 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,49ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La marul din soiul Golden:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,77 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,76 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,91 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,76 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,77 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,76 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful roșu:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,85ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,90ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,95 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,79 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,56ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,76ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful alb:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,90ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,02ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,88 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,8ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,82ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza roșie:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=2,18

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=2,11

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=2,03 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,84 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,71ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,77

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza albă:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,32ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,55 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,20ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,49 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,9ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,14ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

După ce probele s-au păstrat șaisprezece săptămâni în diferite condiții s-au obținut rezultatele:

La merele din soiul Ionathan:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,29 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,33 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,25 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,26 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,25 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,25ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La marul din soiul Golden:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,26 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,32 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,25 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,26 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,22 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

Determinarea acidului ascorbic nu s-a putut realiza pentru ca probele au intrat în procesul de degradare.

La cartoful roșu:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,52ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,67ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,52 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,51 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,49ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,49ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La cartoful alb:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,76ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=0,79ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,76 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=0,77 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,75ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,76ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza roșie:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=1,65

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,68

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=1,55 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,67 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=1,13ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=1,14

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

La varza albă:

Condiții : T=4-5°C, +O2

n=0,9ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=4-5°C, -O2

n=1,02 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, +O2

n=0,89ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=7-8°C, -O2

n=1,02 ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, + O2

n=0,76ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

Condiții : T=15°C, – O2

n=0,64ml

F=0,9 mg acid ascorbic % =

p=5 g

v=20 ml

IV.2.2. Determinarea pH – ului

Pentru măsurarea pH-ului se pot utiliza fie pH- metre universale, fie pH- metre portative.

Aparatele utilizate se deosebesc între ele prin schema și construcția blocului de măsurare. Principiul de funcționare este însă unic și anume, măsurarea pH- ului produsului cu ajutorul sistemelor de electrozi cu electrod de sticlă.

Sistemul de electrozi pentru măsurarea pH- ului laptelui sau a produselor lactate constă dintr-un tub de o anumită formă, având sudat un con gol perforat, construit din sticlă specială de litiu. La introducerea electrodului în lapte are loc un schimb de ion, în urma căruia ionii de litiu din stratul superficial al sticlei sunt înlocuiți cu ioni de hidrogen; în felul acesta electrodul dobândește proprietățile hidrogenului. Între stratul de sticlă superficial și soluția de studiat se stabilește o diferență de potențial E, mărime care reflectă activitatea ionilor de hidrogen în soluție.

Partea interioară a electrodului de sticlă este umplută cu soluție de sodiu 0,7 n și cu un amestec de soluție de acid acetic 1 n și acetat de sodiu în raportul 30 : 1.

Pentru a realiza închiderea circuitului sistemului de electrozi, la măsurarea pH- ului se utilizează electrozi de contact auxiliari. Electrodul interior de contact din clorură de argint, realizează contactul electric cu soluția care umple interiorul spațiului gol și electrodul de sticlă.

Electrodul exterior din clorură de argint realizează contactul electric cu produsul al cărui pH se măsoară.

Caracteristica sistemului de electrozi este ridicată în așa fel încât în intervalul de temperatură cuprins între 2 și 40°C temperatura produsului nu influențează tensiunea ei electromotoare a sistemului de electrozi.

Aparatură și reactivi:

– pH- metru de laborator;

– sistem de electrozi;

– soluție tampon constituită din soluție de fosfat monoacid de potasiu 0,025 M și soluție de fosfat biacid de sodiu 0,025 M. Această soluție tampon, la temperatura de 200C are pH-ul egal cu 6,88;

– soluție tampon constituită din fialat acid de potasiu 0,05 M. Această soluție tapon la temperatura de 200C are pH-ul egal cu 4,00.

Modul de lucru.

Înainte de a efectua măsurătorile cu pH- metrul, acesta trebuie reglat cu soluțiile tampon standard, respectând următoarea succesiune a operațiilor:

se încălzește aparatul timp de 30 minute;

se spală electrozii cu apă distilată, iar picăturile de apă rămase pe electrozi se absorb cu ajutorul unei hârtii de filtru;

se toarnă în paharul pH- metrului 40 ml soluție tampon și se aduce temperatura acesteia la valoarea 20± 1°C;

se introduc electrozii în paharul cu soluție tampon și după 1-2 minute se citește indicația aparatului.

La măsurarea pH-ului unei noi probe se clătesc în prealabil electrozii și după 10-15 secunde se citește indicația aparatului.

La măsurarea pH-ului unei noi probe se clătesc în prealabil electrozii, prin rotirea ușoară a paharului în jurul axei sale. Când între aciditatea probelor există mari diferențe, se recomandă ca după fiecare probă să se clătească electrozii cu apă distilată.

Valorile obținute, în urma determinărilor efectuate, la toate probele de material biologic, sunt prezentate în tabelele 1, 2 și 3.

Tabelul 1

Valorile obținute la determinarea pH-ului merelor

Tabelul 2

Valorile obținute la determinarea pH-ului cartofilor

Tabelul 3

Valorile obținute la determinarea pH-ului verzei

IV.2.3. Determinarea amidonului- metoda chimică

Principiul metodei :

Se hidrolizează amidonul în mediu acid și la cald, iar glucoza rezultată se dozează după o metodă cunoscută de dozarea a glucidelor reducătoare. Reacția de hidroliză care are loc este următoarea:

(C6H10O5)n + (n – 1 ) H2O + HCl → n C6H12O6

Reactivi :

acid clorhidric, d=1,125; (25%)

acid clorhidric, d=1,19; (39%)

hidroxid de sodiu, soluție 30-40%;

fenolftaleină, soluție alcoolică, 1%;

fosfowolframat de sodiu, soluție 4%.

Mod de lucru :

Se cântăresc 2 g din produsul de analizat bine mărunțit, se trec cantitatic într-un pahar Berzelius împreună u 50 ml acid clorhidric cu d=1,125, se omogenizează bine și se introduc într-o baie de apă care fierbe. Paharul cu proba de analizat se fierbe astfel 30 minute, timp în care se omogenizează cu o baghetă de sticlă și care se află tot timpul în pahar. După încălzire , proba se răcește, apoi se trece cu atenție într-un balon cotat de 100 ml. Paharul se spală cu 20 ml acid clorhidric d=1,19 care se trece tot în balonul cotat. Peste proba din balon se adaugă 4 ml fosfowolframat de sodiu 4%, se aduce la semn cu apă distilată, se omogenizează cu atenție și se filtrează prin filtru cutat, într-un balon Erlemnazer curat și uscat.

Din filtratul obținut se iau 20 ml, se introduc într-un balon cotat de 100 ml, se adaugă 20 ml apă distilată și se neutralizează cu hidroxid de sodiu concentrat ăn prezența fenolftaleinei. După răcire, conținutul balonului cotat se aduce la semn și se omogenizează. Din soluția obținută se iau 10-20 ml și se determină glucoza prin metoda Schrool sau altă metodă.

Calculul și exprimarea rezultatelor:

Conținutul de amidon se eprimă în procente față de făină.

Unde : a – reprezintă glucoza determinată prin una din metodele de determinare a glucidelor reducătoare (de ex. Schrool), g/10 ml sau g/20 ml;

0,9 – coeficient de transformare a glucozei în amidon (162 g amidon/180 g glucoză=0,9 – din reacția de hidroliză enzimatică)

m – masa probei luată în analiză, g;

d – diluțiile efectuate.

Glucoza % =

Pentru 20 ml extract / Glucoza =

La cartofii roșii:

d = 25;

m = 2g; Glucoza = =0,014g /20 ml

V = 3ml; Amidon % =

V1 = 1,45

La cartofii albi:

d = 25;

m = 2g; Glucoza = =0,016g /20 ml

V = 3ml; Amidon % =

V1 = 1,22

IV.2.4. Determinarea zaharozei

Principiul metodei

Zaharoza din produsele alimentare, în mediu acid și la cald, este transformată în zahăr învertit, iar acestea se dozează printr-o metodă cunoscută de determinare a glucidelor reucătoare.

C12H22O11 + H2O + HCl → C6H12O6 + C6H12O6

zaharoză glucoză fructoză

Reactivi

Pentru pregătirea probei în vederea analizei se folosesc următorii reactivi:

– Acetat de plumb 30%:

– Sulfat de sodiu soluție saturată:

– Carbonat de sodiu soluție 5%;

– hârtie de turnesol.

În vederea determinării zaharurilor, în cazul fructelor proaspete se cîntăresc 50 g din proba de analiză, în cazul fructelor uscate 5-10 g.

Proba cântărită se introduce cantitativ într-un balon cotat de 500 ml. Se adaugă circa 250 ml apă distilată și se neutralizează cu carbonat de sodiu. Se încălzește apoi balonul pe baia de apă la temperatura de 81P timp de 30 minute. Se agită, se lasă să se răcească și apoi se adaugă 15 ml acetat de plumb. Se agită, se lasă să se depună precipitatul. Se mai adaugă acetat de plumb picătură cu picătură până nu se mai produce precipitat. Se aduce apoi balonul la semn cu apă distilată, se agită puternic și se filtrează printr-un filtru cutat.

Din filtrat se iau 100 ml, se aduce într-un balon cotat de 250 ml, se adaugă 20 ml soluție saturată de sulfat de sodiu. Se lasă în repaus și se mai adaugă cîteva picături de sulfat de sodiu. Dacă se mai produce precipitat se adaugă soluție de sulfat pînă cînd acesta nu se mai formează. Apoi se aduce balonul la semn cu apă distilată. Se agită bine și se filtrează prin filtru cutat. Filtratul obținut servește pentru determinarea zaharurilor și constituie soluția primară.

Determinarea zahărului direct reducător. Se determină după metoda Bertrand sau Schoorl folosind cantitatea necesară din filtratul de mai sus, adică din soluția primară. Rezultatele se dau în zahăr invertit. La calcularea rezultatelor pentru fructele întregi se va ține seama de operațiunile de diluare efectuate.

Determinarea zaharurilor totale. Se iau din soluția primară 50 ml într-un balon de 100 ml. Se adaugă 5 ml acid clorhidric concentrat (d = 1,19) și se încălzește în baia de apă la temperatura de 65—70° timp de 5 minute, agitînd deseori. Se răcește repede la temperatura de 20° la robinet și se neutralizează cu o soluție concentrată de hidroxid de sodiu 40% în prezență de fenolftaleină ca indicator. Se aduce la semn cu apă distilată. Se agită. Soluția este întrebuințată pentru determinarea zahărului după metoda Bertrand sau Schoorl. Rezultatele se calculează în zahăr invertit.

Metoda Schoorl

Principiul metodei

Glucidele reducătoare reduc în mediu alcalin și la fierbere soluția Fehling producând transformarea hidroxidului cupric în oxid cupros, după următoarele reacții:

Excesul de Cu2+ prezent în reacție se determină prin tratarea cu iodură de potasiu în mediu acid, iodul corespunzător eliberat fiind titrat cu tiosulfat de sodiu conform reacțiilor:

Cantitatea totală de Cu2+ se stabilește pe o proba martor în care soluția de glucid este înlocuită cu apă distilată.

Diferența dintre ml soluție de tiosulfat de sodiu folosită la titrarea probei martor și cei folosiți la titrarea probei de analizat permite evaluarea cantitativă a glucidelor reducătoare, prin folosirea tabelului corespunzator metodei Schoorl.

Reactivi:

– soluție Fehling I ( 69,2 g sulfat de cupru la 1000 ml);

– soluție Fehling II ( 346 g tartrat dublu de sodiu și potasiu și 100 g hidroxid de sodiu la 1000 ml);

– soluție iodura de potasiu, 10% (proaspat preparată);

– soluție de tiosulfat de sodiu, 0,1 n;

– solutie de acid sulfuric, d= 1,11;

– solutie de amidon, 1%

Modul de lucru

Într-un balon Erlenmeyer se pipetează 10 ml soluție Fehling I și 10 ml soluție Fehling II și 10 ml soluție de analizat. Amestecul se fierbe timp de 2 minute, după care se răceste cu atenție într-un curent de apă rece. Excesul de sulfat de cupru se tratează cu soluție de iodură de potasiu în mediu acid, în acest scop, se adaugă în probă 15 ml acid sulfuric d = 1,11 si 20 ml iodură de potasiu 10%. În urma acestei reacții se eliberează iodul, proces care se observă prin virajul culorii de albastru la galben-brun. În cazul în care acest viraj nu se produce înseamnă că nu s-a realizat mediu acid suficient, deci nu s-a eliberat iodul; se va mai adauga acid pană la eliberarea iodului. Pentru evitarea pierderilor, iodul trebuie titrat imediat cu soluție de tiosulfat de sodiu 0,1 n. Titrarea se face pană la culoare galben – deschis, se adaugă soluție de amidon 1% (aproximativ 1 ml) și se continuă titrarea pană când în locul unde cade picatura nu se mai schimbă culoarea fața de restul soluției.

În paralel cu proba de analizat se realizează și o probă martor cu: 10 ml soluție Fehling I, 10 ml soluție Fehling II și 10 ml apă distilată. În rest se procedează la fel ca și în cazul probei de analizat.

Tabelul 4

Determinarea zaharului invertit și a glucozei dupa Schoorl

Modul de calcul

Se notează cu Vm volumul de tiosulfat de sodiu 0,1 n folosit la titrarea probei martor și care corespunde cantitații de sulfat de cupru luat în analiza.

Se notează cu Vp volumul de tiosulfat de sodiu, 0,1 n folosit la titrarea probei de analizat și care corespunde cantitații de sulfat de cupru în exces.

Diferența Vm – Vp corespunde cantității de cupru redus de catre zahărul luat în analiză. În funcție de această diferență se ia din tabelul Schoorl cantitatea corespunzatoare de zahar reducator. Daca este cazul se face interpolare.

Determinarea zaharozei. Diferența dintre zahărul total și zahărul direct reducător reprezintă zahărul invertit corespunzător zaharozei care se află în fructe. Această diferență înmulțită cu factorul 0,95 care reprezintă raportul dintre zaharoză și zahăr invertit:

dă cantitatea de zaharoză.

Calculul zaharozei la merele din soiul Ionathan

Zahărului direct reducător se calculează cu formula:

unde: ZRL – zahărul direct reducător

z – zahăr invertit

d – diluția

g – masa probei, g

z = 0,013

d =10

g = 2g

Zaharurile totale se calculează astfel:

unde: ZRL – Zaharurile totale

z – zahăr invertit

d – diluția

g – masa probei, g

z = 0,009

d =20

g = 2g

Zaharoza se calculează cu formula:

Calculul zaharozei la merele din Golden

Zahărului direct reducător se calculează cu formula:

unde: ZRL – zahărul direct reducător

z – zahăr invertit

d – diluția

g – masa probei, g

z = 0,0164

d =10

g = 2g

Zaharurile totale se calculează astfel:

unde: ZRL – Zaharurile totale

z – zahăr invertit

d – diluția

g – masa probei, g

z = 0,013

d =20

g = 2g

Zaharoza se calculează cu formula:

Capitolul V. REZULTATE ȘI DISCUȚII

În tabelele 1-6 și figurile 1-39 sunt reproduse rezultatele determinărilor efectuate conform metodelor din capitolul IV.

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la mărul din soiul Ionathan, în timpul depozitării în anumite condiții, sunt prezenate în tabelul 1:

După cum se observă din tabel, conținutul în acid ascorbic al probelor de măr din soiul Ionathan s-a diminuat constant în timpul păstrării probelor la toate cele 3 temperaturi, atât în prezența cât și în lipsa oxigenului.

Tabelul 1

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la mărul din soiul Ionathan

+O2 * – în prezența oxigenului -O2** – în absența oxigenului

Cele mai mari reduceri față de proba martor (produsul proaspăt), s-au constat la probele păstrate la 7-8°C, în prezența oxigenului, respectiv la 15°C atât în prezența cât și în lipsa oxigenului.

S-a observat că reducerile cele mai mici s-au înregistrat la probele păstrate în lipsa oxigenului, la temperatura de 4-5°C, unde la finalul determinărilor s-a identificat un conținut în acid ascorbic de 2,61mg /100 g probă supusă analizei.

În ceea ce privește pH-ul, valorile acestui indice au avut o evoluție oscilantă, în domeniul acid, între limitele 4,30-5,14.

În figura 1. este redată evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul Ionathan păstrat în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2 :

Fig. 1 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul Ionathan

păstrat în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2

Din grafic se observă că în primele 8 săptămâni diminuarea acidului ascorbic, în lipsa oxigenului, a fost mai mică decât în cazul probelor păstrate în prezența oxigenului. După săptămâna a VII-a, conținutul în acid ascorbic la probele păstrate atât în prezența cât și în lipsa oxigenului, a înregistrat tot o evoluție descendentă, evoluție în care gradul de diminuare a acidului ascorbic alternează, cu valori foarte apropiate, la cele două probe.

În ultima săptămâna (săptămâna a XVI), s-a constatat un grad de diminuare a acidului ascorbic mai mic la probele păstrate în lipsa oxigenului.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul Ionathan păstrat în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 2:

Fig. 2 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul Ionathan

păstrat în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2

Diminuarea acidului ascorbic a înregistrat valori foarte apropiate (chiar egale în săptămâna a II-a) în primele săptămâni, după care diminuarea a fost mai avansată la probele păstrate în prezența oxigenului excepție făcând rezultatele din săptămâna a XIV-a când un conținut ceva mai ridicat în vitamina C s-a înregistrat la probele păstrate în prezența oxigenului.

În ultima săptămâna, în care s-au efectuat determinări, s-a înregistrat un conținut egal de acid ascorbic la ambele probe supuse analizelor.

În figura 3 este redată evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul Ionathan păstrat în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2 .

Din grafic se observă că diminuarea acidului ascorbic a fost, pe toată durata efectuării determinărilor mai mare la probele păstrate în prezența oxigenului ajungându-se ca în final, la ultima determinare efectuată conținutul în acid ascorbic să fie egal la ambele probe.

Fig. 3 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul Ionathan

păstrat în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2

În figura 4 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la mărul din soiul Ionathan păstrat în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C:

Observăm, din grafic că cea mai mică reducere a acidului ascorbic se înregistrează la probele păstrate la temperatura de 4-5°C, excepție făcând săptămânile XII și XIV când reducerea acidului ascorbic a fost mai mare la aceste probe.

Fig 4 – Reducerea acidului ascorbic, la mărul din soiul Ionathan păstrat în

prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

O reducere mai avansată a acidului ascorbic, în majoritatea cazurilor, s-a înregistrat la temperaturile de 7-8°C respectiv 15°C deoarece, după cum se știe din literatura de specialitate (Ciupercescu V., 1964), temperatura este un factor favorizant al oxidării. Cu cât temperatura este mai ridicată, cu atât viteza de reacție este mai mare.

În figura 5 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la mărul din soiul Ionathan păstrat în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C .

Fig 5 – Reducerea acidului ascorbic, la mărul din soiul Ionathan păstrat în

lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Observam din grafic, că cele mai însemnate reduceri ale acidului ascorbic s-au înregistrat la probele păstrate la temperatura cea mai ridicată (15°C), în primele săptămâni în care s-au efectuat determinările. Începând cu săptămâna a X-a, s-a observat că, valorile reducerilor procentuale ale acidului ascorbic, alternează cu valorile acestui indice obținute la examinarea probelor păstrate la temperaturile de 4-5°C, 7-8°C.

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la mărul din soiul Golden, în timpul depozitării în anumite condiții sunt prezentate în tabelul 2:

Se observă, din tabelul de mai sus, că reducerea cea mai mică s-a înregistrat la probele păstrate în lipsa oxigenului la temperatura de 4-5°C iar reducerea cea mai mare la probele păstrate în prezența oxigenului la temperatura de 15°C.

Tabelul 2

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la mărul din soiul Golden

+O2 * – în prezența oxigenului

-O2** – în absența oxigenului

Analizele pentru determinarea evoluției acidului ascorbic, la probele păstrate în condițiile: T=15°C, în lipsa oxigenului s-au efectuat numai până în săptămâna a XII-a pentru că, după această perioadă, au întrat în procesul de degradre.

În ceea ce privește pH-ul, valorile acestui indice au avut o evoluție oscilantă, în domeniul acid, între limitele 5,62-6,68.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul din soiul Golden păstrat în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 6:

Fig. 6 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul din soiul

Golden păstrat în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2

Graficul evidențiază un conținut în acid ascorbic mai mare la probele păstrate în lipsa oxigenului, decât la cele păstrate în prezența oxigenului în primele patru săptămâni și în ultimele sase săptămâni.

În săptămânile VI-X, diminuarea acidului ascorbic a fost mai mare la probele păstrate în lipsa aerului; gradul de diminuarea a acidului ascorbic din cele două probe păstrate în condiții diferite fiind foarte apropiat în saptămâna VIII, cand s-a înregistrat la proba păstrată în lipsa oxigenului o cantitate de acid ascorbic cu doar 0,8 mg/100g probă luată în analiză, mai mare decât la probele păstrate în prezența oxigenului.

Valorile acidului ascorbic la mărul din soiul Ionathan păstrat în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2 sunt redate comparativ în figura 7:

Fig. 7 -Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la mărul din soiul Golden păstrat în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2

Reducerea acidului ascorbic a avut valori oscilante, la probele păstrate în condițiile enunțate mai sus.

Din grafic, se poate observa faptul că exceptând săptămânile II, XII și XIV, reducerea conținutului în acid ascorbic a fost mai mare la probele păstrate în prezența oxigenului, pentru ca în final (săptămâna XVI) acidul ascorbic să aibă aceeași valoare la ambele probe.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul din soiul Golden păstrat în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 8:

Din grafic, se poate observa că diminuarea acidului ascorbic, în primele două săptămâni, în ambele condiții a fost aceeași. În săptămânile IV și VI, s-a constatat o diminuare mai avansată a acidului ascorbic, la probele păstrate în prezența oxigenului. După acest interval, reducerea acidului ascorbic a fost mai pronunțată la probele păstrate în lipsa oxigenului

Fig. 8 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la mărul din soiul Golden păstrat în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2

În figura 9 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la mărul din soiul Golden păstrat în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C .

Fig 9 – Reducerea acidului ascorbic, la mărul din soiul Golden,

păstrat în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Din grafic se observă că cea mai mare reducere a acidului ascorbic se înregistrează la probele păstrate de temperatura de 15°C, excepție făcând săptămâna XVI când reducerea acidului ascorbic a fost mai mică. Reducerea acidului ascorbic a fost mai mare la probele păstrate la temperaturi mai ridicate (15°C) pentru că, după cum se știe din literatura de specialitate (Schipor A. V., 2001), acidul ascorbic este sensibil la căldură

În figura 10 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la mărul din soiul Golden păstrat în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C .

Fig 10 – Reducerea acidului ascorbic, la mărul din soiul Golden,

păstrat în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Observăm ca cele mai mari reduceri ale acidului ascorbic, s-au înregistrat la probele păstrate la temperaturi ridicate (7-8°C și 15°C).

Probele păstrate la temperatura de 4-5°C, au înregistrat , în primele patru săptămâni, cea mai mare reducere procentuală. După acest inteval, procentul de reducere a acidului ascorbic, este foarte apropiat, (chiar mai mare) de cel al probelor păstrate la temperaturi ridicate.

În ultimele patru săptămâni, nu s-au putut efectua determinări ale acidului ascorbic pentru că, probele au intrat în procesul de degradare.

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de mere păstrate în condițiile T=4-5°C, +O2, sunt prezentate comparativ în figura 11:

Fig. 11 – Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic,

față de proba proaspătă, la soiurile Ionathan și Golden

în anumite condiții (T=4-5°C, +O2 )

La merele din soiul Ionathan, s-au înregistrat reduceri procentuale mai mari ale acidului ascorbic față de cele din soiul Golden (cu excepția săptămânii a VII-a). Diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mică la merele din soiul Golden pentru că, în urma determinărilor prezentate în capitolul IV, acestea au avut un conținut mai mare în zaharoză, care conform unor date din literatura de specialitate (Banu și colab., 2006), protejează acidul ascorbic limitându-i degradarea oxidativă.

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de mere păstrate în condițiile T=7-8°C, +O2, sunt prezentate comparativ în figura 12:

Fig. 12– Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic,

față de proba proaspătă, la soiurile Ionathan și Golden,

în anumite condiții (T=7-8°C, +O2 / – O2)

Din grafic se observă că la merele din soiul Ionathan, s-au constatat reduceri procentuale mai mari ale acidului ascorbic față de cele din soiul Golden (cu excepția săptămânii a XIV-a), reducerei procentuale,care în ultimele săptămâni au avut procente foarte apropiate. Diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mică la merele din soiul Golden pentru că, în urma determinărilor prezentate în capitolul IV, acestea au avut un conținut mai mare în zaharoză, care conform unor date din literatura de specialitate (Banu și colab., 2006), protejează acidul ascorbic limitându-i degradarea oxidativă.

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de mere păstrate în condițiile T=15°C, +O2, sunt prezentate comparativ în figura 13:

Fig. 13 – Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic,

față de proba proaspătă, la soiurile Ionathan și Golden,

în anumite condiții (T=15°C, +O2 / )

La merele din soiul Ionathan, s-au înregistrat reduceri procentuale mai mari ale acidului ascorbic față de cele din soiul Golden (cu excepția săptămânilor XII, XIV, XVI ). Diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mică la merele din soiul Golden pentru că, acestea au avut un conținut mai mare în zaharoză, care conform unor date din literatura de specialitate (Banu C. și colab., 2006), protejează acidul ascorbic limitându-i degradarea oxidativă.

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la cartoful roșu, în timpul depozitării în anumite condiții sunt prezentate în tabelul 3.

După cum reiese din tabel, conținutul în acid ascorbic al probelor de cartof roșu s-a diminuat constant în timpul păstrării probelor la toate cele 3 temperaturi, atât în prezența cât și în lipsa oxigenului. Cele mai mari reduceri față de proba martor (produsul proaspăt), s-au constat la probele păstrate la 7-8°C, respectiv 15°C.

Tabelul 3

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la cartoful roșu

+O2 * – în prezența oxigenului

-O2** – în absența oxigenului

Se observă că diminuarea cea mai mică a acidului ascorbic s-a efectuat la probele păstrate în condițiile T=4-5°C, în lipsa oxigenului, unde s-a înregistrat la finalul determinărilor un conținut în acid ascorbic de 5,3 mg/100g produs.

În ceea ce privește pH-ul, valorile acestui indice au avut o evoluție oscilantă, în domeniul acid, între limitele 6,73-6,95 și în domeniul bazic între limitele 7,21-7,50.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la cartoful roșu păstrat în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 14:

Fig. 14- Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la cartoful roșu păstrat în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2

Din grafic se observă că în primele patru săptămâni, diminuarea acidului ascorbic a fost aceeași la ambele probe, după care a avut loc o diminuare mai avansată a (în special în săptămâna VI, când s-a înregistrat un conținut în acid ascorbic cu 1,11 mg/100g produs, mai mic la probele păstrate în prezența aerului) acidului ascorbic la probele păstrate în prezența oxigenului.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la cartoful roșu păstrat în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 15:

Fig. 15 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la cartoful roșu păstrat în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2

Observăm că, diminuarea acidului ascorbic a fost egală, la cele două probe, în primele două săptămâni, după care s-a înregistrat o reducere mai semnificativă la probele păstrate în lipsa oxigenului, în special în intervalul: săptămâna II – săptămâna XII. Începând cu săptămâna a XII-a, reducerile comparative, au înregistrat valori foarte apropiate.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la cartoful roșu păstrat în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura16:

După cum se observă din grafic diminuarea acidului ascorbic alternează la cele două probe, iar în final se ajunge la un conținut în acid ascorbic egal la probele păstrate în condiții diferite.

Fig. 16 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la cartoful roșu păstrat în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2

În figura 17 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la cartoful roșu păstrat în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Fig 17 – Reducerea acidului ascorbic, la cartoful roșu păstrat în prezența oxigenului,

la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Din grafic se observă că cea mai mare reducere a acidului ascorbic se înregistrează la toate probele păstrate la temperatura de 15°C. Reducerea acidului ascorbic a fost mai mare la probele păstrate la temperaturi mai ridicate (15°C) pentru că, după cum se știe din literatura de specialitate (Schipor, A. V., 2001), acidul ascorbic este sensibil la căldură.

Variația reducerii procentuale a acidului ascorbic alternează, ca valoare, la probele păstrate la 4-5°C respectiv 7-8°C

În figura 18 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la cartoful roșu păstrat în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Fig 18 – Reducerea acidului ascorbic, la cartoful roșu păstrat în lipsa oxigenului,

la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Reducerile procentuale, cele mai semnifictive ale acidului ascorbic, pe toată durata efectuării analizelor, s-au obținut la probele păstrate la temperaturile de 15°C, respectiv 7-8°C deoarece, după cum se știe din literatura de specialitate (Ciupercescu V., 1964), temperatura este un factor favorizant al oxidării. Cu cât temperatura este mai ridicată, cu atât viteza de reacție este mai mare.

Oxidarea acidului ascorbic, în cea mai mică măsură s-a realizat la păstrarea probelor la temperatura de 4-5°C, în cazul tuturor probelor analizate.

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la cartoful alb, în timpul depozitării în anumite condiții sunt prezentate în tabelul 4.

Conținutul în acid ascorbic al probelor de cartof alb, s-a diminuat în timpul păstrării probelor la toate cele 3 temperaturi, atât în prezența cât și în lipsa oxigenului.

Tabelul 4

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la cartoful alb

+O2 * – în prezența oxigenului

-O2** – în absența oxigenului

Se observă că diminuarea cea mai mică a acidului ascorbic s-a efectuat la probele păstrate în condițiile T=4-5°C, în lipsa oxigenului, unde s-a înregistrat la finalul determinărilor un conținut în acid ascorbic de 6,25 mg/100g produs iar cea mai mare diminuare s-a înregistrat la probele păstrate în condițiile: T=15°C, în lipsa oxigenului unde s-a inregistrat la finalul determinărilor un conținut în acid ascorbic de 5,30 mg/100g produs.

În ceea ce privește pH-ul, valorile acestui indice au avut o evoluție oscilantă, în domeniul acid, între limitele 6,60-6,75 și în domeniul bazic 7,01.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la cartoful alb păstrat în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2 este prezentată în graficul19:

Fig. 19 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la cartoful alb păstrat în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2

La cartoful alb, păstrat în condițiile T=4-5°C, +O2 / -O2 diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mare la probele păstrate în prezența oxigenului comparativ cu cele păstrate în lipsa oxigenului. Gradele de diminuare au fost foarte apropiate între ele, excepție făcând săptămâna a VIII-a, când reducerea acidului ascorbic a înregistrat o valoare ceva mai mare la proba păstrată in prezența oxigenului.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la cartoful alb păstrat în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 20:

Fig. 20 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la cartoful alb, păstrat în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2

Pe toată durata determinărilor, diminuarea acidului ascorbic a fost mai mare la probele păstrate în prezența oxigenului, cu valori mai apropiate între variante în primele două săptămâni și în ultimele patru săptămâni.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la cartoful alb păstrat în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 21:

Fig. 21 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la cartoful alb păstrat în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2

Se observă din grafic, că reducerea conținutului în acid ascorbic a probelor a fost foarte asemănătoare (cu valori ce alternează), mai ales în intervalul săptămânilor VI-XVI. În săptămâna a IV, se observă reducerea cea mai avansată a acidului ascorbic din proba păstrată în lipsa oxigenului.

În figura 22 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la cartoful alb păstrat în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C .

Din grafic se observă că cea mai mare reducere a acidului ascorbic se înregistrează la probele păstrate la temperatura de 15°C, cu excepția rezultatelor din primele patru săptămâni, când reducerile au fost mai mari la probele păstrate la 4-5°C, în prezența oxigenului. Reducerea acidului ascorbic a fost mai mare la probele păstrate la temperaturi mai ridicate (15°C) pentru că, după cum se știe din literatura de specialitate (Schipor A. V., 2001), acidul ascorbic este sensibil la căldură.

Fig 22 – Reducerea acidului ascorbic, cartoful alb păstrat în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

În figura 23 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la cartoful alb păstrat în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C .

Observam că, la majoritatea probelor supuse analizelor, reducerea procentuală cea mai mare a acidului ascorbic s-a înregistrat la păatrarea probelor la temperatura cea mai ridicată iar la celelalte două variante, procentul de reducere alternează.

Fig 23 – Reducerea acidului ascorbic, cartoful alb păstrat în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de cartofi păstrate în condițiile: T=4-5°C, +O2, sunt prezentate comparativ în figura 24:

La cartofii roșii, s-au înregistrat reduceri procentuale mai mari ale acidului ascorbic față de cartofii albi, cu excepția săptămânii IV. Probabil diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mică la cartofii albi pentru că în cazul acestora, s-a constatat că au avut un conținut mai mare în amidon iar amidonul protejează vitamina C de oxidare. (Banu C. Și colab. 2006)

Fig. 24 – Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic,

față de proba proaspătă, la cartoful alb și cartoful roșu,

în anumite condiții (T=4-5°C, +O2 )

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de cartofi păstrate în condițiile: T=7-8°C, +O2, sunt prezentate comparativ în figura 25:

Fig. 25 – Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic,

față de proba proaspătă, la cartoful alb și cartoful roșu,

în anumite condiții (T=7-8°C, +O2 / )

La cartofii roșii, s-au înregistrat reduceri procentuale mai mari ale acidului ascorbic față de cartofii albi la toate probele analizate. Probabil diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mică la cartofii albi pentru că în cazul acestora, după cum reiese din determinările prezentate în capitolul IV, s-a identificat un conținut mai mare în amidon (cu 2,25% mai mult amidon față de probele ce constau în cartofi roșii) iar amidonul protejează vitamina C de oxidare. (Banu C. Și colab. 2006)

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de cartofi păstrate în condițiile: T=15°C, +O2, sunt prezentate comparativ în figura 26:

Fig. 26 – Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic,

față de proba proaspătă, la cartoful alb și cartoful roșu,

în anumite condiții (T=15°C, +O2 / )

Observăm ca la cartofii roșii, s-au înregistrat reduceri procentuale mai mari ale acidului ascorbic față de cartofii albi în primele săptămâni. Probabil diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mică la cartofii albi pentru că acestia, au avut un conținut mai mare în amidon iar amidonul protejează vitamina C de oxidare. (Banu C. Și colab. 2006).

Se observă din grafic că în săptămânile X-XVI reducerile au fost mai mari la probele care constau în cartofi roșii.

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la varza roșie, în timpul depozitării în anumite condiții sunt prezentate în tabelul 5:

Observăm că diminuarea conținutului în acid ascorbic al probelor de varză roșie s-a realizat pe toată durata păstrării probelor la toate cele 3 temperaturi, atât în prezența cât și în lipsa oxigenului. Cele mai mici reduceri față de proba martor (produsul proaspăt), s-au constat la probele păstrate la 4-5°C în lipsa oxigenului, unde s-a inregistrat la finalul determinărilor un conținut in acid ascorbic de 13,30 mg/100g produs iar cea mai mare diminuare s-a înregistrat la probele păstrate în condițiile: T=15°C, în prezența oxigenului unde s-a inregistrat la finalul determinărilor un conținut in acid ascorbic de 8,94 mg/100g produs.

Tabelul 5

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la varza roșie

+O2 * – în prezența oxigenului -O2** – în absența oxigenului

În ceea ce privește pH-ul, valorile acestui indice au avut o evoluție oscilantă, în domeniul bazic, între limitele 6,79- 7,23.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza roșie păstrată în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 27:

Fig. 27 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la varza roșie păstrată în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2

Din grafic reiese că diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mare la probele păstrate în prezența oxigenului mai ales în primele patru săptămâni După care această perioadă, diminuarea conținutului în acid ascorbic alternează la probele păstrate în condițiile enunțate.

În figura 28 este prezentată evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza roșie păstrată în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2

Diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mare la probele păstrate în lipsa oxigenului, pe toată durata păstrării, excepție făcând ultima saptămână când conținutul în acid ascorbic a fost mai mic la proba păstrată în prezența oxigenului.

Fig. 28 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza roșie

păstrată în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza roșie păstrată în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2 este prezentată în graficul 29:

Fig. 29 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza roșie,

păstrată în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2

Din grafic, se observă că, diminuarea acidului ascorbic a fost mai mare la probele păstrate în prezența oxigenului, cu excepția săptămânii XII, în care s-a înregistrat un conținut în acid ascorbic, cu 0,95mg/100g probă luată în lucru, mai mic la proba păstrată în lipsa aerului.

În figura 30 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la varza roșie păstrată în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Fig 30 – Reducerea acidului ascorbic, varza roșie păstrată în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Din grafic se observă că cele mai mari reduceri ale acidului ascorbic se înregistrează la probele păstrate la temperatura de 15°C. Reducerea acidului ascorbic a fost mai mare la probele păstrate la temperaturi mai ridicate (15°C) pentru că, după cum se știe din literatura de specialitate (Schipor A. V., 2001), acidul ascorbic este sensibil la căldură.

În figura 31 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la varza roșie păstrată în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Fig 31 – Reducerea acidului ascorbic, varza roșie păstrată în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Reducerea procentuală a acidului ascorbic a înregistrat cele mai semnificative valori, la păstrarea probelor la temperaturi ridicate.

Observăm că, în primele săptămâni, procentele de reducere ale acidului ascorbic, comparativ cu proba proaspătă, la materialul biologic păstrat la temperatura de 7-8 °C, sunt foarte apopiate de cele ale probelor păstrate la temperatura de 15°C. După această perioadă, aceste procente sunt foarte apropiate de cele obținute la temperatura de 4-5°C.

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la varza albă, în timpul depozitării în anumite condiții sunt prezentate în tabelul 6:

Tabelul 6

Valorile acidului ascorbic și ale pH-ului la varza albă

+O2 * – în prezența oxigenului

-O2** – în absența oxigenului

Din tabel reiese că, cele mai mici reduceri față de proba martor (produsul proaspăt), s-au constat la probele păstrate la 4-5°C în lipsa oxigenului (8,07 mg acid ascorbic la 100g produs supus analizei), iar cea mai mare diminuare s-a înregistrat la probele păstrate în condițiile: T=15°C, în lipsa oxigenului (5,06 mg acid ascorbic la 100g produs supus analizei).

Valorile pH-ului au avut o evoluție oscilantă, în principal, in domeniul bazic, între limitele 6,82 -6,99.

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza albă păstrată în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 32:

Fig. 32 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic,

la varza albă păstrată în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2

Diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mare, pe aproape toată durata determinărilor, la probele păstrate în prezența oxigenului.

În săptămâna a VIII, s-a înregistrat un conținut în acid ascorbic, cu 1,82 mg/100g produs, mai mic la probele păstrate în prezența oxigenului decât la probele păstrată în lipsa oxigenului

Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza albă păstrată în condițiile: T=4-5°C, +O2 / -O2 este prezentată în figura 33:

La varza albă, diminuarea conținutului în acid ascorbic a fost mai mare, pe toată durata efectuării determinărilor, la probele păstrate în prezența oxigenului. Se observă că reducerea conținutului în acid ascorbic a avut valori foarte apropiate în primele două săptămâni după care, diferența de reduceri este mai mare.

Fig. 33 – Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza albă,

păstrată în condițiile: T=7-8°C, +O2 / -O2

În figura 34, este prezentată evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic la varza roșie păstrată în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2:

Fig. 34- Evoluția comparativă a valorilor acidului ascorbic, la varza albă

păstrată în condițiile: T=15°C, +O2 / -O2

Observăm că reducerea conținutului în acid ascorbic, a fost foarte apropiată, în primele săptămâni, la probele păstrate în ambele condiții, iar incepând cu săptămâna a X-a se observă un conținut în acid ascorbic ceva mai scăzut la probele păstrate în lipsa oxigenului.

Reducerea conținutului de acid ascorbic, la probele păstrate în condițiile enunțate mai sus, a fost oscilantă, în intervalele săptămânilor VI-X.

În figura 35 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la varza albă păstrată în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Fig 35 – Reducerea acidului ascorbic, varza albă păstrată în prezența oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Din grafic se observă că cea mai mare reducere a acidului ascorbic se înregistrează la probele păstrate la temperatura de 15°C, excepție făcând doar probele din saptămâna XIV, când reducerile cele mai mari au fost la probele păstrate la temperatura de7-8°C . Reducerea acidului ascorbic a fost mai mare la probele păstrate la temperaturi mai ridicate (15°C) pentru că, după cum se știe din literatura de specialitate (Schipor A. V., 2001), acidul ascorbic este sensibil la căldură.

În figura 36 este prezentată reducerea acidului ascorbic, la varza albă păstrată în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Fig 36 – Reducerea acidului ascorbic, varza albă păstrată în lipsa oxigenului la temperaturile: 4-5°C, 7-8°C și 15°C

Reducerea procentuală a acidului ascorbic, a înregistrat valori mai mari, în toate variantele de experiență, la analizarea probelor, ce au fost păstrate la temperaturi mai mari.

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de varză în condițiile T=4-5°C / +O2, sunt prezentate comparativ în figura 37:

Se observa din grafic că, la varza roșie, s-au înregistrat reduceri procentuale mai mici comparativ probele ce constau din varză roșie.

Fig . 37 – Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic,

față de martor, la varza roșie și varza albă. în anumite condiții (T=4-5°C / +O2)

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de varză păstrate în condițiile T=7-8°C / +O2, sunt prezentate comparativ în figura 38:

Fig . 38 – Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic față de martor, la varza roșie și varza albă în anumite condiții (T=7-8°C / +O2)

Din grafic se observă că reducerile procentuale au fost mai mari, pe toată durata efectuării determinărilor, la probele ce constau în varză albă.

Procentele de reducere ale concentrației de acid ascorbic față de proba proaspătă, la cele doua soiuri de varză, păstrate în condițiile T=15°C / +O2 sunt prezentate comparativ în figura 39:

Fig . 39 – Reducerile procentuale comparative ale valorilor acidului ascorbic față de martor, la varza roșie și varza albă în anumite condiții (T=15°C / +O2)

Observăm, din grafic că reducerile procentuale cele mai mari s-au înregistrat la probele de varză roșie, excepție făcând probele analizate în săptămânile IV și VII când reducerile procentuale au fost mai mari la probele ce contau în varză albă.

C O N C L U Z I I

Studiindu-se evoluția acidului ascorbic în timpul păstrării, în anumite condiții (la 4-5C, 7-8C și 15C, în prezența și absența aerului), a unor produse vegetale (mere din soiurile Ionathan și Golden, cartofi roșii și albi și varză roșie și albă) s-a constatat că valorile acestui indice s-au diminuat pe parcursul păstrării, la toate probele analizate.

În ceea ce privește probele de mere, o reducere mai accentuată a conținutului în acid ascorbic (în toate condițiile de păstrare) s-a înregistrat la merele din soiul Ionathan (cu un conținut superior de zaharoză), comparativ cu cele din soiul Golden.

La mărul din soiul Ionathan cea mai mare diminuare a conținutului de acid ascorbic, comparativ cu proba martor (proba proaspătă), s-a înregistrat la probele păstrate la 15 °C, iar cea mai mică la probele păstrate la 4-5°C, în prezența oxigenului.

La mărul din soiul Golden cea mai mare reducere, comparativ cu proba martor, s-a înregistrat tot la probele păstrate la 15 °C, în prezența și în lipsa oxigenului, iar cea mai mică reducere a acidului ascorbic la materialului biologic păstrat la 4-5°C, în prezența oxigenului.

În ceea ce privește probele de cartofi roșii și albi analizați, o reducere mai accentuată a conținutului de acid ascorbic (în toate condițiile de păstrare) s-a înregistrat la cartofii roșii, care au avut un conținut mai mic de amidon.

Comparativ cu proba martor (proba proaspătă), cea mai mare reducere au înregistrat-o cartofi roșii depozitați la 15 °C, în prezența oxigenului, iar cea mai mică cei depozitați la 4-5°C, respectiv 7-8°C, în prezența oxigenului.

Cartofii albi au înregistrat cea mai mică reducere a vitaminei C, comparativ cu proba martor, la păstrarea probelor la 4-5°C și la 7-8C, în prezența oxigenului, iar cea mai mare reducere la păstrarea materialului biologic la 15°C, în prezența oxigenului.

La varză, o reducere mai accentuată a conținutului în acid ascorbic (în toate condițiile de lucru) a înregistrat varza albă păstrată în prezența oxigenului.

La sfârșitul perioadei analizate, la ambele varietăți de varză ceal mai mic procent de reducere a acidului ascorbic, comparativ cu proba martor, s-a înregistrat la probele care au fost păstrate la temperatura de 4-5°C.

Analizând evoluția acidului ascorbic la temperaturile la care au fost supuse probele tututror speciilor depăzitate în prezența aerului, s-a constatat că reducerile cele mai mari s-au înregistrat la probele păstrate la temperatura de 15°C.

Comparând valorile acidului ascorbic determinate la probele păstrate în prezența, respectiv absența aerului, se poate afirma că, la majoritatea probelor, reducerea procentuală a acestui biocatalizator a fost mai mică la probele păstrate în lipsa aerului.

BIBLIOGRAFIE

1. Avrămiuc, M., Biochimie, Editura Universității Suceava, 2002, vol. II;

2. Ames, B. N., Dietary carcinogenes and anti-anticarcinogenes. Science,1983;

3. Banu, C., ș. a., Aditivi și ingrediente pentru industria alimentară, Editura Tehnică, București 2000;

4. Banu, C., ș. a., Manualul inginerului de Industrie Alimentară, 1999 Editura Tehnica, București, vol. II.;

5. Banu, C., Preda N., Vasu S. S., Produsele alimentare și inocuitatea lor, Editura Tehnică, București, 1982 ;

6. Banu, C., ș. a., Tratat de chimie alimentară, Editura. Agir, București, 2002;

7. Banu, C., ș. a., Tratat deindustria alimentară, Editura ASAB, București,2009;

8. Banu, C., ș. a., Procesarea materiilor prime și pierderile de substanțe biologic active, 2003, Ed. Tehnica, Chișinău;

9. Banu, C., Preda, N., Vasu, S. S. Produsele alimentare și inocuitatea lor, Editura Tehnică, 1982;

10. Beceanu, D., Chira, A., Pașca, I., Fructe, legume și flori-Metode de prelungire a păstrării în stare proaspătă, Editura M.A.S.T., București, 2003;

11. Bogdanski, J. Rev gen. Froid. 37, nr. 5, 1960;

12. Bogdanski, J. Rev gen. Froid. 38, nr. 5, 1961;

13. Burzo, I., ș. a., Precizări cu privire la intensitatea procesului de respirație a legumelor și fructelor la diferite temperaturi, 1979, Lucrări științifice I.C.V.L.F. X;

14. Ciupercesu-Matache, V., Vitaminele în industria alimentară, Editura Tehnică, București, 1964;

15. Costin, G.,M., Segal, R., Alimente funcționale-alimentele și sănătatea, Ed. Academica,1999;

16. Diaz, M. N. ș.a., Antioxidants and atherosclerosis heart diseas, N. Engl. J. Med.,1997;

17. Esterbauer, H. ș.a., The role of lipid peroxidation and antioxidants in pxidative modification of LDL. Free Radical Biol. Medicine, 13, 341-390, 1992;

18. Gherghi,A., ș. a. Biochimia și Fiziologia Legumelor și Fructelor, 2001, București, ed. Academiei Române;

19. Gherghi, A., Klaus, M., Burzo, I., Îndrumător pentru valorificarea fructelor în stare proaspătă, Editura Ceres, București, 1980;

20. Greenberg, E.R., Sporn, M. B., Antioxidant vitamins, cancer and cardiovascular disease. N. Engl.J.Med.,1996;

21. Jamba, A., Carabulea, B., Tehnologia păstrării și industrializării produselor horticole, 2002, Ed. Cartea Moldovenească, Chișinău;

22. Kanner, J. ș.a., Initiation of lipid peroxidation in biological system. CRC Reviews,1987;

23. Kidd, F. și West, C. Ann. Bot. 4, nr.1, 1940;

24. Kinsella, J. E. ș.a. Possible mechanism for the protective role of antioxidants in wine and plant food, Food Techn, 1993;

25. Liudmila Palamarciuc Tatiana Vrabie Aliona Sclifos, Biochimie – Îndrumar de laborator Chișinău U.T.M. 2007;

26. Mindell, E., Biblia vitaminelor, București, 1991;

27. Mogârzan, A., Tehnologia păstrării produselor agricole vegetale, Editura Ion Ionescu de la Bran, Iași, 2005;

28. Moțoc, D. și Segal, Br. Studii și cercetări de biochimie 9, nr.1, 1966;

29. Moțoc, D. și Segal, Biochimia produselor alimentare, Editura Tehnică, București;

30. Neamțu , G., Biochimie vegetală, Editura Ceres, București, 1981;

31. Olinescu, R., Radicalii liberi în fiziopatologia umană, Ed. Tehnică, seria “Medicină”, București, 1994;

32. Paraschiv, I., Vitaminele și sănătatea, Editura Recif, București, 1994;

33. Poroch-Serițan, M., Igiena alimentației, Editura Universității Suceava, 2006;

34. Porter, N. A., ș.a., Mecanism of free radical oxidation of unsaturaded lipids, Lipids, 1995;

35. Potec, I., R., Tudor, I. A., Ceaușescu, M. E., Tehnologia păstrării și industrializării produselor horticole, Editura Didactică și Pedagogică, București, 1983;

36. Rubin ,B. A. și Arțihovskaia, E. V. Biochimia I fiziologhia imunitetovo rastenie. Moscova, Izd. AN SSR,1960;

37. Radu. I. F., Tratat de tehnologie a fructelor și legumelor. Editura Scrisul Românesc, Craiova, 2002;

38. Schipor A, V., Energie și sănătate prin vitamine, săruri minerale, Editura Polirom, 2001;

39. Segal, B., Balint. C., Procedee de îmbunătățire a calității și stabilității produselor alimentare, Editura tehnică, București;

40. Segal, R., Biochimia produselor alimentare, Editura Academica, Galați, 2006;

41. Segal, R., Îndrumar de lucrări practice pentru biochimia produselor alimentare, Ed. Univesității din Galați, 2000;

42. Segal, B., Segal, R., Dima, G., The implication of the oxidation of lipids and antioxidants for sanogenesis. La santé Publique, 1983;

43. Sies, H., Oxidative stress, oxidants and antioxidants, Academy Press, New York, 1991;

44. Steinberg, D. Antioxidant vitamins and coronarz heart disease, Lancet, 349, 1710-1711, 1997;

45. Tatarov, P., Ivanova, R., Macari, A., Activitatea biontioxidanților unor specii de materii prime vegetale, 2005, Meridianul Ingineresc, nr.4, U.T.M., Chișinău, p.93-95;

Site – uri

http://ro.wikipedia.org/wiki/M%C4%83r

http://ro.wikipedia.org/wiki/Cartof

http://ro.wikipedia.org/wiki/Varz%C4%83