Etiologia Si Markerii DE Rezistenta LA Antibiotice LA Tulpini Bacteriene Izolate Dintr O Sectie DE Recuperare Medicina Fizica

ETIOLOGIA ȘI MARKERII DE REZISTENȚĂ LA ANTIBIOTICE LA TULPINI BACTERIENE IZOLATE DINTR-O SECȚIE DE RECUPERARE MEDICINĂ FIZICĂ

CUPRINS

Introducere

Capitolul 1. Infectiile nosocomiale

1.1. Definiție

1.2. Generalitati

1.2.1. Factori implicați în geneza infecțiilor nosocomiale

1.2.2. Strategile specifice folosite în prevenirea diferitelor tipuri de infecții nosocomiale

1.2.3. Strategii de control al factorilor de mediu

1.3.Tipuri de infectii nosocomiale

1.4. Controlul infecțiilor nosocomiale

Capitolul 2. Incidenta infectiilor nosocomiale intr-un compartiment de recuperare , medicină fizică

2.1. Scopul și obiectivele studiului

2.2. Materiale si metode

2.2.1. Controlul bacteriologic al tegumentelor

2.2.2. Controlul bacteriologic al suprafețelor și inventarului moale

2.2.3. Controlul bacteriologic al utilajelor din blocul alimentar

2.2.4. Controlul bacteriologic al sterilizări la autoclav

2.2.5. Controlul aeromicroflorei

2.2.6. Controlul bacteriologic al materialului sanitar utilizat în tehnica aseptică

2.2.7. Controlul bacteriologic al apei sterile pentru spălarea chirurgicală

2.2.8. Recoltarea produselor biologice pentru diagnosticul infecțiilor nosocomiale

2.2.9. Însămânțarea probelor, examinarea probelor si interpretarea rezulatatelor

2.5. Izolarea, identificarea si determinarea fenotipurilor de rezistenta la antibiotice a tulpinilor microbiene

2.6. Rezultate si discutii

2.7. Concluzii

Bibiliografie

Introducere

Infectiile intraspitalicești, sub raportul formelor de manifestare ale procesului epidemiologic, se pot prezenta mai des sub formă: sporadică, endemică, izbucnirea epidemică și constitue una din cauzele majore ale morbidității printre bolnavii spitalizați ( DEAC, 1997; DEAC, și colab., 1993; DEAC, 1993; DEAC, 1994; WILLIMSO și colab., 1989). Astăzi medicina preventivă are rezultate cunoscute, dar în anumite condiții mai sunt probleme. Conform,, Organizației Mondiale a Sănătăți’’ s-a mai afirmat că ,, o permanentă primejdie pentru bolnavi și personalul de spital’’ sunt infecțiile nosocomiale (DEAC, 1997; DUCA, 1981; JOSEPHEN și colab., 1995). Prevenirea, supravegherea și combaterea infecțiilor nosocomiale în zilele noastre una din marile preocupări atât a epidemilogilor, cât și a clinicienilor și microbiologilor, alături de specialiști în știința mediului încojurător și a manegementului de sănătate (DEAC,1997) Infecțiile nosocomiale pot fi comparate cu un ,,iceberg’’ (DEAC, 1997; VOICULESCU, 1989), fiind evidențiate numai acele infecții cu expresie clinică, în timp ce formele subclinice și infecțiile latent sunt mult mai numeroase (DEAC,1997).Din acest punct de vedere, incidența reală și numărul de deces, apărute ca o rezultantă direct sau indirectă a acestor, sunt imposibil de cuantificat din cauza complexității problematicii, cazurile cunoscute reprezentând mai des vârful iceberg-ul (DEAC ,1997; DOWORS și colab., 1987).

CAPITOLUL 1. INFECTIILE NOSOCOMIALE

1.1. DEFINIȚIE

Infecția nosocomială se mai numește și infecția intraspitalicească. Infecția intraspitalicească este infecția luată din spital sau alte locați sanitare, unde sunt pacienți internați. Această infecție este stabilită prin date clinice sau microbiologice. Este considerată infectia care nu a produs o boală sau nu se află in perioada de incubație, cand bolnavul s-a internat în spital. Infecția intraspitalicească este produsă de igiena precară, de sterilizare neadecvată, de manevre sau îngrijiri medicale necorespunzătoare. Modul de transmitere al acestei infecții, contactată într-un spital sau unitate spitalicească cu paturi, este fie de la bolnavi cu diferite boli, fie de la personalul medico-sanitar. Se poate defini ca infecție intraspitalicească, dacă apar simptomele în 48 de ore sau mai mult de la internarea bolnavului sau maxim 30 de zile de la externarea bolnavului.

Etimologia cuvântului ,,nosocomial’’ (spitalicesc) se regăsește în limba greacă, in cuvântul nosokomeion, în care (nosos=boală, iar komeo= a îngriji). Aceste infecții produc boli severe, datorate microorganismelor de spital foarte rezistenți la antibiotice.

În România nu există o statistică, deorece spitalele nu raportează aceste date sau raportează un număr ridicol de mic 1-2%, în timp ce media europeană este 8-10%. În țările anglo-saxone, infecția nosocomială se numește,,infecție de spital’’. Autorii americani definesc infecția intraspitalicească drept: ,,infecția dobîndită ca un rezultat al spitalizării sau tratamentului primit în spital și care nu este prezentă în momentul internării’’(BOUREE, 1989; BRACHMAN, 1992; DEAC, 1997; PAINA și colab.1987).

Conform Centrul European al Bolilor Transmisibile, anual, aproximativ 3,2 milioane de persoane din Uniunea Europeană se îmbolnăvesc cu o infecție asociată îngrijirilor medicale, iar în jur de 60.000 de persoane mor anual din această cauză Infecțiile nosocomiale se clasifică în: infecții nosocomiale autogene (endogene), infecții nosocomiale încrucișate (cross-infection) și infecții nosocomiale contactate în spital ce au manifestări ulterioare externării (BRYAN și colab.1984; BUENO si colab. 1991; CAAUDHURI, 1993; DEAC, 1997).

1.2. GENERALITĂȚI

Infectiile intraspitalicești se clasifică după incidența în: bacterii, virusuri, protozoare și fungi. Adesea, aceste infecții sunt asimptomatice, nu sunt observate clinice și împiedică depistarea criteriilor epidemiologice de diagnostic. Supravegherea bacteriologică prin controale sistematice pune în evidență circulația anumitor biotipuri selectate de bacterii, în mediul din spitale, dar și la bolnavi. (DEAC 1997). Toate rezultatele obținute din controlul microbilogic trebuie colerat cu datele clinice și epidemiologice. Morbiditatea mare generată de aceste infecții, necesită dezvoltarea metodelor de diagnostic, supraveghere și control a acestora (DEAC 1997).

1.2.1. FACTORI IMPLICAȚI ÎN GENEZA INFECȚIILOR NOSOCOMIALE

Spitalele moderne reunesc trei condiții necesare ale apariței infecțiilor nosocomiale: terenul receptiv prin vârstă și boală, agentul microbian- mai ales oportunist aparent inofensiv, căi de acces libere agentului microbian pentru a ataca o ,, victimă facilă’’ (DEAC 1997; SMOTTE și colab., 1991; WAHBA, 1977; WEINSTEIN și colab.1985). Rezultă astfel o ambianța microbiană de spital în care există condiții pentru selecționarea unor microorganisme deseori multirezistente la antibiotic și condiții favorizante pentru implantarea acestora pe organisme deficitare ( COURT și colab., 1993; DAVIS și colab. 1980; DEAC, 1997; DUMARTIN și colab. 1995; DUHAIME și colab.1991; EANSHOW, 1984; EYKYN, 1988), care reprezintă terenul biologic (DEAC, 1997; GOLOMB și colab. 1991; HARRIS și colab. 1989; HELLK, 1993; ISENBERG și colab.1992; IVAN, 1980; MANDELLI și colab.1986). Apariția infecției nosocomiale este determinată de factori favorizanți cum ar fi: vârsta (vârstă înaintată sau prea tânără), prematuritate, terapia cu imunosupresoare și cu citostatice, diverse intervenții chirurgicale în scop de diagnostic sau tratament, boli predispozante (diabet zaharat, ciroză, limfoame, neoplasm, boli virale, boli degenerative, boala Cushing, stările de șoc) (DEAC 1997; JANIN și colab., 1993; LOWBURRY și colab. 1991; NEU, 1984; NICH, 1992; NICHOLS, 1990; PECER, 1993; SUHATEVAN si colab.1991).

Caracterul ubiquitar al microorganismelor patogene poate determina intrarea lor in organismele receptive (DEAC 1997). Un alt gen de factori se referă la arhitectura spitalelor care influențează producerea infecțiilor nosocomiale, și anume: circuite necorespunzatoare, dotare insuficientă, neglijarea măsurilor administrativ-organizatorice al personalul medico-sanitar și de igienă intrainstituțională, dezinfecție curentă și terminală incorectă, suprapopularea spațiului de spital, spitalizări prelungite și de lungă durată, neajunsuri cantitative și calitative legate de personalul din spitale, deficiențe de comportament în îngrijirea bolnavilor, preocupări limitate de supaveghere clinico-epidemiologică și de laborator și aplicarea nediscriminatorie a terapiei cu antibiotice ( AYLIFFE, 1986; BARIER și colab.. 1986; BUENCIONI și colab. 1991; COGOLAS și colab. 1993; DEAC 1997; LORIAN, 1985; YOUNG, 1982).

Din cauza multirezistenței plasmidiale (DEAC 1997; DATTA, 1989; EYKYN, 1988; FILE și colab., 1995; LONLLE și colab1993; YINDSOR, 1983), utilizarea pe scară largă a unui antibiotic este capabilă a selecta tulpini rezistente și față de alte antibiotice(DEAC, 1997). Aceste tulpini multirezistente poate determina infectarea pacienților cu asemenea tulpini bacteriene. Bolnavul poate realiza o autocolonizare datorita contaminării exogene, influențată de mediul spitalicesc. Posibilitățile de cross-infection se realizează prin factori și mecanisme complexe de transmitere (DEAC 1997). Această infectare poate produce o eventuală infecție intraspitalicească cu sau fără simptome clinice. Se consideră că administrarea inutilă de antibiotic poate să nu fie daunătoare pentru pacient, dar este sigur pentru colectivitate sau mediul ambiant în care se găsește pacientul (DEAC 1997; DUMARTIN și colab.,1995; FINKLESTEIN și colab 1983; FLYNN și colab., 1987; FONALDSON și colab., 1989; GIBBON 1975; GLESNISTER și colab., 1985). Aceste tulpini antibiotico-rezistente se găsesc pretutindeni și circulă in tot mediul spitalicesc, indeosebit în anumite secții: terapie –intensivă, nou-născuți, arși, distrofici, obstretică-ginecologie, cardiologie, chirurgie generală, neurochirurgie, urologie, dializă, pediatrie, în care există un risc mare și pentru infecții încrucișate (DEAC 1997; GOETZ si colab. 1992; HEMMER și colab., 1983; HOLAN și colab., 1993; HORAN și colab., 1988; LEIGH și colab., 1989),

Pentru prevenirea transmiterii în spital a bolilor infecțioase și siguranța în ceea ce privește atât sănătatea personalului sanitar, cât și a pacienților, având în vedere mortalitatea, morbiditatea crescută a internării și costul ridicat, trebuie făcute eforturi pentru a preveni asemenea infecții (Plowman R și colab., 1999; Wenzel, 1995). S-a stabilit și se aplică norme pentru a preveni infecțiile nosocomiale, ajutând pacienții internați, personalul medico-sanitar și personalul din compartimentul de supraveghere și control al acestora (Didier 2014).

Principiile graduale ale recomandarilor, dezvoltarea și evaluarea sistemului sunt folosite pentru a ține sub control calitatea evidențelor de la cele mai mari, la cele mai mici și pentru determina recomandări (Yatin și colab 2014). Principiile sunt impărțite pe baza unei susțineri științifice raționale, teoretice, aplicative și economice. Sistemul se clasifică pe baza recomandărilor (gradul I) și sugestiilor (gradul II) (Yatin și colab 2014), in functie de nivelul dovezilor și anume: dovada provenită de la cel puțin o probă controlată, de la cel puțin un studiu analitic bine controlat (preferabil de la mai multe centre), sau multe studii, serii, sau rezultate dramatice de la experimente necontrolate, de la opiniile autorităților bazate pe experimente clinice, studii descrise, rapoarte ale comitetelor de experții (Yatin și colab 2014).

1.2.2. MĂSURI GENERALE DE CONTROL AL INFECȚIILOR NOSOCOMIALE

I) Izolarea se recomandă pentru: boală imunologică și neutropenie, diaree, boli ale pielii, boala cunoscută înaintea epidemiei bacteriene (Yatin și colab 2014) și pentru pacienții din unitățile de terapie intensivă (UTI) (Yatin și colab 2014).

Există două tipurii de izolare la terapie intensiva:

– Izolarea protectivă pentru bolile imunologice și neutropenie, cu scăderea sanselor de a contacta alte infecții;

– Izolarea pacienților cu infecții (Siegel, 2007) pentru a reduce un potențial risc de transmitere la alți pacienți sau personal sanitar(Yatin și colab 2014);

Camerele de izolare trebuie să aibă ușile etanșate, cu geamuri pentru a obține o presiune negativă, sau pozitivă a ventilației(Yatin și colab 2014).

Factorii de risc pentru apariția infecțiilor nosocomiale sunt: vârsta mai mare ecomandărilor (gradul I) și sugestiilor (gradul II) (Yatin și colab 2014), in functie de nivelul dovezilor și anume: dovada provenită de la cel puțin o probă controlată, de la cel puțin un studiu analitic bine controlat (preferabil de la mai multe centre), sau multe studii, serii, sau rezultate dramatice de la experimente necontrolate, de la opiniile autorităților bazate pe experimente clinice, studii descrise, rapoarte ale comitetelor de experții (Yatin și colab 2014).

1.2.2. MĂSURI GENERALE DE CONTROL AL INFECȚIILOR NOSOCOMIALE

I) Izolarea se recomandă pentru: boală imunologică și neutropenie, diaree, boli ale pielii, boala cunoscută înaintea epidemiei bacteriene (Yatin și colab 2014) și pentru pacienții din unitățile de terapie intensivă (UTI) (Yatin și colab 2014).

Există două tipurii de izolare la terapie intensiva:

– Izolarea protectivă pentru bolile imunologice și neutropenie, cu scăderea sanselor de a contacta alte infecții;

– Izolarea pacienților cu infecții (Siegel, 2007) pentru a reduce un potențial risc de transmitere la alți pacienți sau personal sanitar(Yatin și colab 2014);

Camerele de izolare trebuie să aibă ușile etanșate, cu geamuri pentru a obține o presiune negativă, sau pozitivă a ventilației(Yatin și colab 2014).

Factorii de risc pentru apariția infecțiilor nosocomiale sunt: vârsta mai mare de 70 de ani, șocul, trauma majoră, insuficiența reanlă acută, comă, antibiotice, ventilație mecanică, drogurile care afectează sistemul imunitar (steroizi, chimioterapiei), cateter infectat, ședere îndelungată în UTI (mai mult de 3 zile) (Yatin și colab 2014). Pentru aceasta trebuie respecte reguli numite precauțiuni universale. Acestea se referă la: igiena mâinilor, purtarea echipamentului de protecție atât de către pacient, cât și de personalul medico-sanitar etc. Rănile de arsură pot furniza condiții optime pentru colonizarea și transmiterea agenților patogeni (Sehulster si colab.2003).

Sursa principală de transmitere a bolilor infecțioase și parazitare este reprezentată de mâinile murdare. Bolile infecțioase sunt provocate de agenți patogeni proveniți din tubul digestiv. De pe piele se pot contamina alimentele, apa-în special apa de îmbăiere- îmbrăcămintea, instrumentarul medical, lenjeria de pat obiectele de uz curent etc. (SERGIU, 1989). În 1938 Price, clasifică microorganismele de pe piele în două categorii.

A) Prima categorie este reprezentată de agenți patogeni tranzitorii pe suprafața cutanată, fixați de impurități și secreția seboreică, care este îndepărtată prin spălare cu apă și săpun.

B) A doua categorie de microorganisme denumiți microorganisme ,,rezidenți’’, care colonizează stratul profund al epidermei și sunt microorganisme relativ stabile, care variază de la un individ la altul (SERGIU, 1989). În urma cercetărilor s-a demonstrat că suprafața cutanată are o capacitate de autopurificare (de exemplu streptococii patogeni dispar după o zi, stafilococul auriu după 3 zile, iar E.coli și Pseudomonas aeruginosa dupa o zi pe pielea uscată și 3 zile de pe pielea umedă (SERGIU 1989). Această capacitate de autosterilizare depinde de echilibrul dintre gazdă și paraziți. Echilibrul este determinat pe de o parte de glandele hormonale, climă, alimentație și pe de altă parte de puterea de adaptare a suprafeței cutanate la microbiota respectivă. Capacitatea de eliminare a microorganismelor de pe piele se datorează acțiuni acizilor grași liberi, în special acidului oleic (SERGIU, 1989). Controlul igienico sanitar (C.I.S.) verifică curățenia pielii persoanelor care lucrează în spital, pentru prevenirea infecțiilor nosocomiale, a persoanelor din unitățile și industria alimentară, pentru prevenirea toxiinfecțiilor alimentare și a persoanelor care lucrează în industria farmaceutică. Controlul bacteriologic are ca scop determinarea gradului de curățenie verificând numărul total de streptococi hemolitici, stafilococi (SERGIU, 1989). Acest control urmărește și indentificarea purtătorilor sănătoși.

Spălarea mâinilor se face înainte de a atinge un pacient, înainte de procedurile septice; după expunerea sau riscul de contact cu fluidele corpului, după atingerea pacientului, după atingerea mediului înconjurător care aparține pacientului, pentru a asigura protecția de propria microbiotă, cea a pacientului și cea a mediului (Yatin și colab 2014). Spălarea mâinilor se face cu săpun și apă, când mâinile sunt unsuroase sau vizibil murdare de sânge sau fluide ale corpului(Yatin și colab 2014). Se udă mâinile, se aplică săpunul și se freacă cu rigurozitate și cu atenție cel puțin 15 secunde(Yatin și colab 2014).Se insistă frecându-se fiecare deget în parte, după care se clătește cu apă, apoi se uscucă cu un prosop de unică folosință (Yatin și colab 2014). Înainte de spălare se îndepărtează de pe mâini toate inelele, ceasurile, brațările. Unghiile trebuie tăiate la 0,5 cm, fără ojă, lac de unghi sau unghii false (Yatin și colab 2014).

Mănușile sterile ar trebui folosite: după ce se face igiena mâinilor, în timp ce se atinge o mucoasă și contactul cu pielea, în timp ce se execută proceduri sterile de puncție a unei artere, vene, sondări cu cateter Foley, pansament etc. Mănușile curate (nesterile) sau sterile sunt sigure pentru a preveni contaminarea cu sângele pacientului, cu alte fluide ale corpului, cu obiecte contaminate și cu oricare obiecte posibil infectate. Schimbarea mănușilor are loc între proceduri la același pacient, în special din partea infectată, spre partea curată, neinfectantă și de la un pacient la altul.

Pentru protecția adecvată a ochilor se poartă ochelari și masca, pentru a se evita contaminarea cu fluide ale corpului și sânge (Yatin și colab 2014).Pacienții, rudele și personalul medical care prezintă simptome de infecție respiratorie ar trebui să poarte mască obligatoriu (din cauza transmiterii prin aerosoli a acestor infecții) (Yatin și colab 2014).Se poartă halat pentru preveni scurgeri pe haine și piele, în timpul procedurilor care generează împroșcarea sângelui, fluidelor corpului, secrețiilor și excrețiilor (Yatin și colab 2014).

Purtarea pijamalei are ca scop prevenirea contaminării microbiene si a transmiterii infecțiilor intraspitalicești. Pijamaua pacientului patată de sânge, secreții, excreții ale organismului ar trebui schimbată cu grijă folosind mănuși, pentru a preveni expunerea pielii, contaminarea celorlalte haine și transmiterea microorganismelor patogene pacienților și in mediul înconjurător (Yatin și colab 2014).

Obiectele ascuțite trebuie curățate corespunzător (Yatin și colab 2014), iar o atenție deosebită trebuie acordată pacienților suspectați sau cunoscuți cu boli care se transmit aerogen, prin contact cu obiectele infectate care le aparțin (Yatin și colab 2014).

Pentru prevenirea transmiterii unor boli pe cale aerogenă este necesară aplicarea unor norme, cum ar fi: bolile provocate de microorganisme pot fi răspândite în aer prin mici particule (aerosoli sau praf) în timpul tusei, strănutului și vorbirii și rămân active în timp și distanță (de exemplu: micobacteriile tuberculoase, virusul varicelei, virusul herpetic, virusul rujeolei și pojarului); izolarea în camere cu ventilație și cu presiune negativă; pacienții trebuie să poarte mască pentru protecția respiratorie, atunci când intră în camere de izolație; se folosește dispozitivul N95 al măștii respiratorii, care va fi așezat strâns pe nas și gură, pentru a proteja împotriva picăturilor de dimensiuni mici sau mari; aceste măști trebuie folosite de toate persoanele, care intră în aceste camere, inclusiv de vizitatori (Didier, 2014). Transportul pacientului trebuie să fie limitat(Yatin și colab 2014).

1.2.3. STRATEGII SPECIFICE PENTRU PREVENIREA DIFERITELOR TIPURI DE INFECȚII NOSOCOMIALE

Există mai multe strategii de prevenire a infecților nosocomiale la pacienți cu infecții critice, cum ar fi pneumonia de ventilație (VAP), infecții de cateter și infecții ale tractului urinar (I.T.U) (Yatin și colab 2014).

1.2.3.1. STRATEGII PENTRU REDUCEA V.A.P.

Se evită pe cât posibil efectuarea intubării (,âCoffin și colab., 2008; Lorente și colab,, 2007; Maselli și colab.2011 ). Intubația se face pe gură, atunci când este contraindicată introducerea sondei pe nas (Yatin și colab 2014). În timpul intubației, se tine capul ridicat la înălțime de 30-450(Yatin și colab 2014). Obligatoriu se face în fiecare zi curățarea orală cu o soluție de Clorhexidină de 0,12 % (Yatin și colab 2014). Se evită reintubarea. Nu se acceptă schimbarea circuitului de ventilație (Yatin și colab 2014) Obligatoriu se monitorizează presiunea care trebuie să fie (> 20 cm H2O), pentru a se evita scurgerile de aer din jurul canulei (Yatin și colab 2014) Prin intermediu scurgerilor se permite intrarea bacteriilor în tractul respirator (Yatin și colab 2014). Obligatoriu este de preferat ca tuburile endotraheale să fie cu absorbție ,,sub glotică’’, pentru a preveni absorția secrețiilor din jurul canulei, ducând la microaspirare (Yatin și colab 2014). Este necesar să se folosească dezumidificatorul, deoarece sistemul închis de absorție endotraheală poate fi mai bun decât cel deschis, care necesită descărcarea și scurgerea periodică a condensatorului unde se colectează apa (Yatin și colab 2014).

1.2.3.2. STRATEGII PENTRU REDUCEREA INFECTIILOR DE CATETER

Este de preferat să se execute cateterizarea pe extremitatea superioară, pentru a se evita zona femurală (Naomi și colab., 2011). Se folosesc materiale sterile (bonete, măști, halate, mănuși sterile, catetere sterile, ață sterilă pentru schimbarea firelor) (Yatin și colab 2014). Importantă este curătarea pielii cu 0,5 % Clorhexidină preparată cu alcool, înainte de puncția arterei și folosirea Clorhexidinului /Sulfadiazinei de argint, atunci când cateterul rămâne pe loc mai mult de 5 zile (Yatin și colab 2014). Se folosește un pansament steril, transparent, semipermeabil pentru a acoperi cateterul (Yatin și colab 2014). Acesta trebuie schimbat permanent deorece acesta se murdărește, se slăbește sau devine unsuros (Yatin și colab 2014). Se face evaluarea zilnică a stării cateterului zilnic și verificarea protecției, dacă este prezent și palpează dacă acesta este inmuiat (Yatin și colab 2014). Este importantă folosirea une soluții de 2 % Clorhexidină pentru spălarea zilnică a pielii din jurul cateterului pentru a reduce infecția(Yatin și colab 2014). Este necesară folosirea unui cateter intravascular fără ac și fără robinet, pentru ca accesul să fie deschis pentru injectarea unor medicamente, hidratare etc. (Yatin și colab 2014). Este necesară curățarea țesuturilor din jurul cateterului cu antisepticul potrivit, accesul la acest dispozitiv se face cu materiale sterile și nu trebuie să se uite capacul detașat (Yatin și colab 2014). Cateterul intravascular trebuie îndepărtat dacă nu mai este necesar (Yatin și colab 2014). Liniile periferice nu ar trebui înlocuite mai des de 72-96 de ore (Yatin și colab 2014). Cateterul se înlocuiește zilnic dacă se administează de produse cu sânge sau emulsii grase, iar dacă se folosesc soluții fluide intravenoase, schimbarea acestuia se face la interval de cel puțin 7 zile (Yatin și colab 2014). Conectorii fără ace trebuie schimbați frecvent (la fiecare 72 ore).

1.2.3.3. STRATEGII PENTRU REDUCEREA ITU

Aceste strategii au următoarele reguli:

Introducerea cateterulului sau sondei se face numai la indicații precise (Coralyn și colab., 2009),

Este obligatoriu ca, cateterizarea să se facă aseptic (Yatin și colab., 2014);

Este necesar un sistem de scurgere închis (Yatin și colab., 2014);

Nu se obstrucționează scurgerea urinei. Tot timpul cateterul urinar trebuie amplasat și prins deasupra coapsei și punga urinara trebuie ținută sub nivelul vezicii urinare (Yatin și colab., 2014);

Punga urinară nu trebuie să ia contact cu podeaua (Yatin și colab., 2014);

Se realizează îndepărtarea cateterului cand nu mai este necesar (Yatin și colab., 2014);

Schimbarea cateterului folosit sau pungilor de drenaj la interval fixe sau la indicații clinice cum ar fi infecția, obstrucția sau cand sistemul inchis este compromis (Yatin și colab., 2014).

1.2.4. STRATEGII DE CONTROL AL FACTORILOR DE MEDIU

1.2.4.1 CURĂȚAREA ȘI DEZINFECȚIA

Calitatea adecvată a curățenei și dezinfecției mediului înconjurător, în special a suprafețelor cele apropiate de pacient (tăbliile de la paturi, măsuțele, clanțele, lenjeria etc.) (Wiliam si colab., 2008) este importantă pentru controlul IN. Anumite microorganisme patogene pot supravețui o perioadă foarte îndelungată de timp, în mediul înconjurator, de exemplu: Clostridium, Enterococcus sp. rezistent la vancomicină, Staphylococcus aureus (Yatin și colab., 2014). Detergenții și dezinfectanții înregistrați ar trebui să îndeplinească toate condițiile specificate de normele de folosire și utilizați corespunzător (Yatin și colab., 2014).

În aer se găsesc agenți patogeni de natură umană sau animală, atașați de anumite substraturi, sub trei forme:

-picături de secreție nazală, buco-faringiană și bronsice, care provin din nas si gura în timpul strănutului, tusei, cântatului si vorbitului (picături Flugge);

-particulele de praf (praful contaminat sau pulbere bacterioforă):

-nuclei de picături proveniți din evaporarea picăturilor mai mici de secreții nazale, buco-faringiene sau bronsice (SERGIU,1989);

Bolile infecțioase se transmit rapid prin secreții, asadar pentru prevenirea transmiterii acestora se are în vedere: igiena strictă a bolnavilor, izolarea pacienților și educația sanitară. Organismul uman, în special aparatul respirator are o mare capacitate de filtrare, prin existența mecanismelor de reținere din căile respiratorii, țesutul pulmonar, alveolele pulmonare. De exemplu în alveole pot pătrunde doar picături de suspensie mai mici de 3 nm (SERGIU, 1989). Aparatul respirator se poate infecta cu microorganisme foarte agresivi, care acționează la nivelul nazofaringelui (streptococi beta-hemolitici, bacilul difteric etc.), traheei și bronhiilor mici sau la nivelul tractului respirator inferior (bronhii terminale, alveole pulmonare – de exemplu bacilul Koch);

Cercetările au arătat că, cu cât dimensiunea particulelor este mai mică, cu atât indivizii sunt mai expuși să se îmbolnăvească. De exemplu, dacă dimensiunile particulelor sunt sub 5 nm, posibilitatea de îmbolnăvire datorată bacilului Koch este mai mare. În cazul particulelor care conțin fungi aceștia provoacă pneumomicoza. Sporii de fungi care determină micoze (coccidoidomicoza, histoplasmoza etc.) exită liberi în atmosferă, neaderenți de nici un strat.

Controlul aerului nu evidențiază speciile de agneți patogeni, ci încărcătura microbiană totală a aerului. De aceea există diferiți indicatori bacteriologici de contaminare a aerului, și anume:

A) Stafilococii- rezidenți în căile respiratori superioare și pe suprafața pielii. Cele mai multe tulpini sunt nepatogene, dar exista și tulpini patogene. Stafilococii din aer au rezistență relativ mare contaminând mediul ambiant. Se determină stafilococii care produc pigment auriu și/sau hemoliză;

B) Streptococii hemolitici (beta-hemolitici) și viridans (alfa-hemolitici) sunt rezidenți în nazofaringe și cavitatea bucală, și foarte rar în alte situsuri din organism (excepție fac tulpinile de enterococ alfa-hemolitic). Prin contolul epidemiologic se indică existența unui bolnav sau purtător sănătos intr-o anumita zonă;

C) Microorganismele din grupul coliformilor. Prezența lor în aer indică un grad mare de insalubritate a mediului.

În țara noastră, valorile maxime permise în spitale, după curățenie cu dezinfecție, pentru mezofilii din aer sunt:

-în sălile de operație -300 /m3;

-săli speciale (săli de pansamente, săli de tratament, saloane de copii prematuri, săli de naștere, bucătării dietetice) -500/ m3;

-saloane de bolnavi și alte încăperi -600/m3;

Microbiota hemolitică de orice natură trebuie să fie absentă în sălile de spital. În camerele unde se găsesc bolnavi cu deficit imunitar (imunosupresie terapeutică sau patologică), încărcătura microbiană a aerului trebuie să fie cât mai mică (de preferință sub 40 mezofili /m3) (SERGIU, 1989). În industria alimentară este indicat ca mezofili să nu fie mai mult de 600/ m3, iar numărul de fungi 300 /m3. Există de asemenea diferențe între anotimpurile cald si rece.

Agenți patogeni de origine umană sau animală sunt clasificați în microorganisme saprofiți, condiționat patogeni și patogeni. Microorganisme saprofoți nu produc boli infecțioase, pe când cei condiționat patogeni și patogeni determină îmbolnăviri specifice.

În zona temperată se raportează cca. 20 % boli infecțioase care se produc datorită aerului. Aceste boli infecțioase sunt: bolile copilăriei (rujeola, rubeola, varicela, scarlatina etc.), gripa și celelalte viroze respiratorii (tuberculoza, legioneloza, diferite micoze respiratorii, pneumonia etc.) (SERGIU, 1989). Microbiota patogenă sau condiționat patogenă prezentă în aer produce infectarea arsurilor sau plagilor. Menționăm că în alveolitele alergice extrinsece principalul factor de producere a boli este cel fungic (plamânul fermierului etc.)

Obiectele contaminate cu agenți patogeni pot fi o cale de transmitere a infecțiilor microbiene, virotice sau parazitare. Determinarea infecției la persoanele receptive (bolnavi cu imunitate scăzută, vârstnici, copii etc.), depinde de cantitatea de microorganisme care sunt inoculate în organism. Inocularea agentului patogen în organism de pe obiectele contaminate este foarte agresivă pentru om. Modul de transmitere a infecției la om este fie direct, fie indirect.

1) Calea indirectă este reprezentată de contaminarea alimentelor datorită vaselor de bucătărie, ce poate provoca toxiinfecții alimentare.

2) Calea directă este determinată de inocularea agenților patogeni în organism prin piele, mucoase sau cavitatea bucală și a mâinilor murdare.

Aerul poate fi contaminat, prin intermediul lenjeriei de pat, îmbracăminte sau covoare. Microorganismele din aer pătrund în organism pe cale respiratorie datorită aerului. Agenții patogeni provin de la bolnavi sau purtători sănătoși. Rezistența microorganismelor de pe obiecte depinde de condițiile de mediu (absența luminii, umiditate crescută, temperatură joasă). Microbiota de pe obiectele contaminate are ca și cauză principală nazofaringele, cavitatea bucală și/ sau secrețiile bronșice. Microbiota poate supravețui din cauza rezistenței acesteia în mediul exterior, datorită materialelor din ce sunt confecționate obiectele și a condițiilor de mediu. De exemplu, bacteriile se pot clasifica în funcție de perioada de supravețuire astfel:

– bacilul Koch și bacilul difteric rezistă mai multe luni (bacilul Koch persistă pe cărțile de bibliotecă timp de 135 de zile);

– Salmonella și stafilococul rezistă câteva săptămâni (stafilococul auriu traiește pe hârtia obișnuită până la 90 zile);

– streptococul și vibrionul holeric supravețuiesc câteva zile (vibrionul holeric trăiește pe hârtia obișnuită timp de 5-14 zile) (SERGIU, 1989)

– virusurile, mai ales entrovirusurile, aflate pe obiecte au o rezistență foarte mare în mediul extern (SERGIU, 1989).

O altă sursă de creștere a rezistenței microbiene o reprezintă:

– obiectele din metal care au un grad mare de uzură (rugină) sau poroase datorate mediului ambiant (umezeală, ferite de lumină);

– țesăturile (îmbrăcămintea, lenjeria de pat, covoarele etc.) se contaminează mai ușor fiind groase și pufoase (de exemplu Salmonella trăiește până la 90 zile, Staphylococcus aureus rezistă timp de 50 zile);

– jucăriile sunt contaminate cu mai multe microorganisme patogene datorată utilizărilor, în special de copiii care au o imunitate scăzută (stafilococul auriu trăiește pe jucăriile din metal 12 zile, pe cele din cauciuc și lemn 14 zile, pe jucăriile din pluș 72 zile si pe cele din celoid 65 de zile) (SERGIU, 1989).

1.2.4.2. ARHITECTURA SPAȚIULUI

Unitatea trebuie să fie aproape de sală de operație și DE o secție de primiri urgențe, să aibe acces ușor, dar să fie departe de spațiile închise (Sehulster si colab 2003). Sistemul de aer condiționat central trebuie proiectat în așa fel încat recircularea aerului să tereacă prin filter special (Sehulster si colab.2003). Se recomandă ca toate aerele condiționate să aibe filter la capacitatea de 99 % (Sehulster si colab.2003). Siguranța și calitatea aerului trebuie menținută tot timpul. Mișcarea aerului ar trebui să fie întotdeauna de la zona curată, la o zonă mai murdară (Sehulster si colab.2003). Izolarea trebuie să aibe presiuni de ventilație negativă și pozitivă (Sehulster si colab.2003). Se cere rute marcate (marcaje) prin toate secția (Sehulster si colab.2003). Spațiul în jurul patului să fie de 2,5-3 m (Sehulster si colab.2003). Electricitatea, aerul condiționat nu trebuie să fie aproapiate de paturi (Sehulster și colab., 2003). Trebuiesc numeroase chivete pentru apă (Sehulster si colab.2003). Trebuie să existe camera separate pentru pregătirea medicamentelor (Sehulster si colab.2003). Trebuie spațiu pentru toalete (Sehulster si colab.200)). Trebuiesc spații separate pentru depozitarea solutiilor de dezinfectant și spălat, pentru prepararea lor, depozitarea gunoiului menajer și infecțios (Sehulster si colab.2003)

Măsurile organizatorice și administrative au următoarele norme: reguli pentru controlarea traficului în unitate pentru a reduce sursele de contaminare de la vizitatori, personal și de la echipament; măsuri ce vizează personalul administrativ al spitalului pentru o bună înțelegere între pacient și personalul medico-sanitar; educarea și specializarea personalului pentru a preveni infecțiile; protocoale pentru a preveni infecția nosocomială; audit și supraveghere a bunelor practici de control (control igienico-sanitar); echipă de control (abordare multidisciplinară); administrarea antibioticelor; vaccinarea personalului (Yatin și colab., 2014).

TIPURI DE INFECȚII NOSOCOMIALE

Pentru ca o infectie să fie considerată ca fiind nosocomială, este necesar să nu existe dovada că infecția era prezentă sau în incubație în momentul internării pacientului în spital ( BLUM, 1989; COMHAIRE și colab., 1981; CONEL și colab., 1986; DASCHNER, 1985; DEAC, 1997).

Clasificarea infecțiilor nosocomiale (I.N.) trebuie să țină cont de criteriile de definire formulate de O.M.S., recunoscute și stipulate și la noi într-un cadru legislativ al M.S (DEAC, 1997). Conform acestuia se recunosc:

– infecția de plagă chirurgicală, care cuprinde infecția de plagă, de incizie chirurgicală și infecția profundă a plăgii chirurgicale;

– infecția sangvină primară, care reunește infecția sangvină primară confirmată prin laborator și septicemia clinică;

– pneumonia;

– infecția tractului urinar, care include infecția simptomatică a tractului urinar, bacteriuria simptomatică și alte infecții ale tractului urinar;

– infecția osteoarticulară, care cuprinde osteomielia, infecția articulară și bursita;

-infecția aparatului cardio-vascular, ce include infecția arterelor și venelor, endocardita, miocardita, pericardita și mediastinita;

– infecția sistemului nervos cerebral, în care se includ infecția intracraniană, menigita sau ventriculita, abcesul spinal;

-infecția ochilor, urechilor, nasului, faringelui, cavității bucale, ce cuprinde conjunctivita, alte infecții ale ochiilor, otita externă, medie și internă, mastoidita, infecția cavității bucale, faringita, laringita, epiglotita și sinuzita;

– infecții ale aparatului digestiv în care sunt cuprinse gastroenterita, hepatita virală A, enterocolita necrozantă, infecția gastro-intestinal și infecțiile intraabdominale;

– infecțiile tractului respirator superior și ale tractului respirator inferior, în care sunt incluse bronșita, traheobronșita, bronșeolita, traheita și alte infecții;

– infecțiile aparatului de reproducere, care cuprind endometrita, infecția epiziotomiei, infecția peretelui vaginal, diverse infecții ale aparatului de reproducere masculin și ale infecții ale aparatului de reproducere feminin;

– infecția pielii și a țesutului moale, ce le include pe acestea alături de infecția escarelor de decubit, infecția arsurilor, mastita, omfalita nou-născutului, pustuloza copilului sub 1 an, infecția circumciziei sugarului;

– alte boli infecțioase care cuprind bolile de origine virală cu transmitere aerogenă (rujeolă, rubeolă, varicelă, parotidită) sau parenterală ( HIV, HBV, HCV) (DEAC,1997).

CONTROLUL INFECȚIIILOR NOSOCOMIALE

Obiectivul controlului bacteriologic al peronalului sanitar și al pacienților este a depista și de a preveni bolile produse de infecțiile intraspitalicești contactate în spital. Pentru atingerea acestui obiectiv este necesară efectuarea unui control epidemiologic correct. Metoda de diagnostic direct reprezintă evidențierea etiologică a infecțiilor intraspitalicești, prin localizarea microorganismelor în diverse probe patologice (DEAC,1997; VOICULESCU, 1989).

Controlul infecțiilor nosocomiale se fac prin recoltare de probele biologice necesare diagnosticului. Se recoltează:

1) de la bolnavi, considerați ca persoane receptive pentru infecțiile nosocomiale;

2) de la persoanele medico-sanitare (infirmiere, asistente medicale, etc.), ce se consideră ca sursă și/ sau cale de transmitere;

3) din mediul spitalicesc, care reprezintă o sursă, dar și ca o cale de transmitere a infecțiilor nosocomiale.

De la bolnavi se recoltează urmatoarele probe:

– tampoane de pe tegumente (pentru examen microbiologic)

– secreții naso-faringiene, de plăgi sau alte secreții (pentru examen microbiologic)

– urină (pentru urocultură)

– materii fecale (pentru coprocultură)

– LCR (pentru examen microbiologic complet)

– sânge (pentru hemocultură și examinări virusologice) (DEAC, 1997)

De la personalul medico-sanitar (ca sursă sau cale de transmitere) se recoltează urmatoarele probe:

– idem ca la bolnav (la nevoie)

– obligatoriu pentru probe de:

– coprocultură

– exsudat nazo-faringian

– mâini

– echipamente de protecție etc.(DEAC,1997)

Din mediul spitalicesc (ca sursă și/sau cale de transmitere), se recoltează urmatoarele probe:

– de pe suprafețe

– aeromicrofloră

– probe de sterilitate (DEAC,1997)

Diagnosticul bacteriologic are următoarele etape:

Recoltarea probelor patologice, este dependentă de locul și simptomatologia clinică a infecțiilor intraspitalicești. Recoltarea are două scopuri, profilactic și de control. Această recoltare trebuie făcută corect pentru a stabili diagnosticul bacteriologic.

Probele patologice obligă realizarea unui examen microscopic direct. Acest examen se face din preparate proaspete și frotiuri colorate.

Însămânțarea și izolarea germenului patogen, este o etapă interdependentă. Acestea se fac pe medii de cultură adecvate și urmăresc evidențierea coloniilor izolate, având ca scop depistarea agentului etiologic.

Stabilirea agentului etiologic bacterian se realizează prin:

-observarea proprietăților morfo-funcționale

-descrierea proprietăților de cultură

-cercetarea proprietăților biochimice

-stabilirea structurii antigenice

-cercetarea proprietăților de patogenitate

-determinarea sensibilității la antibiotice (DEAC,1997).

Realizarea acestor patru etape este obligatorie pentru un diagnostic corect al infecțiilor intraspitalicești. Aceste etape sunt considerate ca o rutina în laboratorul de microbiologie. Diagnosticul de laborator specific pentru I. N. de etiologie virală se bazează pe:

-examinarea microscopică a țesuturilor infectate și a produselor patologice, pentru evidențierea unor modificări patognomonice sau prezența de material viral

-izolarea și identificarea agentului viral

-demonstrarea unei creșteri semnificative a cantității de anticorpi față de un anumit virus în boală prin compararea titrului serului de fază acută și a serului din covalescență (DEAC,1997). Inocularea pentru izolare se face pe gazda cea mai potrivită pentru virusul presupus (animale de laborator, ou embrionat, culturi celulare) (DEAC,1997).

CAPITOLUL 2. INCIDENTA INFECTIILOR NOSOCOMIALE INTR-UN COMPARTIMENT DE RECUPERARE, MEDICINĂ FIZICĂ

2.1. SCOPUL ȘI OBIECTIVELE STUDIULUI

Scopul acestui studiu a fost determinarea incidentei infectiilor nosocomiale intr-un compartiment de recuperare, medicină fizică pe baza rezultatelor controlului microbiologic al produselor patologice, aerului, suprafețelor și obiectelor.

Obiective

Controlul microbiologic al infecțiilor nosocomiale în Spitalul județean de urgență Călărași

Izolarea, identificarea si evidentierea fenotipurilor de rezistență la antibiotice ale tulpinilor izolate în anul 2013 de la pacienți internași în Spitalul județean de urgență Călărași

2.2. MATERIALE ȘI METODE

Pentru a preveni infecțiile nosocomiale este necesar un control bacteriologic riguros și strict al personalului medico-sanitar al pacienților și unității. Acest control se face prin recoltarea probelor de / pe:

1) tegumente

2) suprafețe și inventarul moale

3) utilajele din blocurile alimentare

4) sterilizarea la autoclav

5) aeromicrofloră

6) materialul sanitar folosit în tehnica aseptică

7) apei sterilă pentru spălarea chirurgicală.

2.2.1.CONTROLUL BACTERIOLOGIC ALTEGUMENTELOR

Probele se recoltează de la personalul sanitar și de la pacienți.

Materialele utilizate pentru recoltare:

-tampoane sterile de unică folosință sau pregătite. Acestea se pot pregăti cu ajutorul unei tije de lemn pe care se rasucește vată hidrofobă și legată cu ață la capăt. Tamponele se introduc în eprubete care se închid cu vată, după care se sterilizează. Înainte de utilizare sunt umezite cu 1 ml de ser fiziologic peptonat 1 %0.(O.M.S / 26.05.1982). Materialele folosite pentru însămânțarea în laborator (pentru o probă):

un tub cu bulion lactozat cu tub de fermentație Durham;

o placă cu mediu selectiv pentru Enterobacteriacee ( ADCL , Mac Conkey);

o placă mediu AABTL;

un tub de geloză înclinată;

un tub cu mediu hiperclorurat lichid;

două tuburi geloză dreaptă;

o placă mediu Chapman;

o placă geloză-sânge;

pipete sterile (O.M.S .,26.05.1982).

CONTROLUL BACTERIOLOGIC AL SUPRAFEȚELOR ȘI INVENTARULUI MOALE

Materialele utilizate pentru recoltarea unei probe:

șablon metalic cu latură interioară de 5 sau 10 cm, sterilizat;

tampon de vată hidrofobă steril, în tub cu 1 ml ser fiziologic peptonat 1%0;

un tub cu 9 ml ser fiziologic peptonat 1%0;

un tub cu bulion lactozat, cu tub de fermentație Durham;

– o placă cu mediu selectiv pentru enterobacteriacee ( ADCL , Mac Conkey);

– o placă mediu AABTL;

– un tub de geloză înclinată;

– un tub cu mediu hiperclorurat lichid;

– două tuburi geloză dreaptă;

– o placă mediu Chapman;

– o placă geloză-sânge;

– pipete sterile(O.M.S., 26.05.1982).

2.2.3. CONTROLUL BACTERIOLOGIC AL UTILAJELOR DIN BLOCUL ALIMENTAR

Materialele utilizate pentru recoltarea unei probe:

– tampon de vată hidrofobă steril, în tub cu 1 ml ser fiziologic peptonat 1%0;

– un tub cu 9 ml ser fiziologic peptonat 1%0;

– un tub cu bulion lactozat, cu tub de fermentație Durham;

– o placă cu mediu selectiv pentru Enterobacteriacee ( ADCL , Mac Conkey);

– o placă mediu AABTL;

– un tub de geloză înclinată;

– un tub cu mediu hiperclorurat lichid;

– două tuburi geloză dreaptă;

– o placă mediu Chapman;

– o placă geloză-sânge;

– pipete sterile (O.M.S., 26.05.1982).

2.2.4. CONTROLUL BACTERIOLOGIC AL STERILIZĂRII LA AUTOCLAV

Pentru acest control se utilizează ,, Stearotest 120’’ preparat de Institutul Cantacuzino. Produsul conține suspensie de spori de Bacillus strearotermophillus în soluție nutritivă, cu indicator de pH, având culoarea violet și este limpede. (O.M.S., 26.05.1982). Este folosit la autoclav, la o temperatura de 1200 C , timp de 30 minute

2.2.5. CONTROLUL AEROMICROFLOREI

Se folosește pentru fiecare cameră 2 grupe de cutii Petri a 10 cm diametru. Pentru fiecare grupă se găsește câte o placă cu geloză nutritivă 2 % (I.C.) și pH=7,4-7,6 și o placă cu geloză 5-10 %. (O.M.S., 26.05.1982).Toate mediile trebuiesc să fie proaspete, suficient de uscate.

CONTROLUL BACTERIOLOGIC AL MATERIALULUI SANITAR UTILIZAT ÎN TEHNICA ASEPTICĂ

Materialele folosite pentru recoltarea probelor sunt eprubete conținând 10-15 ml mediu 1 (I.C.) și respectiv mediu 2 (I.C.) și tampoane sterile.(O.M.S., 26.05.1982).

2.2.7. CONTROLUL BACTERIOLOGIC AL APEI STERILE PENTRU SPĂLAREA CHIRURGICALĂ

Materiale folosite pentru recoltarea probelor sunt baloane cu gât larg de 100 și 250 ml capacitate, conținând câte 20-150 ml mediu.(O.M.S., 26.05.1982).

2.2.8. METODE DE DETERMINARE A CONTAMINĂRII OBIECTELOR ȘI SUPRAFEȚEI CUTANATE

Aceste metode constă în recoltarea agenților patogeni și însămânțarea lor pe medii de cultură solide.După incubarea lor se numără colonile de microorganisme și se calculează în funcție de unitatea de masură (SERGIU, 1989). Pentru obiectele mari rezultatele obținute pe medii se delimitează și se calculează suprafata investigată. Pentru obiectele mici sau pe mâini rezultatul se calculează pe toata suptefață.

Se recoltează prin următoarele metode:

-metoda tamponului,

-metoda amprentelor,

-metoda peliculelor adezive,

-metoda spălării (SERGIU, 1989).

RECOLTAREA PRODUSELOR BIOLOGICE PENTRU DIAGNOSTICUL INFECȚIIILOR NOSOCOMIALE

1. Recoltarea probelor de pe mâini

Cu tampoanele sterile pregătite se șterge toată suprafața palmară a mâinii drepte și a degetelor, insistând în zonele unghiilor și interdigital, trecându-se de 2-3 ori peste fiecare zonă, rotind tamponul continuu (O.M.S., 26.05.1982).

2.Recoltarea probelor de pe sâni

Cu tampoanele sterile pregătite se șterg areolele de la femeile care alăptează, în momentul când sunt gata pregătite pentru alăptarea copilului sau pentru donarea laptelui (O.M.S / 26.05.1982).

3.Recoltarea de pe suprafețe și inventarul moale

Recoltarea se face după pereții de faianță sau uleiați, mese, tabliile paturilor, pături, cearceafuri etc. (O.M.S., 26.05.1982).

. Dacă suprafețele au fost curătate cu detergent usual și dezinfectant trebuiesc neutralizate, înainte de recoltare prin stropire cu soluție n/de tiosulfat de sodiu pentru clor sau o soluție 2 % amoniac pentru formol.(O.M.S., 26.05.1982).Pentru fiecare probă se folosesc tampoane sterile umezite. Se șterge suprafața delimitată de șablon steril, cu tamponul 2-3 ori în sensuri diferite, rotindu-l continuu (O.M.S ., 26.05.1982).

4. Recoltarea probelor de pe utilajele din blocul alimentar

Pentru recoltare se folosește tampoanele sterile umezite, ștergându-se insistent și cu rotirea tamponului pe fața internă a vaselor de bucătărie și veselei, porțiunile uneltelor de bucătărie și a tacâmurilor care vin în contact cu alimentele, buza cănilor și paharelor (fața internă și externă) etc. (O.M.S.,26.05.1982).

5.Recoltarea probelor de sterilitate la autoclav.

Se utilizează ,,Stearotest 120’’ astfel:

fiola cu ,,Stearotest 120’’ se introduce în autoclave la diferite niveluri, printre obiectele suspuse sterilizării la 1200 C.( se efectuează sterilizarea la parametrii indicații 1200C timp de 30 minute);

după sterilizare fiolele sunt așezate într-un incubator de 560C pentru 24 ore la termostat(O.M.S., 26.05.1982).

6.Recoltarea aeromicroflorei

Se recoltează probe din camerele considerate ca riscuri de infecție pentru pacienții cum ar fi: săli de operație, săli de naștere, săli de pansamente, saloane pentru prematuri, bucătări dietetice, cabinet de tratament etc. (O.M.S.,26.05.1982).La recoltare se utilizează un aparat de recoltare model Krotov. Acest aparat are o precizie relativă. În camerele stabilite pentru recoltarea aeromicroflorei se așează un grup de plăci în mijlocul camerei pe o masă, iar a doua grupă într-un colț de asemenea la înălțimea unei mese noptiere (la o distanță de 60-100 cm de pardoseală).

7.Recoltarea probelor de pe materialul sanitar utilizat în tehnica aseptică

Recoltarea se face fie direct însămânțarea pe medii de cultură, fie prin ștergere a obectelor cu un tampon steril după care însămânțarea lor, fie prin spălarea obiectului în mediu sau în alt lichid care este apoi însămânțat pe mediul de cultură. (O.M.S.,26.05.1982). Instrumentarul chirurgical alungit, care depășește înălțimea recipientului cu mediu de cultură, se introduce cu capătul distal în recipientul cu mediu, se spală print-o ușoară agitare, după care instrumental se îndepărtează și se aplică dopul de vată pe tub (O.M.S.,26.05.1982).Recoltarea se face la: acele de puncție, acele de sutură, acele de stomatolgie, agrafe, ață chirurgicală, tetine, instrumentar chirirgical, comprese mici sau bucăți de comprese tăiate steril, cearcefuri folosite în sălile de operație, halate etc. (O.M.S/, 26.05.1982).Imediat după recoltare acestea se însămânțează pe medii de cultură din eprubete sau baloane. Însămânțarea se face cu atenție, rapid, respectându-se măsurile de asepsie.

8. Recoltarea probelor la apa sterilă folosită pentru spălarea chirurgicală

Apa sterilă se însămânțează direct, 5-10 ml intr-un balon cu gura largă având 20-50 ml mediu 1 (I.C.), după ce s-a flambat în prealabil gura robinetului și s-a lăsat apa să curgă timp de 1-2 minute (O.M.S., 26.05.1982). Mediile sunt puse ca atare în termostat.

ÎNSĂMÎNȚAREA PROBELOR, EXAMINAREA PROBELOR ȘI INTERPRETAREA REZULTATELOR

Examinarea probelor recoltate de pe tegumente

Probele sunt însămânțate rapid după recoltare. Dacă recoltarea se face în laboratoare din afara unității, acestea se transportă în lăzi izolate termic cu gheață. La testul curățeniei mâinilor trebuie stabilite:

Numărul total de microorganisme

Prezența: E. coli enteropatogen, Proteus sp., Staphylococcus cu caracter patogen:(O.M.S/, 26.05.1982) Recoltarea se face pentru diagnosticul etiologic al infectiilor nosocomiale cu: E. coli patogen, Salmonella, P. aeruginosa, Klebsiella, Proteus, Stafilococ patogen etc.(O.M.S., 26.05.1982).

Tamponul cu probă se lasă 10-15 minute în repaus, după care se face o agitare puternică pentru decărcarea încărcăturii microbiene, în cei 9 ml de ser fiziologic peptonat1 %0 și omogenizare lui. (O.M.S., 26.05.1982)

Pentru determinarea numarului de microorganisme, din suspensia brută se mai face o diluție 1/10 în apă peptonată 1%0, care inoculează pe geloză 2 % cât 1 ml din suspensia brută și respectiv 1 ml din suspensia decimală.(O.M.S.,26.05.1982)

Prezența E. coli enteropatogen se urmărește prin însămânțarea lui în 1 ml din suspensia 1/10 în bulionul lactozat sau BBLV cu tub de fermentare Durham, incubarea timp de 48 ore la 37-41 0 C, subcultivare pe mediul Mac Conkey și AABTL, din probele care au produs fermentația lactozei (O.M.S., 26.05.1982)

Pentru confirmare, coloniile lactozo-pozitive vor fi studiate biochimic și serologic.(O.M.S., 26.05.1982).

Prezența Proteus se stabilește prin fenomenul de cățărare pe geloză 1,5-2 % înclinată, la baza căreia s-a depus 1 ml din suspensia de microorganisme, cu incubare la 37 0 C timp de 24 ore (O.M.S., 26.05.1982).

Pentru depistarea stafilococului patogen se omogenizează 2-3 ml din suspensia microbiană cu o cantitate egală de mediu de îmbogățire hiperclorurată lichid, iar după 24 ore de termostatare se face trecerea pe geloză sânge 5-10 % și mediul solid Chapman (O.M.S.,26.05.1982)

Coloniile pozitive și hemolitice vor fi cercetate pentru prezența coagulazei și a fibrinolizinei, precum și pentru preoducerea enterotoxinei (O.M.S., 26.05.1982,)

Interpretarea rezulatatelor de pe tegumente

Pentru mâinile personalului sanitar poate să fie acceptat până la 40 de microorganisme, dar nu se acceptă pe sâni, pa mâini prezența bacilului coli enteropatogen, a bacilului proteus, a stafilococului patogen sau al altora microorganisme patogeni (O.M.S., 26.05.1982)

Însămânțarea probelor de pe suprafețe și inventarul moale

Efectuarea recoltări probelor de pe suprafețe și inventar moale, are ca scop controlul curățeniei și dezinfecție acestora, determinându-se următoarele:

numărul de microorganisme pe cm2;

prezența E. coli;

prezența Proteus;

Prezența stafilocucului hemolitic (O.M.S., 26.05.1982).

Pentru a evita uscarea tampoanelor, acestea se însămânțează până maxim 2 ore de la recoltare. Peste fiecare tampon se toarnă 9 ml de apă peptonată1 %0. După care se așteaptă timp de 10-15 minute, apoi se agită pentru omogenizare, rezultând o suspensie brută de lucru.

Examinarea probelor de pe suprafețe și inventarul moale

Pentru determinarea numărului de microorganisme, din suspensia brută se face o diluție 1/10 în apă peptonată 1 %0.(O.M.S., 26.05.1982). Atât din suspensia brută, cât și din diluția zecimală se însămânțează câte 1 ml pe geloză 2 %.(O.M.S., 26.05.1982) . După 48 de ore de incubație, se numără coloniile dezvoltate pe cele 2 plăci ale fiecărei probe (suspensia brută și diluția zecimală).(O.M.S., 26.05.1982) .Ținând cont că 1 ml din suspensia brută însămânțată conține a zecea parte din microorganismei recoltați de pe o suprafață de 25 cm2 sau 100 cm2 (după mărimea șablonului) media coloniilor dezvoltate pe ambele plăci se raportează la 1 cm2 de suprafață sau inventar moale după formula urmatoare:

(Suspensia brută x10)+ diluția x100 =microorganisme/cm2

2x suprafața șablonului

(O.M.S., 26.05.1982)) .

b) Pentru determinarea prezenței E. coli se însămânțează 2 ml suspensia brută în bulionul lactozat cu tub de fermentație Durhman, după 48 de ore făcându-se treceri pe mediile AABTL sau Mac Conekey și confirmări biochimice pentru tuburile care au fermentat lactoza cu producere de gaze (O.M.S., 26.05.1982).

c) Pentru Proteus se însămânțează 1 ml din suspensia brută la baza unei geloze înclinate, urmărindu-se apariția fenomenului de cățărare caracteristic.(O.M.S., 26.05.1982)

d) Pentru determinarea prezenței stafilococului hemolitic cu caractere de patogenitate, se amestecă 2-3 ml din diluția brută în părți egale cu medilu lichid hiperclorurat (O.M.S., 26.05.1982). După 24 de ore la 370 se fac treceri pe mediile Chapman (solid) și geloză sânge 5-10 (O.M.S., 26.05.1982). La coloniile de safilococ dezvoltat se vor studia caracterele de patogenitate, respectiv fermentarea manitei și hemoliza (coagulaza, fibrinolizina, enterotoxicitatea)(O.M.S., 26.05.1982).

Însămânțarea probelor de pe utilajele din blocurile alimentare

Efectuarea recoltării probelor de pe utilajele din blocurile alimentare are ca scop controlul curățeniei și dezinfecția acestora, determinându-se următoarele:

E. coli enteropatogen;

Proteus;

Stafilococul cu caracter de patogenitate(O.M.S., 26.05.1982).

Examinarea si interpretarea probelor la sterilitățiile din autoclav

Citirea rezultatelor:

-menținerea aspectului (culoare, transparență) nemodificat arată o sterilizare corectă

-virajul la galben al indicatorului de pe pH și o ușoară opalescență a conținutului, indică o sterilizare sub parametrii de eficiență optimă (au rămas spori viabili care au cultivat și au modificat aspectul produsului)(O.M.S., 26.05.1982).De menționat că nu este indicat pentru controlul sterilizări umede care depășesc 1200 C(O.M.S., 26.05.1982).Modificările culorii violet a produsului la nuanța de violet roșcat până la galben, chiar la scoaterea fiolelor din autoclav, indică depășirea temperaturii de 1200 C. ((O.M.S., 26.05.1982). Aceste fiole nu mai pot fi incubate la 560 C , din cauza că sunt distruși sporii.

Însămânțarea și examinarea probelor de aeromicrofloară

Efectuarea recoltării probelor de aeromicrofloră, are ca scop controlul aerului din camere și urmărește:

numărul de microorganisme pe m3 aer;

numărul de microorganisme hemolitici (streptococ patogen, stafilococ patogen, pe m3 aer) (O.M.S., 26.05.1982). Toate cutiile recoltate, fără a mai fi deschise, se termostatează la 370 C, timp 24 ore pe geoză sânge și încă 24 ore la temperatura camerei, pentru geloza simplă (O.M.S., 26.05.1982). Concomitent se incubează și un cuplu de plăci cu medii, pregătite din aceelași lot, dar care nu au fost expuse(O.M.S., 26.05.1982).

Interpretarea rezultatelor

Numărul de microorganisme se stabilește prin numărarea coloniilor crescute pe suprafața gelozei simple, iar numărul microorganismelor hemolitici prin coloniile cu zonă de hemoliză dezvoltate pe geloză-sânge (O.M.S., 26.05.1982). Plăcile martor nu trebuie să prezinte colonii (O.M.S., 26.05.1982).Raportarea la m3 aer se face prin aplicarea lui Omelianski:

N x 10 000= nr. Microorganisme/m3 aer,

SxK

În care :

N= număr colonii pe suprafața placii Petri;

S= suprefața mediului în cm2;

K= coeficientul timpului de expunere (5 minute=1; 10 minute=2; 15 minute=3).

(O.M.S., 26.05.1982).

Examinarea probelor de pe materialul sanitar și a apei sterile

Toate probele însămânțate pe medii pentru microorganisme aerobi și anaerobi se tine la 37 0 C și se urmăresc timp de 7 zile asupra sterilității(O.M.S., 26.05.1982).Nu se admit pobe nesterile(O.M.S., 26.05.1982)..La probele nesterile se fac determinări de indentificare a microorganismelor (O.M.S., 26.05.1982).

Determinarea spectrului de sensibilitate la antibiotice s-a realizat prin metoda disc difuzimetrică standardizată (CLSI, 2013).

Metoda difuzimetrică (Kirby-Bauer) permite determinarea concomitentă a spectrului de sensibilitate a tulpinii testate și determinarea valorii C.M.I. în vederea stabilirii dozelor terapeutice de antibiotice.

Principiul metodei: pe suprafața unui mediu agarizat însămânțat “în pânză” cu un inocul standardizat, obținut din tulpina de testat, se plasează la distanțe egale discuri impregnate cu soluții de antibiotice de o anumită concentrație care vor difuza în mediu, realizând un gradient de concentrație invers proporțional cu diametrul zonei de difuzie, deci cu distanța față de disc. Dacă tulpina este sensibilă la un anumit antibiotic, creșterea microbiană va fi inhibată pe o anumită suprafață în jurul discului ce conține antibioticul.

Materiale necesare:

Plăci Petri (Ø = 10 cm) în care s-a repartizat mediul MUELLER- HINTON (fără glucoză) agarizat 1,5% (pH=7.2 – 7.4) cu grosimea de 4 mm. Suprafața mediului trebuie să fie uscată (placile ținute la frigider în prealabil, se vor incuba 20 minute la 37C în vederea uscării);

Inoculul este reprezentat de o suspensie în bulion Mueller Hinton sau în A.F.S. realizată dintr-o cultură tânără (4-5 colonii izolate) dezvoltată pe un mediu solid, în vârstă de 15-18 h, cu o densitate de 1-3×10 8 UFC/ml ajustată nefelometric (etalon McFarland 0,5 );

Tulpini de testat;

Tampoane de vată sterile;

Truse cu discuri pentru antibiograme, standardizate (Ø= 6,3mm) conform recomandărilor NCCLS (ex. discuri OXOID); înainte de utilizare, este necesară echilibrarea discurilor la temperatura camerei prin menținerea timp 5-10 minute a truselor stocate în prealabil la 40C/ -200C;

Tabele interpretative, standardizate, actualizate, cu punctele critice (puncte de ruptură ale valorilor C.M.I.) pentru antibioticele testate.

Mod de lucru 

1. Inocularea mediului se realizează:

prin însămânțarea “în panză” cu ajutorul tamponului de vată steril ;

prin inundare cu ajutorul unei pipete.

2. Dispunerea individuală a discurilor impregnate cu antibiotice se realizează cu ajutorul unei pense sterile flambată în prealabil sau a dispozitivului Oxoid. Plasarea discurilor pe suprafața mediului se face la o distanță de 3 cm față de centrele discurilor și la cel puțin 1.5 cm de marginea plăcii. După dispunerea discurilor, plăcile se lasă în repaus la temperatura camerei 20-30 minute, pentru a asigura difuzarea uniformă a antibioticelor în mediu.

3.Incubarea plăcilor se realizează timp de 16-18h la 37C, cu capacul în jos.

4. controlul de calitate se realizează prin testarea pe o altă placă, în aceleași condiții, a tulpinii de referință adecvate.

5. Citirea rezultatelor se realizează prin masurarea diametrelor zonelor de inhibiție generate de diferite antibiotice, cu ajutorul unei rigle gradate. În cazuri de urgență clinică se poate realiza o primă citire la 6-8h de la incubare.

6.Interpretarea rezultatelor se face în funcție de dimensiunea zonelor de inhibiție, exprimând rezultatul cu termenii de sensibil (S), rezistent (R) sau intermediar (I), conform tabelelor cu puncte critice standardizate și corespunzătoare metodei de lucru.

REZULTATE SI DISCUȚII

Acest studiu s-a realizat in anul 2013 in Secția recuperare medicină fizică a spitalului de urgentă Calarasi, și a presupus atât recoltarea de probe in vederea controlului mediului (Tabelele 1-3), cat si analiza profilurilor de sensibilitate la antibiotice la tulpinile izolate de la pacienții internați în diferite secții ale Spitalului Județean de Urgență Călărași.

Tabelul 1. Repartizarea probelor recoltate în vederea analizelor de laborator în trimestrul I anul 2013, în ambulatoriul spitalului județean de urgență Călărași

Tabelul 2. Repartizarea probelor recoltate în vederea analizelor de laborator în trimestrul II anul 2013, în ambulatoriul spitalului județean de urgență Călărași

Tabelul 3. Repartizarea probelor recoltate în vederea analizelor de laborator în trimestrul IV anul 2013, în ambulatoriul spitalului județean de urgență Călărași

Analiza rezultatelor probelor de control microbiologic al mediului spitalicesc a arătat absența microorganismelor patogene în probele analizate și conformitatea acestora (tabelele 4-6).

Tabelul 4. Rezultatele analizelor de laborator pentru probele recoltate în trimestrul I anul 2013, în secția recuperare medicină fizică

Tabelul 5. Rezultatele analizelor de laborator pentru probele recoltate în trimestrul II anul 2013, în secția recuperare medicină fizică

Tabelul 6. Rezultatele analizelor de laborator pentru pentru probele recoltate în trimestrul IV anul 2013, în secția recuperare medicină fizică

Evidentierea fenotipurilor de rezistență la antibiotic ale tulpinilor izolate în anul 2013 de la pacienți internați în Spitalul județean de urgență Călărași

Cel mai important agent patogen care determină infecțiile nosocomiale este Staphylococcus aureus, care reprezintă 60-90 % dintre tulpinile de stafilococi izolate din mediul spitalicesc (BARBER și colab., 1971; BARCS, 1989; XXX, 1993; DEAC, 1997; FARRINGTON și colab.,. 1990; GLESNISTER și colab., 1985; MYER și colab.,1992; RICHARDSON și colab.,1983; SHIMAZU, 1993; WURIC și colab., 1988). Izolarea microorganismelor s-a facut pe baza proprietăților/caracterelor: morfo-tinctoriale, de cultură, biochimice, de patogenitate, determinarea sensibilități la antibiotice (DEAC, 1997). Caracterele fenotipice ale S. aureus din I.N. sunt: pigmentogeneza, prezența alfa-hemolizei de tip cald sau beta-hemolizei de tip cald-rece (DEAC, 1997). Staphylococcus aureus se caracterizează și prin producerea catalazei, activatate citocromoxidazică și ADN-azică (DEAC, 1997).

În prezent se pot combina 20 teste biochimice miniaturizate și se realizează o indentificare biochimică rapidă în numai 3 ore (DEAC, 1997; GASTON și colab.,1988; NASUM, 1993; NICOBAYSHI, 1993; ROBERTS și colab.,1987; SAAFLER și colab.,1991)

S-a testat sensibilitatea tulpinilor de S. aureus izolate de la un număr 50 de pacienți din secția Recuperare Medicină Fizică, la diverse antibiotice ca: Penicilină, Oxacilină, Cefoperazonă, Tetraciclină, Cloramfenicol, Rifampicină, Vancomicină, Clindamicină, Ciprofloxacin, Gentamicină, Trimetroprim.

Cele mai mari rate de rezistență au fost înregistrate pentru meticilină, ciprofloxacină, cloramfenicol, gentamicină (fig. 1).

Fig. 1. Comportamentul tulpinilor de S. aureus la diverse antibiotice (Secția Recuperare Medicină Fizică al Spitalului Județean de Urgență Călărași)

Staphylococcus aureus poate produce infectii ale pielii și mucoaselor, otite, oaselor (osteomielite), pneumonii și infecții ale plăgilor chirurgicale (DEAC, 1997).

În epidemiologia infecțiilor intraspitalicești se constată o creștere a stafilococilor coagulazo negativi (S.N.C.)(CHRISTENSE și colab, ,1982; DEAC, 1997; EDMINSTON și colab., 1984; HOPKINS și colab.,1985; WINDSTON și colab., 1982). Stafilococul are capacitatea de a adera la plasticul din care sunt realizate branulele, sondele sau protezele. Caracterizarea proprietăților S.C.N. se realizează utilizînd procedure curente de diagnostic și deosebit de dificile, ce s-au practicat pentru izolare (DEAC, 1997). S.C.N. rezistă la pH acid realizat de metabolismul microorganismelor. S. epidermidis au capacitate patogenică mare (DEAC, 1997) fiind responsabil pentru infecții nosocomiale ale plagii. Astăzi sunt recunoscute 4 biotipuri subîmpărțite în funcție de comportamentul față de: acetonă, fosfatază, lactoză, maltoză și manită (DEAC, 1997). Pe suprafața celulelor bacteriene se reunesc și receptori specifici (DEAC, 1997). Structurile de suprafață la S.C.N. sunt evocatoare pentru aderență și rolul lor antifagocitar este asemănător cu cel întâlnit la S. aureus (DEAC, 1997). S.C.N. secretă o substanță extracelulară ce conține 27% proteine și 40% carbohidrați (DEAC, 1997;WARREN, 1991; WEHNEKUNAKOM, 1989) .

Ratele de rezistență înregistrate au fost mai mici spre deosebire de cele înregistrate pentru S. aureus (fig. 2).

Fig. 2. Comportamentul tulpinilor de S.C.N. la diverse antibiotice (Secția Recuperare Medicină Fizică al Spitalului Județean de Urgență Călărași)

Din speciile genului Streptococcus, s-au indentificat în cadrul acestor infecții: Str. pyogenes, Str. agalactiae, Str. din grupul viridans și de asemenea genul Enterococcus (DEAC, 1997). Probele recoltate de la pacienții internați și de asemenea de la personalul medico-sanitar, se însămânțează pe medii de geloză-sânge. Pe mediile de geloză-sânge se adaugă proteine native, datorita necesităților speciale ale streptococilor care se dezvoltă în condiții de microaerofilie (DEAC, 1997). Ca urmare a producerii streptolizinei, pe geloză-sânge s-a dezvoltat colonii mici cu hemoliză completă tip beta la Str. pyogenes, incompletă la genul Enterococcus; alfa, beta sau fără hemoliză la Str. agalactiae (DEAC, 1997). Streptococii din grupul viridans cresc la 450 C, dar nu în prezența NaCl 6,5 %, iar genul Enterococcus crește la 450 C în prezența NaCl și la pH=9,6(DEAC, 1997). În timpul fazei logaritmice de creștere se pot dezvolta colonii de Str. pyogenes mucoide, ce pot fi capsulate (DEAC, 1997). Pe geloza tip Columbia, Str. agalactiae produce colonii pigmentate roșii (DEAC, 1997; MANICATIDE și colab., 1975; VERGHESE și colab.,1986). Cultivat în anaerobioză, Str. pyogenes produce pigment oranj pe mediu Islam (DEAC, 1997; DUMA și colab., 1979; JOKIPI și colab., 1979;MANICATIDE și colab., 1975). Genul Enterococcus formează colonii de tip S mai mari decât cele de Str. pyogenes și de aseamenea, spre deosebire de Str. viridans se dezvoltă pe medii cu adaus de 40 % bilă (DEAC, 1997).

Tulpinile de Str. agalactiae analizate au prezentat niveluri de rezistenta semnificative la gentamicină și penicilina G (Fig. 3), cele de Str. viridans la streptomicina si ampicilina (Fig. 4), iar cele de enterococi la penicilina si eritromicina (Fig. 5).

Fig. 3. Comportamentul tulpinilor de Str. agalactiae la diverse antibiotice (Secția Recuperare Medicină Fizică al Spitalului Județean de Urgență Călărași)

Fig. 4. Comportamentul tulpinilor de streptococci din grupul viridans la diverse antibiotice (Secția Recuperare Medicină Fizică al Spitalului Județean de Urgență Călărași)

Fig. 5. Comportamentul tulpinilor de enterococi la diverse antibiotice (Secția Recuperare Medicină Fizică al Spitalului Județean de Urgență Călărași)

Dintre speciile genului Pseudomonas, cea mai frecventa specue care produce infecții intraspitalicești este Pseudomonas aeruginosa, o bacterie strict aerobă, cu creștere ușoară pe medii simple: bulion, geloză-sânge (DEAC, 1997). Temperatura optimă de creștere este 370 C (Deac, 1997). P.aeruginosa este distrusă în 15 minute la 600 C, 30 minute la 580 C și într-o oră la 550 C (DEAC, 1997). Bacteria traiește la 18 0 -200 C în saloane și este rezistentă la compușii cuaternari de amoniu și la alcool (DEAC, 1997). P. aeruginosa este strict oxidazo-pozitivă, adică degradează numai pe cale oxidativă glucoza, având citocrom-oxidază (DEAC, 1997).

S-a constatat că tulpinile de P. aeruginosa izolate de la pacienții din secția Recuperare Medicină Fizică au fost relativ sensibile la antibioticele testate (Fig. 6).

Fig 6. Comportamentul tulpinilor de Pseudomonas aeruginosa la diferite antibiotice (Secția Recuperare Medicină Fizică al Spitalului Județean de Urgență Călărași).

CONCLUZII

Etiologia infecțiilor diagnosticate la pacienții internați în 2013 în secția de Recuperare, medicină fizică a Spitalului Județean de Urgență Călărași a fost dominată de tulpinile de S. aureus și SCN, urmate de streptococii din grupul viridians, enterococi și P. aeruginosa.

Controlul microbiologic al mediului spitalicesc a relevat o încărcătură microbiană în limitele maxime admise, cu absența microorganismelor patogene, ceea ce susține originea endogenă a infecțiilor diagnosticate, ipoteză demonstrată și de ratele de rezistență relative reduse ale tulpinilor izolate.

BIBLIOGRAFIE

1. AYLIFFE, C-Guidelines for the control of epidemic methicillin resistante Staphylococcus aures.Jour. Hosp. Infect., 1986, 7, 83;

2. BARIER, J.; HEALING, D; HUTCHINSON, J.G.-Characters of some clotrimazole resistant Entero-bacteraceae from infected patients. Joum.Clin.Pathol. 1986, 255, 1972;

3. BARCS, J.-Ethiological role of potentially pathogenic Staphylococci 1989, LXVI, 4, 265;

4. BARBER, M.;KUPER, S.-Identification of Staphylococcus pyogenes by the phosphatase reaction. Joum.Path. Bact, 1971,63,65;

5. BLUM, B.D.-Infections of genitourinary prostethus. Inf.Dis.North.Am., 1989, 3,259; 63.COMHAIRE, A.; LAMY, M-Contamination rate of sterilized ventilators in a ICU. Crit. Care Med.,1981,9,546;

6. BOUREE, P.- Les infections nosocomieles. Press.Med. 1989,18,31,1436;

7. BRACHMAN, P.S.-Epidemiology of nosocomial infection; hospital infections. Hosp. Update, 1992,3,266;

8. BRYAN, C.S.; Reynolds, k.l.-Hospital acquired bacteraemia urinary tract infection; epidemiology and outcome J.Med.,1984,132,494;

9. BUENCIONI, P.L; GALIMBECTI, M.; CROSTIC, C.; SIGNORINI. L.-Antibiotic prophilaxis of wound infections in dermo-surgery.Arch.Dermatol., 1991, 127, 1357;

10. BUENO-CAVANILLES, A; RODRIGUES-CONTRERAS R; DELGADO-RODRIGUEZ.M.-Preoperative stay as a risk factor for nosocomial infection. Eur. J.Epidemiol.,1991,7,670;

11. CAAUDHURI,A.K.-Infection control in hospital. J.Hosp. Infect., 1993,25,1,6;

12. Carolyn V. Gould, MD, MSCR 1; Craig A. Umscheid, MD, MSCE 2; Rajender K. Agarwal, MD, MPH 2; Gretchen Kuntz, MSW, MSLIS 2; David A. Pegues, MD 3 and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC)4; Guidelines for prevention of catheter-associated urinary tract infections. Available from http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/CAUTI/CAUTIguideline2009final.pdf .

13. CHRISTENSEN, G.D.; BISMO, A.L.; PERISI, J.T.; LUTHER, R.W.-Nosocomial septecemia due to multiple antibiotic-resistant Staphylococcus epidermidis. Ann. Intern.Med.,1982, 96,1;

14. Coffin SE, Klompas M, Classen D, Arias KM, Podgorny K, Anderson DJ, et al. Strategies to prevent ventilator-associated pneumonia in acute care hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 2008;29 Suppl 1:S31-40;

15. COGOLAS, R; ALSOS, J.I.-Vancomicyn-resistante enterococci and evolution of fluorochinin sensitivty in Staphylococcus aures isolated from hemocultures in a general hospital. Intem. Infect. Microbiology Clin., 1993, 11, 8, 460;

16. CONEL, R; LEVINED, P- Bacteriemia in chronic patients. Rev Infect. Dis., 1986,8,364;

17. COURT, C.H.; GARRARD, C.S.; CROOK, D; ANDERSON, C-Microbiological long surveillance in mechanically ventilated patients using nondirected bronchial lavage and quantitative culture. J. Med., 1993, 86, 10, 635;

18. DASCHNER, F-Nosocomial infections in intensive care units. Intensive Care Med.,1985,11,284;

19. DEAC, LIANA-Supravegherea infecției Pseudomonas aeruginosa în chirurgie. Cancerul, Sup. 1993, 3, 54; DEAC LIANA- Particularități ale antibioticelor în infecțiile stafilococcice, în vol. Actualități în terapia bolilor infecțioase. Simpozion Intrenațional, Tg. Mureș, 1994, 199;

20. DATTA, N.-Antibiotic resistance to bacteria. Br. Med. Bull., 984, 1, 40; EYKYN, S.-Pneumococcaemia caused by Erytromicin-resistant Streptococcus types. Lancet, 1989, II, 8619, 1086;

21. DIDER PITTET . WHO guidelines on hand hygiene in health care: A summary. 2014.Mar10, Available from: http://www.whqlibdoc.who.int/hq/2009/WHO_IER_PSP_2009.07_eng.pdf .

22. DEAC, LIANA; MAXIMENCU, ST; STĂNILĂ, L.; DEAC, D.; MUTULEAC, GEORGETA; PETCU-PĂNOIU, ROXANA; ROMAN CRISTINA-Infecții nosocomiale înregistrate în unități sanitare de diverse profile. Bacteriol.Virusol.Parazitol.Epidemiol., 1993, 1-2, 81;

23. DUCA, E.- Factori de risc în infecții. Rev. Med. Chir. Iași, 1981, 188 DOWORS, N.J.; HODGES, G.R.; TAYLOR, S.A.-Mixed bacterial meningitis. Infect. Dis., 1987, 9, 693.DAVIS, R.W.; BOTITEIN, D.; RONTYAAJ, R.-Advanced bacterial genetics. Cold Spring Harbor Laboratory, 1980, 201;

24. DUHAIME, A.C.; BONNER, K; SUTTON, L.N; PLOTEIN, S.-Distribution of bacteria in the operatong room environmentat and its relation to infections, Childs. Nerv. Syst. 1991, 7, 211;

25. DUMARTIN, C.; BUDEER, G.-Regles de decontamination et de disinfection du materiel medico-chirurgical au bloc operatoire. Ann. Chir. 1995, 2, 173,

26. DUMA, R.J; WEINBERY, A.N.; MORELE, T.F.; KENEZ, L.J.-Streptococcal infections in Clinic Medicine, 1979, 48, 87;

27. EANSHOW, J.-Prevention on infection after vascular reconstruction. Chir. Thor. 1984, 23;

28. EDMINSTON, C.E.; SCHIMITT, D.D.; SEABROK, G.R.-Coagulase-negative Staphylococcal infections in vascular surgery. Epidermiology and pathogenesis. Infect. Contr. Hosp. Epidemiol. 1984, 10, 111;

29. EYKYN, S.-Pneumococcaemia caused By Erytromicin –resistant Streptococcus types. Lancet, 1988, II. 8619, 1086480;

30. FARRINGTON,M.; LING, J.-Qutbreak of infection with Methicilin-resistant Staphylococcus aures on neonatal and burns units of a new hospital. Epidemiol. Infect. Dis. 1990, 105, 215;

31. FILE, T.; TON, S.-Treatment of stain and soft tissue infection.Am. J.Surg. suppl. 1995, 169, 275;

32. FINKLESTEIN, M.S.; PETKUN, W.M; FREEDMES, T.Y.-Pneumococcal bacteriemia in hospitalised adults. J. Am. Geriat. Soc. 1983, 31, 19;

33. FLYNN, D.M; WEINSTEIN, R.A.; NATHANC, L.; GASTON, M.A.-Patients endogenous flora as the source of nosocomial infection in cardiac surgery. J.Infect.Dis. 1987, 156, 363;

34. FONALDSON, J.D.; MALTBY, C.-Bacterial tra-cheities in children. J.J.Othoryn.Ped.1989, 18, 101;

35. GASTON, M.A.; DOFF, P.S.; ELLISE,R.J.I; MARPLES, R; COOKE, F.A.-Evaluation ofelectrophoretic methods for typing methicillin-resistant Staphylococcus aureus. J.Med.Microbiol., 1988, 26, 184;

36. GIBBON, R.J.-Bacterial aderence in oral microbial, Bordy Ann.Rev.Microbiol. 1975, 29, 19;

37. GLESNISTER, H; HOLTON, J.-Urinary tract pressure recording equipement as a source of nosocomial infections. J.Hosp.Infect., 1985, 6, 224;

38. GOETZ, M.B.; MULLIGAN, M.E.; KWOK, R.; O BRIEN, H.; CABALES, C.; GRACIA, J.P.-Management and epidemiologic analyses of an outbreak due to methicillin-resistant Staphylococcus aures. Ann. J,Med. 1992, 92, 607;

39. GOLOMB, G.; SPIEGELMAN, A.-Prevention of bacterial colonizantion by incorporated antibacterial agents. J. Biomed. Mater. Res., 1991, 25, 937;

40. HARRIS, K.A.; KOZALE, R.; CAROLL, S.E.-Confirmation of infections of an autograft. J. Cardiovasc. Surg., 1989, 30, 230;

41. HELLKk, D.-Nosocomial Infectionen in Krankenhaus mit Staphylococcus aures. Krankenpfl.J., 1993, 31, 4, 390;

42. HEMMER, M; HEMMER, R.-Nosocomial infections in patients with severe head onjury.Intens.Care.Med., 1983, 9, 202;

43. HOLAN, T.C.; CULSER, D.H.; GAYNES, R.P.-Nosocomial infections in surgical patients i the U.S. january 1988-june 1992. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., 1993, 17, 74;

44. HOPKINS, C.C.; GALDABINII, J.S.-Sepsis associated with intravenous cateterization.New.Eng.J.Med., 1985, 293, 5;

45. . HORAN, T.; CULVER, D.; JARVIS, W.-Pathogens causing nosocomial infections. The antimicrobic News Letter. 1988, 5, 65;

46. IVAN, A.-Epidemiologie medicală, Ed.Med., București, 1980;

47. JANIN, B.; LIVIO, J.J.-Surveillance prospective des infections nosocomiales dans un service de traumatology et orthopedie. Helv.Chir.Acta., 1993, 60, 1, 211;

48. JOKIPI, A.M..; JOKIPI, L.-Recorgnition of grup B Streptococci in hospital patients. J. Clin.Microbiol., 1979, 2, 218;

49. JOSEPHEN, A.; KARANFIEL, L.; ALONSON, H.-Risck-specific nosocomial infections rate. Am.J.Med., 1995, 91, 1315;

50. LEIGH, G.; DONAWITJ, M.-Nosocomial infections in neonatal intensive care units. Am.J.Infect., 1989, 17;

51. LIANA MONICA DEAC-Infecțiile nosocomiale o permanent realitate medical, Editura Dacia Cluj-Napoca, 1997, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 26, 27, 30, 31, 43, 51-88;

52. LONLLE, N; CASETTA, A; BUU-HOI, A; SOLH, N.-Analysis of pristibamycin-resistant Staphylococcus epidermidis isolated responsable for an outbreak in a parisian hospital. Antimicrob.Agents.Chemoter., 1993, 37, 10, 2159;

53. Lorente L, Blot S, Rello J. Evidence on measures for the prevention of ventilator-associated pneumonia. Eur Respir J. 2007;30:1193–207. [PubMed];

54. LORIAN, V.-Antibiotics in laboratory medicine. Ed. Baltimore, 1985;

55. LOWBURRY, E.J.; AYLIFE, G.A.; GEDDES, A.M.; WILLIAMS, J.D.-Control of hospital infections, 3-rd Ed., Chapman & Hall, London, 1991;

56. . MANICATIDE, E.; HORHOGEA, G.-Aspecte clinic-epidemiologice ale infecțiilor produse de streptococci grup B. Viața Med., 1975, 22, 1, 9;

57. MANDELLI, M.; MOSCONI, P.; LANGER, M.; CIGADAM, S.-Antimicrobial prophylaxis for prevention of ICV pneumonia: a randomized multicentre clinical trial. Intens.Care.Med., 1986, 12, 108;

58. Maselli DJ, Restrepo MI. Strategies in the prevention of ventilator-associated pneumonia. Ther Adv Respir Dis 2011;5:131-41;

59. MYER, J.P.; LINNEMAN, C.C-Bacteriemia due to methicillin-resistant Staphylococcus aures Infect.Dis., 1992, 145, 532;

60. Naomi P., O,Grady. MD., Mary Aleander, RN, Burns, MT., Guidelines for the prevention of intravascular catheter-related infections. Available from http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/bsi-guidelines-2011.pdf .

61. NASUM, M.-Control in use antibiotics for prevention of cross-infections. Nippon, Naika, Gakkai, Zasshi, 1993, 10, 82, 8, 1155;

62. NEU, H.C.-Unusual nosocomial infections. Dis. Rev. Month., 1984, 30, 31;

63. NICH, R.-Consensus paper on the surveillance of surgical wounds infections. Am.J.Infect.Control., 1992, 20, 263;

64. NICHOLS, R.N.-Surveillance of surgical wound .Infect. Control. Hosp. Epidemiol., 1990, 11, 513;

65. NICOBAYSHI, Y-Cross infection due to Staphylococcus epidermidis and the counter measures, Nippon, Naika, Gakkai, Zasshi, 1993, 10, 82, 1200;

66. O.M.S Nr. 190/ 26.05.1982, Anexa Nr 1, Norme tenice privind controlul microbiologic pentru prevenirea infecțiilor intraspitalicești , 89-98;

67. PAINA,N; IONESCU, G; LASZLOTKI, A; BOSCAN,I.- Epidemiologie. Lit. IMF Cluj.1987;

68. PECER, M-Critical study of surveillance of nosocomial infection. Bull.Acad.Natl.Med., 1993, 177, 5, 719;

69. Plowman R; Graves N; Griffin M; Roberts JA; Swan AV; Cookson B; Taylor L. The socioeconomic burden of hospital acquired infection. London Public health laboratory service and the London school of hygiene and tropical Medicine, 1999;

70. RICHARDSON, F; MARPLES, R.R.-A suplimentary phage set for investigation of methicillin-resistant Staphlylococcus aures. J.Med. Microbiol., 1983, 25, 67;

71. ROBERTS, N.S.; GASTON, M.A.-Protein and coagulaze expression in epidemic and nonepide-mic Staphylococcus aures. J.Clin.Pathol. 1987, 40, 760;

72. SAAFLER, S; JONED, D; PERRY, N.-Emergence of gentamicin S, aures strains in hospitals. J. Clin.Microbiol., 1991, 32, 754;

73.Siegel JD, Rhinehart E, Jackson M, Chiarello L, and the Health Care Infection Control Practices Advisory Committee [Internet]. 2007 [cited 2013 Feb 28]; Guideline for Isolation Precautions: Preventing Transmission of Infectious Agents in Health Care Settings. Available from http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/isolation/Isolation2007.pdf Guideline for isolation precautions: Preventing transmission of infectious agents in healthcare settings. 2014. Mar 10, Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/isolation/Isolation2007.pdf . [PubMed];

74. Sehulster LM, Chin RYW, Arduino MJ., Guidelines for environmental infection control in health care facilities. 2003 Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/eic_in_HCF_03.pdf .

75. SERGIU MĂNESCU ,MICROBIOLOGIE SANITARĂ Editura Medicală București, 1989, 15-30, 39;

76. SEYMOUR S. BLOK, Disinfection, Sterilization and Preservation, Edition Fifth, Circulation for disinfection and sterilization in healthcare facilities, 2008. Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/Disinfection_Nov_2008.pdf;

77. SHIMAZU, T.-Cross infection due to MRSA anf the counter measures. Nippon, Naika, Gakkai, Zasshi, 1993, 10, 82, 8, 1182;

78. SMOTTE, S., DEVIIERE, J.; DUMONCIAN, J.M., SERUYS, E.; THYS, S.P.; CREMER, M.-Risck factours for septicemian following endoscopic biliary stenting. Gastroenterolog., 1991, 101, 1374;

79. SUHATEVAN, M.; HARVEY, F.R.; FORBERS, G.-Epidemiology bacteriology and control of infection in a clinical hospital, J. Hosp. Infect., 1991,18, Suppl., 473, 199;

80. VILGLIONESE, A.; NOTTEBART, V.F.; BODMAN, H.A.; PLAT, R.-Recurrent group A streptococcal carriage in a health care woman associated with widely separated nosocomial outbreaks. Am.J.Med., 1991, S, 91, 329;

81. VERGHESE, A.; MIREAULT, K.; ALBERT, R.D.-Grup B streptococcal bacteraemia in man. Rev.Infect.Dis., 1986, 8, 912;

82. VOICULESCU , M.-Boli infecțioase, Ed. Med. București, 1989;

83. WAHBA, A.H.E.-Les infections hospitalieres: un dangerpermanent pour les maladas et le personnel. Cronique OMS, 1977, 31, 2, 69;

84. WARREN, J.W-The catheter and urinary tract infections.Med.Clin.North Am., 1991, 75, 481;

85. WEHNEKUNAKOM, C.-Prothetic valve infective endocarditis. Prog.Cardiovasc.Disc., 1989, 22, 191;

89. WEINSTEIN, M.P.; RELLER, L.B.;MURPHY, R.R-Clinical importance of polymicrobial bacteraemia. Diagn.Microbiol.Infect.Dis., 1985, 5, 185;

87. Wenzel RP. The Lowbury Lecture.The economics of nosocomial infections. J Hosp Infect 1995;31:79-87. [PUB.MED] ;

88. William A. Rutala, Ph.D., M.P.H., David J. Weber, M.D., M.P.H.Circulation for disinfection and sterilization in healthcare facilities. 2008. Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/Disinfection_Nov_2008.pdf .

89. WILLIMSON, M.R.; BOYD, C.M; SHAKH, H.R.-Prosthetic vascular graft infections: diagnosis and tretment. CRC Crit. Rev. Diagn.Imaging., 1989, 29, 181;

90. WINDSTON,D.J.; DUDNICLE, D.W; CHAPIN,M; MARTIN,W.J.-Coagulase-negative staphylococcal bactereinemia in patients. Arch. Intern. Med., 1982, 143, 32;

91. WURICK, B.; MARIC, R. RADJKOVICE, Z.; LOPICIC, L.; BLEVDOVICE, E.-Innfections nosocomiales dans les services de therapie intensive pendant les huit dernierres annees.Arch. Lyon. Union. Med. Balk., 1988, 19, 184;

104. Yatin Mehta, Abhinav Gupta,1 Subhash Todi,2 SN Myatra,3 D. P. Samaddar,4 Vijaya Patil,5 Pradip Kumar Bhattacharya,6 and Suresh Ramasubban7 Guideline for isolation precautions: Preventing transmission of infectious agents in healthcare settings. 2014. Mar 10, Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/isolation/Isolation2007.pdf . [PubMed]

105. YINDSOR, A.E.M-Bacteriemia in a geriatic unit. Gerontology, 1983, 29. 125;

106. YOUNG, L.J.-Gram-negative colonization and bacteriemia in the compromised hospital. Infect., 1982, 10, 319;

107. XXX-Connecticut Dep. Of Public Health, Guidelines for management of patients with Methicillin-resistant Staphylococcus aureus in acute care hospital and long term facilities, Conn. Med., 1993, 57, 611;

BIBLIOGRAFIE

1. AYLIFFE, C-Guidelines for the control of epidemic methicillin resistante Staphylococcus aures.Jour. Hosp. Infect., 1986, 7, 83;

2. BARIER, J.; HEALING, D; HUTCHINSON, J.G.-Characters of some clotrimazole resistant Entero-bacteraceae from infected patients. Joum.Clin.Pathol. 1986, 255, 1972;

3. BARCS, J.-Ethiological role of potentially pathogenic Staphylococci 1989, LXVI, 4, 265;

4. BARBER, M.;KUPER, S.-Identification of Staphylococcus pyogenes by the phosphatase reaction. Joum.Path. Bact, 1971,63,65;

5. BLUM, B.D.-Infections of genitourinary prostethus. Inf.Dis.North.Am., 1989, 3,259; 63.COMHAIRE, A.; LAMY, M-Contamination rate of sterilized ventilators in a ICU. Crit. Care Med.,1981,9,546;

6. BOUREE, P.- Les infections nosocomieles. Press.Med. 1989,18,31,1436;

7. BRACHMAN, P.S.-Epidemiology of nosocomial infection; hospital infections. Hosp. Update, 1992,3,266;

8. BRYAN, C.S.; Reynolds, k.l.-Hospital acquired bacteraemia urinary tract infection; epidemiology and outcome J.Med.,1984,132,494;

9. BUENCIONI, P.L; GALIMBECTI, M.; CROSTIC, C.; SIGNORINI. L.-Antibiotic prophilaxis of wound infections in dermo-surgery.Arch.Dermatol., 1991, 127, 1357;

10. BUENO-CAVANILLES, A; RODRIGUES-CONTRERAS R; DELGADO-RODRIGUEZ.M.-Preoperative stay as a risk factor for nosocomial infection. Eur. J.Epidemiol.,1991,7,670;

11. CAAUDHURI,A.K.-Infection control in hospital. J.Hosp. Infect., 1993,25,1,6;

12. Carolyn V. Gould, MD, MSCR 1; Craig A. Umscheid, MD, MSCE 2; Rajender K. Agarwal, MD, MPH 2; Gretchen Kuntz, MSW, MSLIS 2; David A. Pegues, MD 3 and the Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC)4; Guidelines for prevention of catheter-associated urinary tract infections. Available from http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/CAUTI/CAUTIguideline2009final.pdf .

13. CHRISTENSEN, G.D.; BISMO, A.L.; PERISI, J.T.; LUTHER, R.W.-Nosocomial septecemia due to multiple antibiotic-resistant Staphylococcus epidermidis. Ann. Intern.Med.,1982, 96,1;

14. Coffin SE, Klompas M, Classen D, Arias KM, Podgorny K, Anderson DJ, et al. Strategies to prevent ventilator-associated pneumonia in acute care hospitals. Infect Control Hosp Epidemiol 2008;29 Suppl 1:S31-40;

15. COGOLAS, R; ALSOS, J.I.-Vancomicyn-resistante enterococci and evolution of fluorochinin sensitivty in Staphylococcus aures isolated from hemocultures in a general hospital. Intem. Infect. Microbiology Clin., 1993, 11, 8, 460;

16. CONEL, R; LEVINED, P- Bacteriemia in chronic patients. Rev Infect. Dis., 1986,8,364;

17. COURT, C.H.; GARRARD, C.S.; CROOK, D; ANDERSON, C-Microbiological long surveillance in mechanically ventilated patients using nondirected bronchial lavage and quantitative culture. J. Med., 1993, 86, 10, 635;

18. DASCHNER, F-Nosocomial infections in intensive care units. Intensive Care Med.,1985,11,284;

19. DEAC, LIANA-Supravegherea infecției Pseudomonas aeruginosa în chirurgie. Cancerul, Sup. 1993, 3, 54; DEAC LIANA- Particularități ale antibioticelor în infecțiile stafilococcice, în vol. Actualități în terapia bolilor infecțioase. Simpozion Intrenațional, Tg. Mureș, 1994, 199;

20. DATTA, N.-Antibiotic resistance to bacteria. Br. Med. Bull., 984, 1, 40; EYKYN, S.-Pneumococcaemia caused by Erytromicin-resistant Streptococcus types. Lancet, 1989, II, 8619, 1086;

21. DIDER PITTET . WHO guidelines on hand hygiene in health care: A summary. 2014.Mar10, Available from: http://www.whqlibdoc.who.int/hq/2009/WHO_IER_PSP_2009.07_eng.pdf .

22. DEAC, LIANA; MAXIMENCU, ST; STĂNILĂ, L.; DEAC, D.; MUTULEAC, GEORGETA; PETCU-PĂNOIU, ROXANA; ROMAN CRISTINA-Infecții nosocomiale înregistrate în unități sanitare de diverse profile. Bacteriol.Virusol.Parazitol.Epidemiol., 1993, 1-2, 81;

23. DUCA, E.- Factori de risc în infecții. Rev. Med. Chir. Iași, 1981, 188 DOWORS, N.J.; HODGES, G.R.; TAYLOR, S.A.-Mixed bacterial meningitis. Infect. Dis., 1987, 9, 693.DAVIS, R.W.; BOTITEIN, D.; RONTYAAJ, R.-Advanced bacterial genetics. Cold Spring Harbor Laboratory, 1980, 201;

24. DUHAIME, A.C.; BONNER, K; SUTTON, L.N; PLOTEIN, S.-Distribution of bacteria in the operatong room environmentat and its relation to infections, Childs. Nerv. Syst. 1991, 7, 211;

25. DUMARTIN, C.; BUDEER, G.-Regles de decontamination et de disinfection du materiel medico-chirurgical au bloc operatoire. Ann. Chir. 1995, 2, 173,

26. DUMA, R.J; WEINBERY, A.N.; MORELE, T.F.; KENEZ, L.J.-Streptococcal infections in Clinic Medicine, 1979, 48, 87;

27. EANSHOW, J.-Prevention on infection after vascular reconstruction. Chir. Thor. 1984, 23;

28. EDMINSTON, C.E.; SCHIMITT, D.D.; SEABROK, G.R.-Coagulase-negative Staphylococcal infections in vascular surgery. Epidermiology and pathogenesis. Infect. Contr. Hosp. Epidemiol. 1984, 10, 111;

29. EYKYN, S.-Pneumococcaemia caused By Erytromicin –resistant Streptococcus types. Lancet, 1988, II. 8619, 1086480;

30. FARRINGTON,M.; LING, J.-Qutbreak of infection with Methicilin-resistant Staphylococcus aures on neonatal and burns units of a new hospital. Epidemiol. Infect. Dis. 1990, 105, 215;

31. FILE, T.; TON, S.-Treatment of stain and soft tissue infection.Am. J.Surg. suppl. 1995, 169, 275;

32. FINKLESTEIN, M.S.; PETKUN, W.M; FREEDMES, T.Y.-Pneumococcal bacteriemia in hospitalised adults. J. Am. Geriat. Soc. 1983, 31, 19;

33. FLYNN, D.M; WEINSTEIN, R.A.; NATHANC, L.; GASTON, M.A.-Patients endogenous flora as the source of nosocomial infection in cardiac surgery. J.Infect.Dis. 1987, 156, 363;

34. FONALDSON, J.D.; MALTBY, C.-Bacterial tra-cheities in children. J.J.Othoryn.Ped.1989, 18, 101;

35. GASTON, M.A.; DOFF, P.S.; ELLISE,R.J.I; MARPLES, R; COOKE, F.A.-Evaluation ofelectrophoretic methods for typing methicillin-resistant Staphylococcus aureus. J.Med.Microbiol., 1988, 26, 184;

36. GIBBON, R.J.-Bacterial aderence in oral microbial, Bordy Ann.Rev.Microbiol. 1975, 29, 19;

37. GLESNISTER, H; HOLTON, J.-Urinary tract pressure recording equipement as a source of nosocomial infections. J.Hosp.Infect., 1985, 6, 224;

38. GOETZ, M.B.; MULLIGAN, M.E.; KWOK, R.; O BRIEN, H.; CABALES, C.; GRACIA, J.P.-Management and epidemiologic analyses of an outbreak due to methicillin-resistant Staphylococcus aures. Ann. J,Med. 1992, 92, 607;

39. GOLOMB, G.; SPIEGELMAN, A.-Prevention of bacterial colonizantion by incorporated antibacterial agents. J. Biomed. Mater. Res., 1991, 25, 937;

40. HARRIS, K.A.; KOZALE, R.; CAROLL, S.E.-Confirmation of infections of an autograft. J. Cardiovasc. Surg., 1989, 30, 230;

41. HELLKk, D.-Nosocomial Infectionen in Krankenhaus mit Staphylococcus aures. Krankenpfl.J., 1993, 31, 4, 390;

42. HEMMER, M; HEMMER, R.-Nosocomial infections in patients with severe head onjury.Intens.Care.Med., 1983, 9, 202;

43. HOLAN, T.C.; CULSER, D.H.; GAYNES, R.P.-Nosocomial infections in surgical patients i the U.S. january 1988-june 1992. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., 1993, 17, 74;

44. HOPKINS, C.C.; GALDABINII, J.S.-Sepsis associated with intravenous cateterization.New.Eng.J.Med., 1985, 293, 5;

45. . HORAN, T.; CULVER, D.; JARVIS, W.-Pathogens causing nosocomial infections. The antimicrobic News Letter. 1988, 5, 65;

46. IVAN, A.-Epidemiologie medicală, Ed.Med., București, 1980;

47. JANIN, B.; LIVIO, J.J.-Surveillance prospective des infections nosocomiales dans un service de traumatology et orthopedie. Helv.Chir.Acta., 1993, 60, 1, 211;

48. JOKIPI, A.M..; JOKIPI, L.-Recorgnition of grup B Streptococci in hospital patients. J. Clin.Microbiol., 1979, 2, 218;

49. JOSEPHEN, A.; KARANFIEL, L.; ALONSON, H.-Risck-specific nosocomial infections rate. Am.J.Med., 1995, 91, 1315;

50. LEIGH, G.; DONAWITJ, M.-Nosocomial infections in neonatal intensive care units. Am.J.Infect., 1989, 17;

51. LIANA MONICA DEAC-Infecțiile nosocomiale o permanent realitate medical, Editura Dacia Cluj-Napoca, 1997, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 26, 27, 30, 31, 43, 51-88;

52. LONLLE, N; CASETTA, A; BUU-HOI, A; SOLH, N.-Analysis of pristibamycin-resistant Staphylococcus epidermidis isolated responsable for an outbreak in a parisian hospital. Antimicrob.Agents.Chemoter., 1993, 37, 10, 2159;

53. Lorente L, Blot S, Rello J. Evidence on measures for the prevention of ventilator-associated pneumonia. Eur Respir J. 2007;30:1193–207. [PubMed];

54. LORIAN, V.-Antibiotics in laboratory medicine. Ed. Baltimore, 1985;

55. LOWBURRY, E.J.; AYLIFE, G.A.; GEDDES, A.M.; WILLIAMS, J.D.-Control of hospital infections, 3-rd Ed., Chapman & Hall, London, 1991;

56. . MANICATIDE, E.; HORHOGEA, G.-Aspecte clinic-epidemiologice ale infecțiilor produse de streptococci grup B. Viața Med., 1975, 22, 1, 9;

57. MANDELLI, M.; MOSCONI, P.; LANGER, M.; CIGADAM, S.-Antimicrobial prophylaxis for prevention of ICV pneumonia: a randomized multicentre clinical trial. Intens.Care.Med., 1986, 12, 108;

58. Maselli DJ, Restrepo MI. Strategies in the prevention of ventilator-associated pneumonia. Ther Adv Respir Dis 2011;5:131-41;

59. MYER, J.P.; LINNEMAN, C.C-Bacteriemia due to methicillin-resistant Staphylococcus aures Infect.Dis., 1992, 145, 532;

60. Naomi P., O,Grady. MD., Mary Aleander, RN, Burns, MT., Guidelines for the prevention of intravascular catheter-related infections. Available from http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/bsi-guidelines-2011.pdf .

61. NASUM, M.-Control in use antibiotics for prevention of cross-infections. Nippon, Naika, Gakkai, Zasshi, 1993, 10, 82, 8, 1155;

62. NEU, H.C.-Unusual nosocomial infections. Dis. Rev. Month., 1984, 30, 31;

63. NICH, R.-Consensus paper on the surveillance of surgical wounds infections. Am.J.Infect.Control., 1992, 20, 263;

64. NICHOLS, R.N.-Surveillance of surgical wound .Infect. Control. Hosp. Epidemiol., 1990, 11, 513;

65. NICOBAYSHI, Y-Cross infection due to Staphylococcus epidermidis and the counter measures, Nippon, Naika, Gakkai, Zasshi, 1993, 10, 82, 1200;

66. O.M.S Nr. 190/ 26.05.1982, Anexa Nr 1, Norme tenice privind controlul microbiologic pentru prevenirea infecțiilor intraspitalicești , 89-98;

67. PAINA,N; IONESCU, G; LASZLOTKI, A; BOSCAN,I.- Epidemiologie. Lit. IMF Cluj.1987;

68. PECER, M-Critical study of surveillance of nosocomial infection. Bull.Acad.Natl.Med., 1993, 177, 5, 719;

69. Plowman R; Graves N; Griffin M; Roberts JA; Swan AV; Cookson B; Taylor L. The socioeconomic burden of hospital acquired infection. London Public health laboratory service and the London school of hygiene and tropical Medicine, 1999;

70. RICHARDSON, F; MARPLES, R.R.-A suplimentary phage set for investigation of methicillin-resistant Staphlylococcus aures. J.Med. Microbiol., 1983, 25, 67;

71. ROBERTS, N.S.; GASTON, M.A.-Protein and coagulaze expression in epidemic and nonepide-mic Staphylococcus aures. J.Clin.Pathol. 1987, 40, 760;

72. SAAFLER, S; JONED, D; PERRY, N.-Emergence of gentamicin S, aures strains in hospitals. J. Clin.Microbiol., 1991, 32, 754;

73.Siegel JD, Rhinehart E, Jackson M, Chiarello L, and the Health Care Infection Control Practices Advisory Committee [Internet]. 2007 [cited 2013 Feb 28]; Guideline for Isolation Precautions: Preventing Transmission of Infectious Agents in Health Care Settings. Available from http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/isolation/Isolation2007.pdf Guideline for isolation precautions: Preventing transmission of infectious agents in healthcare settings. 2014. Mar 10, Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/isolation/Isolation2007.pdf . [PubMed];

74. Sehulster LM, Chin RYW, Arduino MJ., Guidelines for environmental infection control in health care facilities. 2003 Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/eic_in_HCF_03.pdf .

75. SERGIU MĂNESCU ,MICROBIOLOGIE SANITARĂ Editura Medicală București, 1989, 15-30, 39;

76. SEYMOUR S. BLOK, Disinfection, Sterilization and Preservation, Edition Fifth, Circulation for disinfection and sterilization in healthcare facilities, 2008. Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/Disinfection_Nov_2008.pdf;

77. SHIMAZU, T.-Cross infection due to MRSA anf the counter measures. Nippon, Naika, Gakkai, Zasshi, 1993, 10, 82, 8, 1182;

78. SMOTTE, S., DEVIIERE, J.; DUMONCIAN, J.M., SERUYS, E.; THYS, S.P.; CREMER, M.-Risck factours for septicemian following endoscopic biliary stenting. Gastroenterolog., 1991, 101, 1374;

79. SUHATEVAN, M.; HARVEY, F.R.; FORBERS, G.-Epidemiology bacteriology and control of infection in a clinical hospital, J. Hosp. Infect., 1991,18, Suppl., 473, 199;

80. VILGLIONESE, A.; NOTTEBART, V.F.; BODMAN, H.A.; PLAT, R.-Recurrent group A streptococcal carriage in a health care woman associated with widely separated nosocomial outbreaks. Am.J.Med., 1991, S, 91, 329;

81. VERGHESE, A.; MIREAULT, K.; ALBERT, R.D.-Grup B streptococcal bacteraemia in man. Rev.Infect.Dis., 1986, 8, 912;

82. VOICULESCU , M.-Boli infecțioase, Ed. Med. București, 1989;

83. WAHBA, A.H.E.-Les infections hospitalieres: un dangerpermanent pour les maladas et le personnel. Cronique OMS, 1977, 31, 2, 69;

84. WARREN, J.W-The catheter and urinary tract infections.Med.Clin.North Am., 1991, 75, 481;

85. WEHNEKUNAKOM, C.-Prothetic valve infective endocarditis. Prog.Cardiovasc.Disc., 1989, 22, 191;

89. WEINSTEIN, M.P.; RELLER, L.B.;MURPHY, R.R-Clinical importance of polymicrobial bacteraemia. Diagn.Microbiol.Infect.Dis., 1985, 5, 185;

87. Wenzel RP. The Lowbury Lecture.The economics of nosocomial infections. J Hosp Infect 1995;31:79-87. [PUB.MED] ;

88. William A. Rutala, Ph.D., M.P.H., David J. Weber, M.D., M.P.H.Circulation for disinfection and sterilization in healthcare facilities. 2008. Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/guidelines/Disinfection_Nov_2008.pdf .

89. WILLIMSON, M.R.; BOYD, C.M; SHAKH, H.R.-Prosthetic vascular graft infections: diagnosis and tretment. CRC Crit. Rev. Diagn.Imaging., 1989, 29, 181;

90. WINDSTON,D.J.; DUDNICLE, D.W; CHAPIN,M; MARTIN,W.J.-Coagulase-negative staphylococcal bactereinemia in patients. Arch. Intern. Med., 1982, 143, 32;

91. WURICK, B.; MARIC, R. RADJKOVICE, Z.; LOPICIC, L.; BLEVDOVICE, E.-Innfections nosocomiales dans les services de therapie intensive pendant les huit dernierres annees.Arch. Lyon. Union. Med. Balk., 1988, 19, 184;

104. Yatin Mehta, Abhinav Gupta,1 Subhash Todi,2 SN Myatra,3 D. P. Samaddar,4 Vijaya Patil,5 Pradip Kumar Bhattacharya,6 and Suresh Ramasubban7 Guideline for isolation precautions: Preventing transmission of infectious agents in healthcare settings. 2014. Mar 10, Available from: http://www.cdc.gov/hicpac/pdf/isolation/Isolation2007.pdf . [PubMed]

105. YINDSOR, A.E.M-Bacteriemia in a geriatic unit. Gerontology, 1983, 29. 125;

106. YOUNG, L.J.-Gram-negative colonization and bacteriemia in the compromised hospital. Infect., 1982, 10, 319;

107. XXX-Connecticut Dep. Of Public Health, Guidelines for management of patients with Methicillin-resistant Staphylococcus aureus in acute care hospital and long term facilities, Conn. Med., 1993, 57, 611;