Biológia és Geológia Kar [302660]

Universitatea „Babeș-Bolyai”

Facultatea de Biologie și Geologie

Departamentul de Biologie și Ecologie al Liniei Maghiare

Specializarea Biologie medicală (lb. maghiară)

Lucrare Disertație de masterat

Efecte secundare ale unor glucocorticoizi

Absolvent: [anonimizat]ás Péter

Conducător științific: lector dr. [anonimizat]

2016

Babeș-Bolyai Tudományegyetem

Biológia és Geológia Kar

Magyar Biológiai és Ökológiai Intézet

Biológia szak

Magiszteri dolgozat

Exogén glükokortikoidok mellékhatásai

Végzős hallgató: András Péter

Témavezető: dr. Kis Erika egyetemi adjunktus

Kolozsvár

2016

Bevezetés

A valódi, vagyis természetes szénvegyületek egy fontos csoportját képző szteroidok, a koleszterin nevéből származnak. A [anonimizat]ősök szervezetében a mellékvesekéregben termelődő glükokortikoid, kortizon nevéből származik. A mellékvesekéregben termelődő glükokortikoidok két legjelentősebb képviselője a kortizol és a kortikoszteron. A glükokortikoid hormonok bonyolult folyamatokban vesznek részt, szabályozzák a metabolizmust, szénhidrát-, fehérje-, zsír-, kalcium-, csontanyagcserét és az energia háztartást. A kortizol sztresszhormonként ismert valójában állandóan jelen van szervezetünkben, normál esetben hullámokban választó[anonimizat]égben a korareggeli, legkisebb mennyiségben az éjszakai órákban. A kortizol gyakorlatilag minden mozgósítható energiaforrást azonnal aktivál, hogy azt a lehető leggyorsabban felhasználhassuk. Megemeli a vércukorszintet, beindítja a lipolízist, és még az izmokat is elkezdi szabad aminosavakká bontani, hogy azokat gyors energiaforrásként hasznosíthassuk. Hatására csökken a glükóz felvétele a sejtekben, ezzel biztosítva a magas vércukorszintet. Tulajdonképpen átmeneti inzulinrezisztenciát eredményez, [anonimizat]ént építeni a vérben keringő glükózból. A katabolizmus során a kortizol kötődik az izomsejtek kortizol receptoraihoz, és elkezdi azokat szabad aminosavakká bontani, ezek egy részéből glutamint állít elő [anonimizat]áz nevű enzim, egy részét pedig szintén azonnali energiaként használja fel a szervezet. A kortizol kiválasztásának fő pillanatai a stresszhelyzetek, de ez a hormon nagyon fontos a szervezet működésé[anonimizat] például a vérnyomás megtartásánál, a szervezet fehérjék, cukrok és zsírok felhasználásának szabályozásánál. A magas kortizol hormon szint komoly problémákat okoz az embernél, csökken az agyalapi mirigy ACTH képzése, így a mellékvesekéreg terü[anonimizat]ínük elhalványodik, gyengült szellemi teljesítmény, csökkenő pajzsmirigy tevékenység, vércukorszint ingadozások, csökkenő csontsűrűség, csökkenő izomtömeg, magasabb vérnyomás, immunrendszer gyengülése, gyulladásos folyamatok a testben, növekvő mértékű hasi elhízás.

A dolgozatban a Fluocinolon-acetonid N kenőcs hatását vizsgáljuk Wistar patká[anonimizat]ékvese, máj és vese szerveiben. A Fluocinolon-acetonid N kenőcs egy szintetikus mellékvesekéreg hormon származék, glükokortikoid. Hazánkban is nagymértékben használják, mivel gyulladáscsökkentő, viszketéssel és fokozott elszarusodással társuló heveny és súlyos, nem fertőzött, száraz bőrgyulladások helyi kezelésére alkalmazzák, mint például atópiás ekcémára, seborrhoeás bőrgyulladásra, durva, viszkető bőrre, súlyos pikkelysömörre allergiás reakció okozta bőrgyulladásra. A bőrön történő külsőleges alkalmazása gyulladáscsökkentő, viszketéscsillapító, allergia ellenes, érösszehúzó hatású. Tartós használat esetén a nemkívánatos mellékhatások gyakorisága növekedhet. A Fluocinolon-acetonid N kenőcs alkalmazása nem javallott terhes és szoptató anyákon. A kenőcs használata a terhesség első trimeszterében tilos. A dolgozatban a célom az, hogy megvizsgáljam a Fluocinolon- acetonid N kenőccsel kiváltott glükokortikoid többlet, hatással van-e az anyagcserében fontos szerepet játszó szervek mellékvese, pajzsmirigy, máj, vese szerkezetére, működésére? A rövidtávú kezelés milyen mértékű  változásokat okoz a cukoranyagcserében? A glükokortikoid többlet befolyásolja-e az állatok növekedési, fejlődési ritmusát?

Több szempontból is indokoltnak tekintem, hogy erre a témára esett a választásom, mert olyan érdekes dolgokat tudtam meg a kutatás során, amit eddig nem tudtam. Elsősorban kevesen foglalkoztak ezzel a témával, hogy hogyan befolyásolja a külsőleg bevitt glükokortikoid bizonyos szervek működését. A fent említett glükokortikoid egyes esetekben serkenti, más esetekben pedig gátolja a szervek működését, mivel megváltoztatják a szervek szerkezetét. Ahhoz, hogy ezeket a változásokat észrevegyük anatómiai és hisztológiai vizsgálatokat végeztünk. Mindig is érdekeltek azok a témák, melyek az anatómiához, biokémiához tartoznak, ezért az egyetemi éveim alatt elsajátított információk sokat segítettek a dolgozat megírásához.

Glükokortikoid hormonok rövid áttekintése

A valódi természetes szénvegyületek egy fontos csoportját képező szteroidok elnevezése, Chevreul által 1815-ben epekövekből izolált koleszterin nevéből származik. A kortikoszteroidok neve az emlősök szervezetében a mellékvesekéregben termelődő glükokortikoid, kortizon nevéből származik. A 20. század elején indultak el a szteroidok szerkezetének felderítésére irányuló kisérletek. 1930-ban sikeres eredményeket értek el Diels, Wieland és Windaus. Ekkor jöttek rá, hogy a szteroidok alapváza a szteránváz, amely jellegzetes oldalláncot és szubsztituenseket hordoz. Az emlősök szervezetében fontos élettani szerepet töltenek be a glükokortikoidok vagyis a kortikoszteroidok (Cook 1958).

A mellékvesekéregben termelődő glükokortikoidok két legjelentősebb képviselője a kortizol és a kortikoszteron. A mellékvesekéreg szteroid hormonjainak szerkezetére a 17 szénatomot tartalmazó szteránváz jellemző, amelyhez metil-, hidroxil-, aldehid- vagy ketocsoportok kapcsolódnak. Androgén hatású kortikoszteroidok 19 szénatomot tartalmaznak (C19 szteroidok) és a 17. szénatomon található ketocsoport miatt, a 17-ketoszteroidok nevet kapták (Tulassay 2011). A glükokortikoid aktivitású C21 kortikoszteroidok esetén a 17. szénatomon hidroxil csoport található és ezeket 17-hidroxikortikoszteroidoknak nevezik (Tulassay 2011). A mineralokortikoid aktivitású C21 szteroidok esetén a 18. szénatomhoz aldehid csoport kapcsolódik (Tulassay 2011). A szervezetben előforduló természetes glükokortikoidokon kívül számos mesterségesen előállított glükokortikoidot tartunk számon, mint például a dexametazon, predizolon, triamcinolon, triamcinolonacetonid, flumetazon, metilprednizon, metilprednizolon (1. ábra). Sok szintetikus kortikoszteroid viszont erősebb és hosszabb hatású, mint a kortizol. Ezen szerek mind nagyon hatékonyak. A kortikoszteroidokat intravénásán, szájon át, vagy közvetlenül a begyulladt szerven inhalációs formákban, szemcseppekben és bőrkenőcsökben alkalmazhatók. Alkalmazásuk ronthat a magas vérnyomáson, a szívelégtelenségen, a cukorbetegségen, a veseelégtelenségen és a csontritkuláson, és ezen esetekben csak akkor adhatók, ha nagyon szükséges. A kortikoszteroidok gátolják a mellékvese kortizol termelését, és ennek visszatéréséhez elegendő időt kell hagyni. Ezért, a kezelés végén a gyógyszer adagját fokozatosan csökkentik. A helyileg alkalmazható formák, mint a belélegezhető kortikoszteroidok vagy a bőrre közvetlenül felvihető kenőcsök, krémek, mint például Fluocinolon-acetonid N lényegesen kevesebb mellékhatást okoznak, mint az intravénásán vagy a szájon át adottak. A fent említett szintetikus glükokortikoidokból hármat emelnék ki a dexamethasont, prednisolont és fluocinolon-acetonid N-t.

Napjainkban a legkorábban alkalmazott glükokortikoid, dexamethason terápia a leghatásosabb a sclerosis multiplex-ben szenvedő betegek életminőségének javításában (Czibula 2010). A dexamethason hatékonysága annak köszönhető, hogy indukálja a T sejtek apoptozisát, valamint protektív hatást fejt ki a vér-agy gátra. Egértörzsben kísérletesen kiváltottak autoimmun encephalomyelitist, amit egérspecifikus myelin oligodendrocyta glikoproteinnel váltották ki. A dexamethasone neuroprotektív hatást váltott ki, a kezelés 18 napig tartott (Czibula 2010). Más esetekben 12-20 napig tartó 0,6-4 mg/ nap dexamethasonnal kezelt egerek, patkányok testtömegük csökken (Singh és mtsai 2012). Továbbá megfigyelték patkányoknál, hogy hiperglikémiát, hiperinzulinémiát és glükózintoleranciát okoz. A nőstény és a hím patkányoknak csökken a nefronjainak száma (Singh és mtsai 2012).

A prednizolon egy másik kortikoszteroid, melynek főként glükokortikoid és kis mértékben mineralokortikoid aktivitása van. Kortizolszármazék, egyben a prednizon májban átalakuló aktív metabolitja. Általános gyulladáscsökkentő hatása miatt gyulladásos és autoimmun betegség kezelésében használják, úgymint: asztma, rheumatoid arthritis, krónikus fekélyes vastag- és végbélgyulladás, sclerosis multiplex és szisztémás lupus erythematosus kezelésében (Fiel és Vincken 2006). Elsősorban májbetegeknél alkalmazzák, 0,5 mg/kg/nap prednisolone kezelést kapják (Hagymási és Tulassay 2013). Szisztémás autoimmun betegségek jelentkezésekor úgyszintén prednizolon kezelést kapnak a betegek 15-20 mg/nap alatti adag veszély nélkül alkalmazható, amennyiben nem elégséges, átmenetileg rövidebb időre, két-három hétre magasabb adagokat is alkalmaznak (Kiss és mtsai 2011).

A fluocinolon-acetonid N hatékony szintetikus glükokortikoszteroid (Stojkovic és mtsai 2006). A bőrön történő külsőleges alkalmazása gyulladáscsökkentő, viszketéscsillapító, allergia ellenes, érösszehúzó hatású (Stojkovic és mtsai 2006, Arsov és mtsai 2011). A fluocinolon-acetonid N a glükokortikoszteroidokra reagáló, viszketéssel és fokozott elszarusodással társuló heveny és súlyos, nem fertőzött, száraz bőrgyulladások kezelésére alkalmazzák (Stojkovic és mtsai 2006, Arsov és mtsai 2011, Prcic és mtsai 2012). A Flucinar N kenőcs vékony rétegben kell az érintett bőrfelületre kenni, a kezelés kezdetén naponta 2-szer vagy 3-szor, a heveny gyulladás elmúlása után legfeljebb napi egy-két alkalommal kell alkalmazni (Stojkovic és mtsai 2006, Arsov és mtsai 2011, Prcic és mtsai 2012).

ábra.A kortizol, kortikoszteron, prednizon, dexametazon, triamcinolonacetonid, triamcinolon, flumetazon, metilprednizolon szerkezeti képlete (Manojlović-Stojanoski és mtsai. 2012).

Glükokortikoid receptor

A glükokortikoidok lipidoldékony vegyületek az intracellulárisan elhelyezkedő glükokortikoid receptorokhoz kötődve fejtik ki hatásukat. A glükokortikoid receptor 3 fő doménból áll: N-terminális domén, DNS-kötő domén és a C-terminális kötő domén. A glükokortikoid receptor a nukleáris receptor szupercsalád tagja, moduláris szerkezetű, ligand-dependens transzkripciós faktor (Stolte és mtsai 2006). A recetor nagy fokban konzervált fehérje, az egér és a patkány, valamint a humán glükokortikoid receptor aminosav sorrendje körülbelül 90%-ban egyezik meg. A humán, patkány és az egér glükokortikoid receptor szerkezeti hasonlóságát mutat (Stolte és mtsai 2006). A glükokortikoid receptorok a legtöbb szövetben expresszálódnak, nagy mennyiségben, a májban, agyban, vázizomban, tüdőben, csontban és a timuszban (Kalinyak és mtsai 1987). Az N-terminális domén szerkezete kevésbé ismert. E domén pozitív transzkripciós aktivitást hordoz, aktivációs funkciónak nevezik. A DNS kötő domén szerkezetét 1990-es évek elején tanulmányozták röntgenkrisztallográfiás, mágneses magrezonancia-spektroszkópiai módszerrel (Luisi és mtsai 2003). A domén globuláris szerkezetű, két Zn-ujj motívumot tartalmaz (2. ábra). A kötés során a fehérje dimer formában ismeri fel a DNS szekvenciát, a glükokortikoid válaszért felelős DNS szekvencia részletet. A kötés a DNS nagy árka és a fehérje Zn-ujj alkotó hélixe között jön létre (2. ábra).

ábra. A glükokortikoid receptor DNS-kötő doménje sárga és kék szalag és a DNS világoskék szalag kölcsönhatása látható. A DNS kötő domén szerkezetet két Zn-ujj motívum határozza meg a Zn atomok zöld gömbbel van jelölve (Luisi és mtsai 2003).

A ligand kötő domén szerkezetét röntgenkrisztallográfiás módszerrel határozták meg (Frego és Davidson 2006). E domén háromrétegű antiparallel alfa hélixes szendvics (3. ábra). A glükokortikoid receptor ligand kötő doménje a ligand kötődése során aktív konformáció változáson megy keresztül (Frego és Davidson 2006). Ez a konformáció változás eredményezi, hogy a receptor felületén kialakul kötőfelület.

ábra. Az ábrán jól látható háromrétegű antiparallel hélix szendvics szerkezete sárga színnel. A térkitöltő modellel a dexametazon szerkezete látható világos zöld színnel (Frego és Davidson 2006).

A glükokortikoidok receptor jelátviteli utvonalak

A glükokortikoid receptorok ligandkötés után különböző jelátviteli útvonalakat indíthat el, melyek egyrészt a lassan kifejlődő klasszikus, genomikus hatásokat, valamint a rövidebb idő alatt létrejövő nem-genomikus hatásokat (4. ábra). A glükokortikoid receptorok, a citoplazmában egy fehérjekomplexhez kapcsolódik a Hsp90 (Hősokkfehérje90)-hez (Smoak és Cidlowski 2004, Berki és mtsai 2011) majd ligandkötés hatására erről a komplexről leválva dimerizálódik, ezután a sejtmagba kerül, ahol a DNS meghatározott szakaszaihoz, a GRE-khez (Glucocorticoid Response Element) glükokortikoid válasz elemekhez kötődik (Smoak és Cidlowski 2004, Berki és mtsai 2011).

A genomikus hatások általában órák, napok alatt következnek be (Smoak és Cidlowski 2004, Lowenberg és mtsai 2007, Berki és mtsai 2011). A glükokortikoid receptorok transzkripciós faktorként direkt és indirekt utakon is szabályozhatja a génátiródási folyamatokat. Közvetlenül, bizonyos gének átírását serkenti, míg egyesekét gátolja (Smoak és Cidlowski 2004, Berki és mtsai 2011). A glükokortikoid receptorok DNS-hez való kötődése és leválása is szigorú időintervallumon belül történik. Ez csak a természetes glükokortikoidokra vonatkozik, a szintetikus glükokortikoidok, mint pl. a dexametazon, sokkal erősebb, affinitással kötődnek a hormon receptorhoz, ezért jelentősen módosulhat a transzkripciós időtartam a természetes ligandokhoz képest (Stavreva és mtsai 2009). A ligand kötött, dimerizálódott glükokortikoid receptorok a sejtmagba transzlokálódik, ahol glükokortikoid válaszelemekhez kötődik (Duma és mtsai 2006, Kino és mtsai 2009, Nicolaides és mtsai 2010). A szinetikus glükokortikoidokat széles körben használják akut állapotok, asztma, allergia vagy sokk kezelésére, ahol a nagy dózisban alkalmazott szteroidok azonnal kifejtik hatásukat. Egyre több adat bizonyítja azt is, hogy a glükokortikoid hormon apoptózis indukciója a timuszban független a genomikus hatásoktól. Ezen hatások gyors bekövetkezése kizárja azt a lehetőséget, hogy a folyamat genomikus úton megy végbe. Ezek a szteroid hatások tehát percek alatt bekövetkeznek nem-genomikus vagy alternatív jelátviteli útvonalak közvetítésével (4. ábra) (Buttgereit és Scheffold 2002, Lowenberg és mtsai 2007).

ábra. A glükokortikoid genomikus folytonos vonalal és nem genomikus szaggatott vonalal hatásmechanizmusai (Berki és mtsai. 2011).

A glükokortikoidok (GC), különösen magas dózisban, lipidoldékony tulajdonságuk révén képesek a plazma membrán fizikai-kémiai tulajdonságait megváltoztatni (Berki és mtsai 2011). Befolyásolják a Na+/K+ cserét, illetve meggátolják a Na+-felvételt a sejtmembránban és elősegítik a H+-felvételt a mitokondriumba. Ilyen hatásokat figyeltek meg humán vörösvérsejteken (Saadoun és mtsai 2002, Kufe és mtsai 2003). Az emlős tumor sejtvonalakban a nagy dózisú szteroid kezelés befolyásolja a membrán lipid mobilitást, és szintén megnöveli a kezelt B-limfociták membrán lipid mobilitását (Kufe és mtsai 2003). A plazma membránon keresztüli, Na és Ca2-transzport gátlását és a mitokondrium megnövekedett H+ felvételét is megfigyelték nagy dózisú glükokortikoid kezelést követően.

A kutya vese epitél sejtjein a dexamethason direkt hatott a tight junction (szoros illeszkedés)-ek képződésére (Peixoto és Collares-Buzato 2005).  A tight junction szoros sejtkapcsoló struktúra, diffúziós gátat képez két sejt között, így valóságosan elszigeteli a sejtet a környezetétől, s megakadályozza, hogy a felszínről anyagok jussanak a sejt laterális felszínére. A kapcsolóstruktúra övszerűen fut végig a sejtek apikális felszínének közelében. Az okludin, klaudinok és JAM (junkcionális adhéziós molekulák) kapcsolják össze a szomszédos epiteliális sejteket és adapterfehérjék (ZO-1,-2,-3, szimplekin, cingulin) kötik a citoszkeleton aktin mikrofilamentum rendszeréhez. Négynapos dexamethason kezelés után a tight junctionok szerkezete nem változik, növekedett az epitél sejtek életképessége, hatott a transzepiteliális elektromos ellenállásra, növekedett az okludin szint (Peixoto és Collares-Buzato 2005).

A kortizol kezelés 3,85 mg/kg/nap megváltoztatja a neuronok ingerlékenységét (Buttgereit és mtsai 2000, Buttgereit és Scheffold 2002). Membrán kötött glükokortikoid receptort rágcsáló és humán limfoid sejtvonalakban és kétéltűek agyában mutatták ki (Miller és mtsai 2005). Egyes glükokortikoid indukálta apoptózisra rezisztens sejtekben, például monocitákon és B-sejteken membrán glükokortikoid receptort is azonosítottak, azonban e receptorforma által kiváltott jelátviteli hatások ismeretlenek (Bartholome és mtsai 2004). A membrán glükokortikoid receptort liposzómával konjugált fluoreszcens ellenanyagokkal mutatták ki áramlási citometriás módszerrel, mivel ezek a molekulák nagyon alacsony mennyiségben lehetnek jelen a sejtmembránban (Bartholome és mtsai 2004). A ligand hiányában a glükokortikoid receptor multi molekuláris komplexet alkot a citoplazmában.

A humán T-sejteken végzett újabb (Herold és mtsai 2005) vizsgálatok kimutatták, hogy a chaperon molekulák mellett hősokk fehérjék, a glükokortikoid receptor citoplazmatikus jelátviteli fehérjékkel is asszociálódik. Például a ligand kötött glükokortikoid receptor asszociálódik vagy asszociációja megnő a T-sejt jelátvitel számos molekulájával. Ez az asszociációs molekulák foszforilációs változásokhoz vezet. A glükokortikoid receptor utak fontosak a glükokortikoid analógok immunszupressziós hatásának kialakulásában. A T-sejtek érésében a timusz kitüntetett szerepet játszik. Erre azok a korai vizsgálatok utaltak, amelyek során a timusz mesterséges kiirtása kísérleti állatokban immunhiányos állapothoz vezetett (Erdei és mtsai 2012). A timusz mérete és aktivitása az életkorral folyamatosan csökken, és a pubertás idejére gyakorlatilag kimutathatatlanná válik. Ennek ellenére a T-sejtek érése kisebb mértékben, de a felnőttkorban is zajlik (Erdei és mtsai 2012). A timuszban a T-sejtek érését a timusz epitélsejtjei, makrofágok és dendritikus sejtek biztosítják. A kéregállományban az epitél sejtek hosszú citoplazmikus nyúlványai háromdimenziós hálózatot alkotnak, amelyek között a timociták a velőállomány felé vándorolnak. A kéreg-velő határon, valamint a velőállományban csontvelői eredetű dendritikus sejtek találhatók (Erdei és mtsai 2012). A velőállományban epitél sejtek és makrofágok is jelen vannak. A timociták vándorlása ebben a sajátos környezetben lehetővé teszi, hogy közvetlen sejt-sejt interakciók alakuljanak ki, amelyek a T-sejtek éréshez nélkülözhetetlenek. A timusz kéregállományában a timociták rendkívül nagymértékben pusztulnak, az apoptózis akár a 95%-ot is elérheti (Erdei és mtsai 2012). A kéregállományban érő timociták nagyon érzékenyek a glükokortikoid kezelésre, ezek a hatások jelentős apoptózist okozhatnak bizonyos apoptikus fehérjéknek köszönhetően Nur77 és Bim (Berki és mtsai 2011).

A legújabb eredmények szerint a glükokortikoid receptorok a glükokortikoid által indukált apotózis képes a mitokondriumba is transzlokálódni, ezáltal képes apoptótikus kaszdádot elindítani (Berki és mtsai 2011). Az apoptózist számos jelátviteli út szabályozza. Az apoptotikus enzim kaszkád elindításában számos fehérje játszik szerepet, de a szabályozásnak két fő módját azonosították: az egyik a mitokondriális funkciót érinti, a másik adapter fehérjéken keresztül direkt továbbítja a jelet az apoptotikus mechanizmusokhoz. Az apoptotikus fehérjék membrán pórusok formálása révén a mitokondrium duzzadását okozzák, vagy a mitokondrium membrán permeabilitását növelik (Berki és mtsai 2011).

Az endogén glükokortikoid hormonok bonyolult folyamatokban vesznek részt, szabályozzák a metabolizmust, szénhidrát-, fehérje-, zsír-, kalcium és csontanyagcserét és az energia háztartást. Hiányuk esetén csökken az emlősök szervezetében a glükoneogenézis. A glükokortikoid hormonok a fehérjék lebontását fokozva és az izomzatban a fehérje bioszintézist gátolva a májban növelik az aminosavak mennyiségét, továbbá megnövelik az aminosav metabolizáló ezimek aktivitását. Ezek az aminosavak segítik elő a glükóz átalakulását.

Az anyagcsere hatások közül a glükokortikoidok vércukor szintet emelő hatása. A májban fokozzák a glikogén raktározást, gátolják a glikogén mobilizációt, és serkentik a glükoneogenézist (Stalman és Laloux 1979, Nyirenda és mtsai 2000, Hans és mtsai 2006, Waldron és mtsai 2012). Az izomszövetben és a zsírszövetben a glükokortikoidok gátolják a cukorfelvételt és felhasználást (Olefsky 1975, Grigoriadis és mtsai 1988, Burén és mtsai 2002, Lundgren és mtsai 2003, Gounarides és mtsai 2007). Tartósan fokozott glükokortikoid hatás esetén kezdetben inzulin rezisztencia, majd cukorbetegség alakul ki. A glükokortikoidok hatására a zsírsejtekben fokozódik a lipolízis és a vérben nő a szabad zsírsav szint (Fain 1979). Glükokortikoid túltermelés-, vagy nagydózisú glükokortikoid terápia esetén részben e hatások okozzák a zsírszövet jellegzetes felszaporodását. Fiziológiás körülmények között a glükokortikoidok más hormonális tényezőkkel együtt szerepet játszanak a táplálékfelvétel és az energiaforgalom összehangolásában.

A glükokortikoidok az érrendszerre és a vesére különböző hatást gyakorol, emelik a vérnyomást az erek simaizmaiban növelik a katekolaminok iránti érzékenységet (Grunfeld és Eloy 1987), míg a vesében, a vese csatornákban a nátrium visszatartását és a kálium ürítését fokozzák (Stewart és Krozowski 1999). Fokozott glükokortikoid elválasztás hatására emiatt hipertónia és alacsony kálium szint alakul ki. A glükokortikoidok a noradrenerg beidegzés több összetevőjére is hatnak: növelik a receptorok számát, befolyásolják a receptorok kapcsolódását a G-fehérjéhez, valamint a katekolaminnal indukált cAMP- szintézist, továbbá meghosszabbítják a katekolaminok hatását a simaizomban, így az érrendszer és a szív válaszkészsége fokozódik (Fonyó 2011, Lee és mtsai 2013). A glükokortikoidok jelenléte szükséges a normális vérnyomás fenntartásához (Moisiadis és Matthews 2014). A közvetlen hatáson kívül a glükokortikoidok közvetett módon is hatnak az érreakciókra: gátolják a prosztanoid vegyületek szintézisét, és ezzel a mechanizmussal megakadályozzák a prosztanoidokkal kiváltott értágulatot (O’Sullivan és mtsai 2013). A glükokortikoidok hiánya okozza az Addison-kórban vagy a mellékvesék eltávolítása után a betegek krónikusan alacsony vérnyomását (Fonyó 2011).

Anyag és módszer

Ahhoz, hogy a laboratóriumban, az állatokban glükokortikoid többletet elérjünk Fluocinolon-acetonid N krémmel kezeltük. A kezelés a 60 napos Wistar patkányokon történt. A kezelés 3 napig tartott, 50 mg krémmel/nap bekentük a patkányoknak az inguinális bőrfelületét 1,5 cm²-es felületen. A Wistar patkányokat két részre osztottuk: a Kontroll csoport (K) mely 10 darab kezeletlen patkányt, míg a másik csoport a Fluocinolon csoport (FC) 10 darab Fluocinolon-acetonid N kenőccsel kezelt patkányt tartalmazott.A Fluocinolon-acetonid N krém formájában volt alkalmazva, melyet az „Antibiotice” SA. Iași forgalmazza. A napi adag 50 mg kenőcs volt, amely 12,5 µg glükokortikoidot tartalmazott. A kezelés abbahagyása után 24 órával és 16-18 óra éheztetés után úgy a kezelt, mint a kontroll Wistar patkányokat éterrel altattuk és ezt követően felboncoltuk. A kivett szerveket (pajzsmirigy, máj, vese, mellékvese) szövettani vizsgálatoknak vetettük alá, mértük a testsúlyt, a pajzsmirigy és a mellékvesék súlyát, biokémiai módszerek segítségével megmértük a vércukorszintet és a máj glikogén tartalmát.

Morfológiai módszerek

A Wistar patkány szervekből (pajzsmirigy, máj, vese, mellékvese) 1-2 cm széles 2-3 cm hosszú szeletet készítettünk éles szikével. A szervekből több ilyen darabot vágtunk ki. A kivágott blokkok mellé odahelyeztünk egy lapot, melyre ráírtuk az anyag nevét. A kimetszett blokkokat gézbe kötjük a vizsgálati lappal együtt. Az így elkészített anyagokat fixálószerbe tettük. A rögzítés célja, hogy a sejtek, szövetek fehérjeit denaturáljuk, és így az enzimatikus bomlási folyamatokat leállítsuk (Csikós és mtsai 2012). A fehérjék denaturációja következtében az anyag megkeményedik, így további feldolgozásra, metszésre alkalmassá válik. A patkány szerveket Bouin rögzítő keverékben fixáltuk. A Bouin rögzítő keverékek: 15 ml vizes pikrinsav oldatot, 5 ml formalint, 1 ml jégecet tartalmaz (Csikós és mtsai 2012, Mureșan 1974). A rögzítési idő 1-24 óra között tartottuk, majd 80 %-os alkoholban kimostuk. A fixálás után az anyagot alaposan kimostuk és ezután a szervdarabkákból fokozatosan kivontuk a vizet. Ennek célja az, hogy a fixálás során a szervek bizonyos mértékig már tömöttebbek, keményebbek lettek, de ezt még fokozni kell. A szervek víztelenítését alkohol segítségével végeztük, hígabból egyre inkább a töményebb alkoholba helyeztük a szerveket. A legutolsó alkohol a sorban: abszolút alkohol. Az alkoholos víztelenítés után, szerveket acetonba helyeztük. A szervekből eltávolítottuk az alkoholt és az acetont. Az így előkészített szerveket 56 C0-on olvadó folyékony paraffinba helyeztük. Miután a szervdarab paraffinnal jól átjáródott, kiöntjük. Megfelelő keménységű papírból elkészíttettünk „csónakokat”, és a kimetszett anyagot a vizsgálandó felszínnel lefelé nézve a „csónakba” helyeztük. Ezután előre megolvasztott paraffint öntünk a szervdarabokra. A formát hideg 10-18C0 vízre állítjuk és az 58-60C0-os kiöntő paraffinnal kb. 1/3-ad részig megtöltjük. Rövid várakozás után a kiöntőforma alján a paraffin néhány mm vastag rétegben megszilárdul. Ekkor meleg (58-60C0-os) csipesszel a szövetdarabkákat a paraffinba helyeztük úgy, hogy a metszendő felszín a forma fenekére kerüljön. A szervdarabkáknak az elhelyezése után azonnal teljesen megtöltöttük a formát paraffinnal és a hideg vízbe nyomjuk. Miután a paraffin megdermedt a papírcsónakban lévő szerveket a metszésre előkészítettük. A papírformát éles szikével levágtuk. Az anyagunkat blokkfára ragasztjuk. A blokkfa keményfából készült, henger alakú és olyan nagyságú, hogy a mikrotom megfelelő részébe jól behelyezhető legyen. A felragasztást felmelegített szikével végezzük. A metszet készítésére a rotációs mikrotomot használtuk. A blokkfára felragasztott anyag fixen áll, és a mikrotomkés segítségével 5-6 mikrométer vastagságú metszeteket vágunk (Csikós és mtsai 2012, Mureșan 1974). A mikrotomkésről a metszeteket ecsettel vízre helyeztük, úgy, hogy a metszetek „fényes fele” legyen a vízen. A metszetek egyenetlenségeit, ráncait is a vízen úszva igazíthatjuk ki. A tárgylemezeket zsírtalanítottuk. A zsírtalanított tárgylemezre húztuk a metszeteinket ezután forró vízbe 60-70 C° mártjuk, itt a metszetek kisimulnak, kiterülnek. Ezután a metszeteket függőlegesre állítottuk pár percig szárítottuk, majd 56C°-os termosztátba helyezzük 15-30 percre. Festés előtt a metszeteket láng felett óvatosan áthúztuk, s ezután kezdtük meg a deparaffinálást (Csikós és mtsai 2012, Mureșan 1974).

A lemetszett metszetekeink paraffinnal vannak átitatva, ezért xilolt használtunk, hogy deparafináljuk. A deparaffinálás után alkoholsorban nedvesítettük metszeteinket majd végül desztillált vízbe helyeztük.

A metszetek tárgylemezre ragasztottuk. A metszeteket tojásfehérje-glicerinnel ragasztottuk fel. A tojásfehérje-glicerint a következőképpen készítettük: egy tojásfehérjét habosra kevertünk és egyenlő mennyiségű glicerint kevertünk hozzá (Csikós és mtsai 2012, Mureșan 1974). A tojásfehérje-glicerinből egy kis cseppet a zsírtalan tárgylemez közepére helyezünk és egy üvegpálcikával egyenletesen szétkenjük. A vékony fehérjés réteget gőzölésig melegítve megszikkasztottuk. A paraffinos metszeteket a langyos vízből ecsettel húztuk fel a bekent tárgylemezre. A paraffinos metszeteket első lépésként kétszer váltott xilolban deparaffináltuk, majd alkoholsorozatban abszolút etanol, 96%, 90%, 80%, 70%, 50%-os etanol egészen desztillált vízig vittük el. A desztillált víz után a metszeteket Hematoxilin-eozin illetve Hurduc és társai féle festési módszerrel festettük meg.

Hematoxilin-eozin ez a legrégebbi szövettani festési eljárások egyike, egyben a legjobb és a legszélesebb körben használt módszer, mivel teljes áttekintést ad a metszetről. A módszer elve, az, hogy hematoxilinel a sejtmagokat, míg eozinnal a citoplazmát megfestettük. Az eljárással kitűnően festődnek a sejtmagok és a citoplazma. Valamennyi általánosan használt rögzítőszer után alkalmazható. A Mayer féle timsós hematoxilin a legjobb sejtmag festési eljáráshoz tartózik (Csikós és mtsai 2012).

Mayer-féle timsós hematoxilin összetétele:

1 g kristályos hematoxilin

0,2 g nátrium-jodát

50 g timsó

1000 cm3 desztillált víz

Mayer-féle timsós hematoxilin elkészítése: az 50 g timsót vízben feloldjuk, majd hozzáadjuk az 1 g kristályos hematoxilint. A hematoxilin oldódása után 0,2 g nátrium-jodátot teszünk az oldathoz, ami gyorsan oxidálja a hematoxilint. Az oldatott 3-4 napig hagyjuk pihenni, majd leszűrjük. Majd a metszeteket 10-12 percig a Mayer-féle timsós hematoxilinben tartjuk, utána desztillált vízzel lemossuk. A metszeteken a sejtmagok vöröses-barna színűek. A desztillált víz után csapvízbe pár csepp lítium-karbonátot teszünk, hogy felgyorsítsuk a sejtmagok kékre való színeződését. Ezután újabb desztillált vizes öblítés, majd eozinfestés következik.

Az eozin oldat tartalmaz:

1 g eozin

0,5 g eritrozin

100 ml desztillált víz

1 csepp jégecet

Az eozin oldat elkészítéséhez az 1 g eozint desztillált vízben feloldjuk, majd hozzáadjuk a 0,5 g eritrozint és az 1 csepp jégecetet. A festékben csak 1 percig tartottuk a metszeteket, majd desztillált vízzel lemostuk.

A felesleges festéket a következőképpen távolítottuk el:

3 percig 96%-os etanolban tartottuk a metszeteket

3x 5 percig abszolút etanolban tartottuk a metszeteket

1x 3 percig xilolban tartottuk a metszeteket

1x 5 percig xilolban tartottuk a metszeteket

Majd a metszetet kanadabalzsammal és fedőlemezzel lefedtük. A fent említett módszer eredménye, hogy a sejtmagok kékes lilára festődtek, míg a citoplazma rózsaszínre.

Hurduc és társai féle festési eljárás elve, különböző sejttípusok differenciált festése. A metszetek deparaffinálása után, a pikrinsavat a következő összetételű oldattal távolítottuk el: 10 ml abszolút etanol, 30 ml desztillált víz, 1 ml lítium-karbonát oldat. Ezt követően 3-5 percig desztillált vízben tartottuk, majd a metszeteket 10-15 percig 1%-os perjódsavban oxidáltuk, utána 10 másodpercig desztillált vízbe helyeztük. Majd két festék keverékekbe helyeztük. Az első keverékben 5 percig tartottuk, majd desztillált vízben mostuk, következett a második keverék úgyszintén 5 percig festettük (Mureșan 1974).

Keverék I összetétele:

0,5 g G-narancs

0,5 g xilidin

8 ml jégecet

100 ml desztillált víz

Keverék II összetétele:

9 ml 1%-os metilénkék

10 ml xilidin

1 ml jégecet

72 ml desztillált víz

A metszetekről a festékanyagot szűrőpapír segítségével felitattuk, majd a felesleges festéket abszolút etanol segítségével eltávolítottuk. Ahhoz, hogy differenciáltan láthassuk a sejttípusokat a metszeteket, a következő oldatba helyeztük: 100 ml abszolút etanol, 0,25 %-os ammónia, amit cseppekként adagoltuk, míg a metszetek ibolyaszínűvé nem váltak. Majd 2-3x abszolút etanol cseppeket teszünk metszeteinkre, hogy eltávolítsuk a felesleges oldatot (Mureșan 1974). A metszeteket utolsó lépésben kétszer xilolba helyezzük, majd Kanada balzsammal és fedőlemezzel lefedtük.

Biokémiai módszerek

A vércukor szint mérése

A vércukor szint mérésének az alapelve az, hogy a glükóz oxidálódik glükonsav és hidrogén peroxid hatására. A hidrogén peroxid a peroxidáz enzim hatására oxidálja a kromogén rendszert, amely egy zöld színt eredményez, ennek intenzitása egyenesen arányos a glükóz mennyiségével. A módszer igen pontos a kis mennyiségű glükóz meghatározására.

A vércukor szint meghatározásához 100 mikroliter/ patkány vérre volt szükség. A patkányvért desztillált vízzel hemolizáltuk, majd fehérje mentesítettük Ba(OH)2 és ZnSO4 –el (Nelsson 1994). A mintákat 2500 fordulat/ perc centrifugáltuk. 0,25 ml glükózt adagoltunk a standard és a vérmintákhoz Enzimatikus-fotokolorimetria módszert használva (Werner és mtsai 1970), Test Combination Glucose Kit segítségével. A standard és vérminták sűrűségét (100 mg/%) spektrofotométerrel 610 nm-en vizsgáltuk. Az értékeket mg glükóz/ 100 ml vér adtuk meg. Megfigyelhető, hogy a Fluocinolon-acetonid N vércukorszint emelő hatása van.

Májglikogén kimutatása

A májban levő glikogén kimutatását Montgomery módszerrel végeztük. A módszer alapja a fenol-kénsav színreakció. A Wistar patkányok máját lemértük és egy 30%-os KOH oldatba helyeztük, majd vízfürdőben forraltuk 100 °C-on 30 percig. Good-Krammer Somogyi módszer segítségével a glikogén mosását és kicsapását végeztük.

A centrifugálás után a glikogént desztillált vízbe oldottuk és hígítottuk. A glikogén kimutatására 2 ml hígított oldatott használtunk, majd 0,1 ml 80%-os fenolt és 5 ml kénsavat adtunk hozzá. A mintákat zöld szűrő előtt levő 10 mm vastagságú küvettákból olvastuk le. A minták glikogén értékeit interpolációval számoltuk a standard görbe segítségével. A glikogén mérését a kisérletünkben, azért végeztük, hogy lásuk mennyire befolyásolja a Fluocinolon-acetonid N a glikogenézist.

Gravimetrikus módszerek

A kontroll és a kezelt állatokat egyenként minden nap lemértük. A patkányok súlyának lemérése mindig ugyanabban az órában történt, a kezelés és az étkezés előtt. A patkányok elaltatásának napján lemértük a tömegüket, hogy lássuk, mennyit változik éhezéskor a súlyuk. A patkányok tömegét grammban fejeztük ki. A patkányok pajzsmirigyét és mellékveséjét megtisztítottuk a nem oda való szövetektől, majd lemértük analitikai mérleggel. Az szervek tömegét mg-ban adtuk meg, míg a relatív tömeget mg/ 100 g testsúlyra vonatkoztattuk.

A biokémiai és gravimetrikus paraméterek statisztikai értékelése

A kapott adatok a szokásos statisztikai modellek segítségével voltak feldolgozva (Snedecor és Cochrau, 1989).

A minta elemek átlagát következő képlet szerint számoltuk:

ahol, x¯ – a minta elemek átlag értéke

n – kísérletek száma

A standard deviáció vagy a minta szórását a következő képlet szerint volt kiszámítva:

ahol, x – megadott minták

x¯- átlag

n – kísérletek száma

Az átlag standard hibájának kiszámítás a következő képlet szerint volt kiszámítva:

ahol,  s – a minta szórása

n – a minta elemszáma

Student T-teszt segítségével a két átlagértéket hasonlítottuk össze:

ahol, x1¯ – első átlag

x2¯ – második átlag

S1  – első minta szórása

S2 – második minta szórása
n1 – első minta elemszám
n2 – második minta elemszám

A Student T- teszt eredménye bizonyítja, hogy p <0,05 statisztikailag szignifikáns a két átlagérték.

Eredmények és kiértékelésük

Morfológiai vizsgálatok

A pajzsmirigy szövettani vizsgálatának eredményei kontroll és kezelt állatokban

A kontroll állatokban a pajzsmirigytüszők különböző szekréciós fázisban találhatók. A follikulusok falát köbhám és helyenként laphám alkotja, belsejüket kolloid tölti ki (5. ábra). A follikulusok mérete változó, vannak nagyobb méretű follikulusok melyekben a hormontermelés fokozottabb, illetve kisebb méretűek melyekre a hormon felszabadítás, a fokozott endocitózis a jellemző.

a

b

5. ábra.a) Pajzsmirigy szövettani metszete kontroll állatokban, 10x. b) Pajzsmirigy follikulusok falát köbhám borítja, Hematoxilin-Eozin festés 40x.

A köbhámmal borított follikulusok dominálnak. A köbhám megléte, a mirigy normális működését tükrözi.

a.

b.

6. ábra.a) Kezelt állatok pajzsmirigye, 6x. b) Hormontermelő follikulusok, Hematoxilin-Eozin festés, 20x.

A kezelt állatokban a pajzsmirigy jelentős szerkezeti és funkcionális változást mutat a kontroll állatok pajzsmirigyszövetéhez viszonyítva (6a. ábra). A follikulusok átmérője sokkal kisebb a kontroll állatokhoz viszonyítva, a nagyobb átmérőjű tüszők a mirigyállomány szélén figyelhetők meg. A kisebb átmérőjű follikulusok száma jóval nagyobb, mint a kontroll pajzsmirigyszövetben. A nagyméretű follikulusok hámja köbhám. Ezekben a tüszőkben dominál a hormontermelés. A mirigyállomány központi része felé haladva a follikulusok átmérője csökken, előfordulnak akár teljesen üres tüszők is (6b. ábra). A kolloiddal rendelkező tüszők nagy része hólyagos szerkezetet mutat, ami a pajzsmirigyhormonok fokozott endocitózisára enged következtetni. A hormontermelés fokozódásával párhuzamosan a hormon felszabadítás is fokozódik, sőt a mirigyállomány belsejében ez utóbbi folyamat dominál.

Az üres follikulusok falát laposabb hám alkotja, ez a szerkezet a tüsző hormontermelésének kimerülését tükrözi. Az erőteljes hormon felszabadító follikulusok kolloidja hólyagos szerkezetet mutat (7. ábra).

7. ábra. Erőteljes hormon felszabadítású follikulusok, Hematoxilin-Eozin festés, 20x.

A szövettani vizsgálatok eredményei alapján arra következtethetünk, hogy a fluocinolonos kezelés okozta glükokortikoid többlet fokozza a pajzsmirigy működéstét, mely szövettani szerkezetében is megnyilvánul. A fokozott működésű mirigyre jellemző, hogy a follikulushám megnyúlik, a follikulusok kolloid tartalma pedig csökken. A szövettani vizsgálatok alapján feltételezhető, hogy a mirigyállományban dominál a hormon felszabadító funkció. Ez a megfigyelés összhangban van a bibliográfiai adatokkal, melyek szerint glükokortikoid többlet hatására fokozódik a pajzsmirigyhormonok felszabadulása (Martino és mstai 2001, Menconi és mtsai 2006, Nadolnik 2012). A fokozott hormonleadás a szervezet hormonegyensúlyának felborulását eredményezi. Irodalmi adatok bizonyítják azt, hogy a pajzsmirigy érzékeny a glükokortikoid többletre (Martino és mtsai 2001, Menconi és mtsai 2006, Nadolnik 2012). A glükokortikoid többlet indirekt módon, a tireotrop sejtek révén hat a pajszmirigy működésére.

Kísérleti eredmények (Kis és Crăciun 2001, Kis és Crăciun 2005) bizonyítják azt, hogy a fluocinolos kezelés hatással van a hipofízis hormontermelő sejtjeire, főleg a szomatotrop, kortikotrop, gonadotrop és tireotrop sejtekre. A fluocinolonos kezelés hatására jelentős mértékben megváltozik a tireotrop sejtek ultrastruktúrája, csökken a szekréciós granulumok száma, ami a tireotrop hormon leadásának a csökkenéséhez vezet. A fluocinolonos kezelés okozta glükokortikoid többlet megváltoztatja a pajszmirigy hormontermelésének szabályozását, felborul a negativ feed-back mechanizmus, kiürül a pajzsmirigy és azt követően lecsökken a hormontermelés. A csökkent hormontermelést bizonyítja az a megállapítás is, miszerint a glükokortikoid többlet szignifikáns súlycsökkenést okoz fiatal fejlődésben levő és érett állatokban is. Különböző korosztályú Wistar patkányok növekedését vizsgálták fluocinolonos kezelést követően, és úgy a fiatalabb, mint az érettebb állatok növekedési ritmusa szignifikáns módon csökkent, ami a szomatotrop és tiroxin/trijódtironin egyensúlyának felborulásával magyarázható (Kis és Crăciun 2005).

A mellékvese-kéregállomány szövettani vizsgálatának eredményei

A mellékvese különböző eredetű és funkciójú szövetekből összeállt belső elválasztású mirigy. A mellékvese két különböző szerkezetű és működésű részből, a külső kéregből és a belső velőállományból áll.

A mellékvesekéreg három zónára tagolódik, amelyek eltérő enzimtartalmuk alapján különböző szteroid hormonok bioszintézisét végzik. Belső része a mellékvesevelő, amely az ereken és kötőszöveten kívül módosult, axon nélküli szimpatikus neuronokból áll illetve két katekolamin hormonja az adrenalin és a noradrenalin.

A külső rész a szteroid hormonokat szintetizáló mellékvesekéreg (8. ábra), amely azonban az ontogenézis során három, szövettani szerkezetében, enzimösszetételében és hormonprodukciójában eltérő rétegre differenciálódik. A keskeny zona glomerulosa (gomolyagos réteg) kívül, közvetlenül a mellékvese kötőszövetes tokja alatt helyezkedik el, ez a zóna nem összefüggő, hanem szigetekbe tömörült sejtekből áll, a mellékvesekéregnek mindössze körülbelül 5%-át képezi.

a.

b.

8. ábra. a) A mellékvesekéreg szövettani metszete kontroll állatokban, a- kéregállomány, b- velőállomány 10x. b) A mellékvesekéreg három rétege: a- zona glomerulosa, b- zona fasciculata, c- zona reticulata, Hematoxilin-Eozin festés, 20x.

A zona glomerulosa után következik a sugarasan rendezett sejtoszlopokból álló zona fasciculata (köteges réteg). A patkány mellékvese zona fasciculatájában glükokortikoidok képződnek (kortikoszteron). A kötegeket alkotó sejtek hólyagos szerkezetet mutatnak, ezért őket még spongiocitáknak is nevezik. Legbelül található a zona reticularist (hálozatos réteg) alkotó sejtkötegek hálózata (8. ábra).

A kezelt Wistar patkányok kéregállománya jóval kisebb. A fluocinolonnal kezelt patkányok köteges rétegében csak bizonyos sejtcsoportok tartják meg szerkezetüknek milyenségét, teljesen hiányoznak e rétegből a szekréciós granulumok (9. ábra). A sejtek nagy részénél megfigyelhető a szerkezeti változás. A szerkezeti változás hatására a sejtek működésképtelenek. Az első sejtcsoportnál megfigyelhetők világos és sötétebb sejtek. A világos sejteknek kevés a szekréciós granulumjai. A világos sejteknek sejtmagjuk gömb alakúak, kromatin állományúk ritka, valamint hiányzik a heterokromatin és a sejtmagvacska. A mitokondrium mátrixában levő kriszták száma és a citoplazmában az endoplazmatikus retikulumok és riboszómák száma redukálódik. A sötétebb sejtek valójában elöregedett sejtek, sejtmagjuk sűrűbb.

A második sejtcsoportnál megfigyelhetők vakuolizált mitokondriumok szakadt membránokkal, valamint a Golgi készülék és endoplazmatikus retikulum hiánya. A patkányok köteges rétege kis mennyiségben termel hormonokat. A sejtek nincsenek sugarasan rendeződve. Itt is megfigyelhetők a világos és a sötétebb sejtek csoportja. A világos sejtek sejtmagjai megközelítőleg gömb alakúak, a mitokondrium mátrixa és a citoplazmában levő sejtszervecskék ritkábbak. A világos sejtek kis mennyiségben tartalmaznak szekréciós granulumokat. A mitokondriumok nagy része vakuolizált, de a sejteknek a citoplazmájában megfigyelhetők kevés számban a szekréciós granulumok.

A mi kísérletünkben a fluocinolonnal kezelt Wistar patkányok mellékveséjének kéreg állománya jóval kisebb, a köteges rétegében csak bizonyos sejtcsoportok tartják meg normális szerkezetüket. A szerkezet változás hatására a sejtek működésképtelenek, így a hormonszint csökken. Az irodalmi adatok szerint a glükokortikoid többlet, gátolja az ACTH felszabadulását a szekréciós granulumokból (Tsigos és Chrousos 2002). ACTH hiányában nem következik be a koleszterin szállítása mellékvese sejtjeihez, így nem valósul meg kortikoid szintézis. Továbbá, a proliferációs folyamtok hiányában a mellékvese kéreg sorvadása következik be. Az irodalmi adatok is leírják, hogy az exogén glükokortikoid többlet gátolja a sejtek differenciálódását, mely a kéregállomány sorvadásához vezet (Tsigos és Chrousos 2002). A fluocinolon kezelés a kéregállomány atrófikus elváltozását okozza, gátlódik a kortikoszteron színtézis. Irodalmi adatok szerint a glükokortikoid többlet a hipofizeális STH sejtek ultrastruktúráját megváltoztatja, kevesebb STH termelődik ennek hatására a növekedés lassul.

a.

b.

9. ábra. a) A mellékvese kéregállományának szövettani metszete kezelt állatoknál, a-kéregállomány, b- velőállomány 10x. b) A mellékvese kéregállományának sejtcsoportjai, Hematoxilin-Eozin festés, 20x.

A máj szövettani vizsgálatának eredményei

A kontroll állatok májszövetében jól láthatók a májlebenykék (10. ábra), központjukban a centrális gyűjtőcsatornával.

a.

b.

10. ábra. a) A máj szövettani metszete kontroll állatokban, 10x. b) A jól elkülönült májlebenykék, Hematoxilin-Eozin festés, 20x.

A lebenykéket nagyon vékony kötőszöveti sövény választja el egymástól. A lebenykéktől sugárirányban a májgerendák haladnak.

a

b.

11. ábra. a) A májszövet metszete kezelt állatokban a lebenyezettség kevésbé szembetűnő, 10x. b) A máj lipidózis, Hurduc féle festés, 20x.

A kötőszöveti sövényben a lebenykék találkozásánál, megfigyelhető a Glisson triász mely a májkapu, a máj osztóér végelágazódását valamint az epevezetéket tartalmazza. A májsejt gerendák közt a szinuszoid hajszálerek jól láthatók.

a.

b.

12. ábra. a) Májsejtek szemcsézettsége látható erőteljesebben, mint a kontrollban. 20x, b) A májszövet kezdetleges fibrózisa, Hurduc féle festés, 20x.

A kezelt állatokban a májszövet (11. ábra) nagyon hasonlít a kontroll állatok májszövetéhez, jól elkülöníthetőek a májlebenykék, de a májsejtekben megfigyelhetők nagy számban a glikogéncseppek, szemcsézettség, továbbá látható lipidózis, kezdetleges fibrózis is (11. ábra, 12. ábra). A májszövet minimális módosulást mutat a kontroll állatok májszövetlhez viszonyítva.

Irodalmi adatok is alátámasztják, hogy a túlzott glükokortikoid a májban fokozza a glükoneogenézist, amely emeli a vércukorszintet (Macfarlane és mtsai 2008, Sloboda és mtsai 2002). Továbbá megnövekedik a glükokortikoidoknak köszönhetően a vérnyomás is (Macfarlane és mtsai 2008, Sloboda és mtsai. 2002).

A vese szövettani vizsgálatának eredményei

A kontroll állatok vesemetszetén normális szövettani szerkezet látható (13. ábra), kívül a kéregállomány, belül a vesemedence felőli részen a velőállomány. A kéregállományban jól működő vesetestecskék láthatók, melyek külső részét a Bowman tok borítja, belsejében érgomolyag látható. A vesetestecskék körül a proximális és disztális vesecsatornácskák láthatók. A csatornácskák falát egyrétegű köbhám borítja, aproximális csatornácskákban látható a mikrobolyhok a sejtek csúcsi részén. A velőállományban a gyűjtő csatornácskák illetve a Henle kacsok hossz- és keresztmetszetben látszanak. A Henle kacs falát laphám, míg a gyűjtő csatornácska falát köbhám borítja, mely mikroboholy nélküli.

A fluocinolonnal kezelt állatokban a vesemetszet (14. ábra) lényegesen eltér a kontroll állatok vesemetszetétől, nefritisz jellegű disztrófia látható. Ami nagyon szembetűnő az, hogy a vesetestecskék száma jóval kisebb, mint a kontroll állatok vesemetszetén. A Bowman-tok zsugorodott, beleolvad a csatornácskák környezetébe, nehezen felismerhető. Helyenként a Bowman-tok belsejében hialinoid elváltozás látható, pontosabban az érfal alaphártyája megvastagodott, ami az ultraszűrés folyamatát megváltoztatja. Helyenként a vese csatornácskák falában nekrotikus elváltozás látható, a hámsejtek sejtmagjai piknotikusak, a sejthártyák pedig felszakadtak. A vese csatornácskák között gyakori a bevérzés, ami a visszaszívódást illetve a szekréciót akadályozza. A bevérzések, az atrófikus vesetestecskék arra engednek következtetni, hogy a fluocinolonos kezelés okozta glükokortikoid többlet érszűkítő hatása miatt, az érgomolyagok sorvadnak, míg a veseszövet többi részében hiperémia lép fel, ami a vese csatornácskák falát alkotó sejtek nekrózisához vezet (14. ábra).

a.

b.

13. ábra. a) A vese szövettani metszete kontroll állatokban, látható sok Bowman tok érgomolyaggal, 10x. b) A vese normális szerkezete, Hematoxilin-Eozin festés, 20x.

a.

b.

14. ábra. a) A vesemetszete kezelt állatokban, 10x. b) A vesemetszeten nefritisz jellegű disztrófia látható, a Bowman tok zsugorodott beleolvad a csatornácskák környezetébe, nehezen felismerhető, az érgomolyagok száma kisebb. Az egyik nyíl a vesecsatornácskában levő hámsejtek nekrózisát mutatja. Hurduc féle festés, 20x.

Továbbá az érgomolyagon belül vérzés is látszik, de a csatornácskák között is, tehát van hiperémia, ami a véredények összehúzódására utal (14. ábra). Ebből lehet következtetni arra, hogy a glükokortikoidok érszűkítő hatásúak. Ezt bizonyítja az is, hogy a béta blokkolok enyhítik a glükokortikoidok mellékhatását ( Kis és mtsai 2001, Kis és Crăciun 2003 a, b)

Ez a kísérleti eredmény őszhangban más, hasonló jellegű kutatások eredményeivel, melyek szerint a glükokortikoid többlet érkárosító hatású, melynek eredményeképpen a vérnyomás fokozódik. A hosszú távú kezelések során a fokozott vérnyomás szív és érrendszeri megbetegedést okozhat, ami a vesék működését is megváltoztatja. Számos kísérleti eredmény bizonyítja, hogy a dexamethasonos kezelés glomerulosklerózist okoz, szignifikánsan csökken a glomeruluszok száma, úgy a hím, mint a nőstényjuhokban (Singh és mtsai 2012). Hasonló jellegű eredményeket mutattak ki egereken végzett dexamethasonos kezelés során is, a nefronok száma és a glomeruláris filtráció jelentősen csökkent (Woods és Week 2005), Wade és munkatársai 1979–ben a disztális vese csatornácskák alaphártyájának megvastagodását megfigyelték kortizolos kezelést követően.

A mi kísérleti körülményeink között a fluocinolonnal kezelt állatokban a vesemetszet lényegesen eltér a kontroll állatok vesemetszetétől. Moritz és mtsai 2012-ben, Woods és Weeks 2005-ben Ortiz és mtsai 2003-ban tanulmányozták, hogy az exogén glükokortikoidok, csökkentik a juh magzat vesékben a nefronok kialakulását. A vemhes juhokat dexamethasonnal, kortizollal kezelték, rájöttek, hogy a kezelt egyedek glomeruláris száma 40, ami 25%-al kevesebb, mint a kontrol csoporté. Megfigyelték, hogy magas volt az artériás vérnyomás illetve nőtt a glomeruláris filtrációnak a rátája. A megszületett bárányokban a nefron szám csökken, míg a felnőtt kezelt juhok esetében az artériás vérnyomás emelkedett. A csökkent nefron szám hozzájárul a magas vérnyomás kialakulásáért. Ugyan ezek a változások figyelhetők meg más emlősöknél is, mint például a patkánynál, nyúlnál, egérnél, babuinnál. A vemhes patkány kortikoszteron szintjének a növekedése, a megszületendő utódokban vérnyomás növekedést és a vesében található nefronok számának a csökkenéséhez vezet. Továbbá hiperglikémiát, glükóz intoleranciát, hiperinzulinémiát okoz.

Gravimetrikus és biokémiai vizsgálatok

A test- és szervtömeg változása a kezelés során

A kísérlet során mért kezelt és kontroll állatok testtömegét az 1. táblázatban foglaltuk össze. A táblázat értékei alapján megállapítható, hogy a kezelés során a kontroll csoportban a testtömeg enyhe növekedése, míg a fluocinolonnal kezelt állatoknál a testsúlynak a csökkenése figyelhető meg. Már a második napon kezelés előtt, megfigyelhető testsúlynak a 2,15%-os csökkenése (1. táblázat, 15. ábra). A kezelés végén lemért állatok testsúlya szignifikánsan csökkent 14,56%-al (P <0,01) (1. táblázat, 15. ábra). A hipofízis által termelt STH hormon szintje a glükokortikoid többlet hatására csökken. Ezzel magyarázható a patkányok testsúlyának és fejlődésének a csökkenése és a patkányok fejlődése. A Fluocinolon-acetonid N kezelés bizonyítja, hogy a glükokortikoidok nagymértékben befolyásolják a növekedést.

táblázat. A testtömeg változása a fluocinolonos kezelés során. A ± az átlagértéket szemlélteti. A % az előző értékek változásait. A P érték összehasonlítása a kezdeti súllyal.

15. ábra. A kezelt és kontroll állatok testsúlyának a változása a kezelés alatt (FC- Fluocinolonnal, K- Kontroll.

A kísérlet során a kezelt állatok pajzsmirigytömegének csökkenése figyelhető meg, a kapott értékek nem szignifikánsak, de a grafikon alapján enyhe súlycsökkenés figyelhető meg (16. ábra). A szövettani eredmények összefüggésben vannak a gravimetrikus vizsgálatok eredményeivel. A pajzsmirigy tömegcsökkenését a follikulusok kolloid tartalmának csökkenésével magyarázhatjuk, mely a fokozott hormonleadásnak az eredménye.

16. ábra. A kezelt és kontroll állatok pajzsmirigyének tömegváltozása

A kísérlet során a kezelt állatok mellékveséjének tömege jelentősen csökken a kapott értékek nem szignifikánsak, de a grafikon alapján enyhe súlycsökkenés figyelhető meg (17. ábra).

17. ábra. A kezelt és kontroll állatok mellékveséjének tömegváltozása.

A szövettani eredmények összefüggésben vannak a gravimetrikus vizsgálatok eredményeivel. A mellékvesék tömegcsökkenését a köteges réteg vastagságának csökkenésével magyarázhatjuk, mely exogén glükokortikoidok hatására gátolják a mellékvese tok sejtjeinek a regenerációját és differenciálódását. A hormonegyensúly felbomlása első sorban az alapanyagcsere megváltozásában tükröződik, ami a mi kísérleti körülményeink között a testtömeg visszaesésében és a szervek tömegének, csökkenésében nyilvánul meg.

A vércukorszint és a máj glikogén tartalmának változása fluocinolonnal történő kezelés hatására

A kísérlet során mért, kezelt és kontroll állatok vércukorszint értékét és a májban a glikogénszint értéket a 2. táblázatban foglaltuk össze. A táblázat értékei alapján megállapítható, hogy a kezelés során a fluocinolonnal kezelt állatokban a vércukorszint növekedett és a máj glikogén tartalma is.

2. táblázat. A vércukorszint és máj glikogén tartalom változása Fluocinolon kezelés során

Közismert, hogy a glükokortikoidok elsősorban a szénhidrát anyagcserére hatnak, vércukorszint emelő hatásuk van, mert serkentik a glükoneogenézis. Az 18. ábra alapján megállapítható, hogy a kezelés során a fluocinolonnal kezelt állatoknál a vércukorszint növekedett 117,46 % -al (18. ábra, 2. táblázat). A glükokortikoid többlet szteroid diabéteszt okoz (Oyer és mtsai 2006).

A vércukorszint szignifikáns növekedése mellett megfigyelhető, hogy a májban a glikogenézis fokozódik, így növekedik a máj glikogén tartalma. Az ábra alapján megállapítható, hogy a kezelés során a fluocinolonnal kezelt állatoknál a máj glikogén szintje növekedett 1257,39 % (P <0,001) (2. táblázat, 18. ábra). Tartósan fokozott glükokortikoid hatás esetén kezdetben inzulin rezisztencia, majd cukorbetegség alakul ki.

18. ábra. A kezelt és kontroll állatok vércukorszint és máj glikogén tartalom változása.

Következtetések

A dolgozatban a Fluocinolon-acetonid N kenőcs hatását tanulmányoztam Wistar patkány pajzsmirigy, mellékvese, máj és vese szerveiben. A Fluocinolon-acetonid N kenőcs egy szintetikus mellékvesekéreg hormon származék, amely a következő változásokat okozza a Wistar patkány szerveiben:

Az exogén glükokortikoid többlet hatására változik a mellékvese kéreg, enyhe atrófia állapítható meg.

Az exogén glükokortikoidok a májszövetben szövettani módosulást okoznak, megfigyelhetők nagyszámban a glikogéncseppek.

Az exogén glükokortikoiddal kezelt állatok vércukorszintje növekedik és a máj glikogén tartalma is.

A fluocinolonnal kezelt állatokban a vesemetszeten, nefritisz jellegű disztrófia látható

A fluocinolon kezelés az állatokban testsúly, pajzsmirigy és mellékvese tömegének jelentőscsökkenését eredményezi.

Irodalomjegyzék

Arsov, B., Popadic, S., Nikolic, M. (2011) Bullous lichen planus in childhood. J. Dermatol. Venerol. 3 (1), 28-32.

Bartholome, B., Spies, C. M., Gaber, T., Schuchmann, S., Berki, T., Kunkel, D., Bienert, M., Radbruch, A., Burmester, G. R., Lauster, R., Scheffold, A., Buttgereit, F. (2004)Membrane glucocorticoid receptors (mGCR) are expressed in normal human peripheral blood mononuclear cells and up-regulated after in vitro stimulation and in patients with rheumatoid arthritis. Faseb J, 18, 70-80.

Berki, T., Boldizsár, F., Szabó, M., Talabér, G., Varecza, Z. (2011) Jelátvitel (Orvosi biotechnológia). Pécsi Tudományegyetem, Medicina Könyvkiadó, Pécs.

Burén, J., Liu, H.X., Jensen, J., Eriksson, J.W. (2002) Dexamethasone impairs insulin signalling and glucose transport by depletion of insulin receptor substrate-1, phosphatidylinositol 3-kinase and protein kinase B in primary cultured rat adipocytes. Eur J Endocrinol. 146(3), 419-429.

Buttgereit, F., Burmester, G. R. and Brand, M. D. (2000) Bioenergetics of immune functions: fundamental and therapeutic aspects. Immunol, 21, 192-199.

Buttgereit, F., Scheffold, A. (2002) Rapid glucocorticoid effects on immune cells. Steroids,67, 529-534.

Cook, R.P. (1958) Cholesterol. Academic Press, New York.

Csikós Gy., Kovács A.L., Molnár K., László L., Pálfia Zs., Zboray G. (2012) Szövettani és sejtbiológiai viszgálómódszerek. Fénymikroszkópia. pp. 27-33. Eötvös Loránd Tudományegyetem, Medicina Könyvkiadó, Budapest.

Duma, D., Jewell, C.M., Cidlowski, J. A. (2006) Multiple glucocorticoid receptor isoforms and mechanisms of post-translational modification. J Steroid Biochem Mol Biol, 102(1-5), 11-21.

Erdei A., Sármay G., Prechl J. (2012) Immunológia. A limfociták antigén-felismerő receptorkészletének kialakulása, a limfociták túlélése és érése a limfoid szövetekben. pp. 314-317. Medicina Könykiadó, Budapest.

Fain, J. N. (1979) Inhibition of glucose transport in fat cells and activation of lipolysis by glucocorticoids. Monogr Endocrinol, 12, 547-560.

Fiel, S. B., Vincken, W. (2006) Systemic corticosteroid therapy for acute asthma exacerbations. J Asthma, 43(5), 321-331.

Fonyó A. (2011) Orvosi élettan. A mellékvese kéreg működése. pp. 679-695., Medicina Könykiadó, Budapest.

Frego, L., Davidson, W. (2006) Conformational changes of the glucocorticoid receptor ligand binding domain induced by ligand and cofactor binding, and the location of cofactor binding sites determined by hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry. Protein Science, 15, 722–730.

Gounarides, J. S., Korach-André, M., Killary, K., Argentieri, G., Turner, O., Laurent, D. (2008) Effect of dexamethasone on glucose tolerance and fat metabolism in a diet-induced obesity mouse model. Endocrinology, 149(2), 758-766.

Grigoriadis, A., Heersche, J.N.M., Aubin, J.E. (1988) Differentiation of muscle, fat, Cartilage, and bone from progenitor cells present in a bone-derived clonal cell population: Effect of dexamethasone. J Cell Biol, 106, 2139-2151.

Grunfeld, J. P., Eloy, L. (1987) Glucocorticoids modulate vascular reactivity in the rat. Hypertension, 10, 608-618.

Hagymási, K., Tulassay, Zs. (2013) Autoimmun májbetegségek átfedő szindrómáinak áttekintése. Orvosi Hetilap, 154, 923-929.

Hans, P., Vanthuyne, A., Dewandre, P.Y., Brichant, J.F., Bonhomme, V. ( 2006) Blood glucose concentration profile after 10 mg dexamethasone in non-diabetic and type 2 diabetic patients undergoing abdominal surgery. Br J Anaesth, 97(2), 164-170.

Herold, M. J., McPherson, K.G., Reichardt, H.M. (2006) Glucocorticoids in T cell apoptosis and function. Cell Mol Life Sci, 63(1), 60-72.

Kalinyak, J. E., Dorin, R.I., Hoffman, A.R., Perlman, A. J. (1987) Tissue-specific regulation of glucocorticoid receptor mRNA by dexamethasone. J Biol Chem, 262, 10441-10444.

Kino, T., Su, Y.A., Chrousos, G.P. (2009) Human glucocorticoid receptor isoform beta: recent understanding of its potential implications in physiology and pathophysiology. Cell Mol Life Sci, 66(21), 3435-3448.

Kis, E., Crăciun, C. (2001) Studiul comparativ al efectului tratamentului cu Fluocinolon-acetonid N asupra unor parametri structurali și gravimetrici la șobolani prepuberi și puberi. Cell. Mol. Biol, 6, 172-184.

Kis, E., Sandu, V.D., Pașca, C., Crăciun, C. (2001) Efectul antiglucocorticoid al propranololului, „Studia Univ. Babeș-Bolyai”, Biol, 56(2), 83-93.

Kis, E., Crăciun, C. (2003a) Atenuarea modificărilor structurale și metabolice induse de excesul glucocorticoidic prin administrarea de propranolol, “Stud. Univ. Babeș-Bolyai“, Biol, 48(1), 67-79.

Kis, E., Crăciun, C. (2003b) Atenuarea modificărilor gravimetrice induse de tratamentul cu Fluocinolon-acetonid prin administrarea de propranolol, “Stud. Univ. Babeș-Bolyai”, Biol, 48(2), 83-88.

Kis, E., Crăciun, C. (2005) Efecte secundare ale unor glucocorticoizi topici. Ed. Risoprint, Cluj-Napoca.

Kiss, E., Kiss, Cs., Poór, Gy. (2011) Szisztémás autoimmun betegségek és terhesség. Orvosi hetilap, 152, 1715-1723.

Kufe, D. W., Pollock, R. E., Weichselbaum R. R. (2003) Physiologic and Pharmacologic Effects of Corticosteroids. Holland-Frei Cancer Medicine, Decker Press, Hamilton.

Lowenberg, M., Verhaar, A. P., van den Brink, G. R., Hommes, D. W. (2007) Glucocorticoid signaling a nongenomic mechanism for T-cell immunosuppression. Trends Mol Med, 13, 158-163.

Luisi, B. F., Xu, W. X., Otwinowski, Z., Freedman, L. P., Yamamoto, K. R., Sigler, P. B. (2003) Crystallographic analysis of the interaction of the glucocorticoid receptor with DNA. Nature, 352(6335), 497-505.

Lundgren, M., Burén, J., Ruge, T., Myrnäs, T., Eriksson, J. W. (2004) Glucocorticoids down-regulate glucose uptake capacity and insulin-signaling proteins in omental but not subcutaneous human adipocytes. J Clin Endocrinol Metab, 89(6), 2989-2999.

Macfarlane, D.P., Forbes, S., Walker, B.R. (2008) Glucocorticoids and fatty acid metabolism in humans: fuelling fat redistribution in the metabolic syndrome. J Endocrinol, 197, 189-204.

Manojlović-Stojanoski, M., Nestorović, N., Milošević , V. (2012) Prenatal glucocorticoids short-term benefits and long-term risks. Folia histochem cytobiol, 14, 337-390.

Martino, E., Bartalena, L., Bogazzi, F., Braverman, L.E. (2001) The effects of amiodarone on the thyroid. Endocr Rev, 22(2), 240-254.

Menconi, F., Marinò, M., Pinchera, A., Rocchi, R., Mazzi, B., Nardi, M., Bartalena, L., Marcocci, C. (2007) Effects of total thyroid ablation versus near-total thyroidectomy alone on mild to moderate graves’ orbitopathy treated with intravenous glucocorticoids. J Clin Endocrinol Metab, 92(5), 1653-1658.

Miller, A. L., Webb, M. S., Copik, A. J., Wang, Y., Johnson, B. H., Kumar, R., Thompson, E. B. (2005) p38 mitogen-activated protein kinase (MAPK) is a key mediator in glucocorticoid-induced apoptosis of lymphoid cells: correlation between p38 MAPK activation and site-specific phosphorylation of the human glucocorticoid receptor at serine 211. Mol Endocrinol, 19(6), 1569-1583.

Moisiadis, V. G., Matthews, S. G. (2014) Glucocorticoids and fetal programming mechanisms. Nat Rev Endocrinol, 10, 403–411.

Moritz, K. M., De Matteo, R., Dodic, M., Jefferies, A. J., Arena, D., Wintour, E. M., Probyn, M. E., Bertram, J. F., Singh, R. R., Zanini, S., Evans R. G. (2012) Prenatal glucocorticoid exposure in the sheep alters renal development in utero: implications for adult renal function and blood pressure control. J Physiol Regul Integr Comp Physiol, 301, 500-509.

Mureșan, E., Gaboreanu, M., Bogdan, A. T., Baba, A. I. (1974) Tehnici de histologie normală și patologică. Ed. Ceres, București.

Nadolnik, L. (2012) Role of glucocorticoids in regulation of iodine metabolism in thyroid gland: Effects of hyper-and hypocorticism. InTech, 12, 265-302.

Nicolaides, N. C., Galata, Z., Kino, T., Chrousos, G. P., Charmandari, E. (2010) The human glucocorticoid receptor: molecular basis of biologic function. Steroids, 75(1), 1-12.

Nyirenda, M. J., Secki, J. R., Cleasby, M. (2000) Glucocorticoids, 11b-hydroxysteroid dehydrogenase, and fetal programming. KI, 57, 1412-1417.

O’Sullivan, L., Cuffe, J. S. M., Paravicini, T. M., Campbell, S., Dickinson, H., Singh, R. R., Gezmish, O., Black, M. J., Moritz, K. M. (2013) Prenatal exposure to dexamethasone in the mouse alters cardiac growth patterns and increase pulse pressure in aged male offspring. Journal Pone, 8, 1-11.

Olefsky, J. M. (1975) Effect of dexamethasone on insulin binding, glucosetransport, and glucose oxidation of isolated rat adipocytes. J Clin Invest, 56, 1499-1508.

Ortiz, L. A., Quan, A., Zarzar, F., Weinberg, A., Baum, M. (2003) Prenatal dexamethasone programs hypertension and renal injury in the rat. Hypertension, 41, 328-334.

Oyer, D., Shah, A., Bettenhausen, S. (2006) How to manage steroid diabetes in the patient with cancer. J Sup Oncol, 4, 479-483.

Peixoto, E. B. M. I., Collares-Buzato, C. B. (2005) Modulation of the epithelial barrier by dexamethasone and prolactin in cultured MadineDarby canine kidney (MDCK) cells. Cell Biology, 30, 101-113.

Prcic, S., Matic, A., Matic, M., Petrovic, A., Djuran, V., Gajinov, Z. (2012) Henna tattoo contact dermatitis. Eur J Med, 7(1), 124-128.

Saadoun, S., Papadopoulo, M. C., Davied, D. C., Bell, B. A., Krishna, S. (2002) Increased aquaporin 1 water channel expression inhuman brain tumours. BJC, 87, 621-623.

Singh, R. R., Cuffe, J. S. M., Moritz, K. M. (2012) Short and long term effects of exposure to natural and synthetic glucocorticoids during development. AuPS, 43, 57-69.

Sloboda, D. M., Newnham, J. P., Challis, J. R. G. (2002) Repeated maternal glucocorticoid administration and the developing liver in fetal sheep. J Endocrinol, 175, 535-543.

Smoak, K. A., Cidlowski, J. A. (2004) Mechanisms of glucocorticoid receptor signaling during inflammation. Mech Ageing Dev, 125, 697-706.

Snedecor, G. W., Cochran, W. G. (1989)  Statistical Methods. Iowa State University Press, Ames.

Stalmans W, Laloux M. (1979) Glucocorticoids and hepatic glycogen metabolism. Monogr Endocrinol, 12, 517-533.

Stavreva, D. A., Wiench, M., John, S., Conway-Campbell, B. L., McKenna, M. A., Pooley, J. R., Johnson, T. A., Voss, T. C., Lightman, S. L., Hager, G. L. (2009) Ultradian hormone stimulation induces glucocorticoid receptor-mediated pulses of gene transcription. Nat Cell Biol,11, 1093-1102.

Stewart, P. M., Boulton, A., Kumar, S., Clark, P.M., Shackleton, C. H. (1999) Cortisol metabolism in human obesity: impaired cortisone cortisol conversion in subjects with central adiposity. J Clin Endocrinol Metab, 84, 1022-1027.

Stojkovic, T., Tiodorovic, J., Ljubenovic, M., Davidovic, M. (2006) High frequency ultrasound in therapy effect assessment of Fluocinolene acetonide in patients with psoriasis vulgaris. Acta Fac Med Naiss, 23(4), 203-207.

Stolte, E. H., van Kemenade, B. M., Savelkoul, H. F., Flik, G. (2006) Evolution of glucocorticoid receptors with different glucocorticoid sensitivity. J Endocrinol, 190, 17-28.

Tsigos, C., Chrousos, G. P. (2002) Hypothalamic–pituitary–adrenal axis, neuroendocrine factors and stress. J Psychosom Res, 53, 865-871.

Tulassay Z. (2011) Belgyógyászat alapjai. A mellékvese betegségei. pp. 326-330., Medicina Könyvkiadó, Budapest.

Wade, J. B., O'Neil, R. G., Pryor, J. L., Boulpaep, E. L. (1979) Modulation of cell membrane area in renal collecting tubules by corticosteroid hormones. J Cell Biol, 81, 439–445.

Waldron, N. H., Jones, C. A., Gan, T. J., Allen, T. K., Habib, A. S. ( 2013) Impact of perioperative dexamethasone on postoperative analgesia and side-effects: systematic review and meta-analysis. Br J Anaesth, 110, 191-200.

Woods, L. L., Weeks, D. A. (2005) Prenatal programming of adult blood pressure: role of maternal corticosteroids. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol, 289, 955-962.

Kivonat

A dolgozatomban a Fluocinolon-acetonid N kenőcs hatását vizsgáltuk Wistar patkány pajzsmirigy, mellékvese, máj és vese szerveiben, valamint megnéztük a vércukorszint és májglikogén tartalom változásait. A Fluocinolon-acetonid N kenőcs egy szintetikus mellékvesekéreg hormon származék, glükokortikoid. Hazánkban is nagymértékben használják, mivel gyulladáscsökkentő, viszketéssel és fokozott elszarusodással társuló heveny és súlyos, nem fertőzött, száraz bőrgyulladások helyi kezelésére alkalmazzák, mint például atópiás ekcémára, seborrhoeás bőrgyulladásra, durva, viszkető bőrre, súlyos pikkelysömörre allergiás reakció okozta bőrgyulladásra. A dolgozatban a célom az, hogy megvizsgáljam a Fluocinolon- acetonid N kenőccsel kiváltott glükokortikoid többlet, hatással van-e az anyagcserében fontos szerepet játszó szervek mellékvese, pajzsmirigy, máj, vese szerkezetére, működésére? A rövidtávú kezelés milyen mértékű  változásokat okoz a cukoranyagcserében? A glükokortikoid többlet befolyásolja-e az állatok növekedési, fejlődési ritmusát?

Az eredményeink kimutatták, hogy Fluocinolonos kezelés fokozza a pajzsmirigy működését, a pajzsmirigyhormonok felszabadulását. A glükokortikoid többlet indirekt módon, a tireotrop sejtek révén hat a pajzsmirigy működésére. Az exogén glükokortikoid többlet hatására változik a mellékvese kéreg szerkezete, a májszövetben minimális módosulást okoznak, megfigyelhetők nagyszámban glikogéncseppek. Továbbá állatokban a vesemetszet lényegesen eltér, nefritisz jellegű disztrófia látható. Testsúly, pajzsmirigy, mellékvese csökkenést eredményez. A kezelt állatok vércukorszintje növekedik és a máj glikogén tartalma is.

Rezumat

În lucrarea de disertație am urmărit efectul unguentului Fluocinolon acetonid N la șobolanii Wistar. Am analizat efectele glucocorticoidului pe tiroidă, suprarenale, ficat, nivelul glucozei în sânge, conținutul glicogenului hepatic. Unguentul este un derivat sintetic al hormonului corticosuprarenalian, glucocorticoid. În țara noastră foarte multă lume folosește deoarece are efecte pe eczeme întinse corticosensibile și alte dermatite acute și cronice infectate sau susceptibile de a se infecta, dermatite atopice, neurodermite, dermatite de contact, dermatite seboreice, lichen simplu cronic, dermatite de stază, dermatite exfoliative, psoriazis. În lucrarea de disertație am avut scopul de a analiza excesul de glucocorticoizi indus de unguent. Am analizat dacă aceasta afectează metabolismul, și dacă modifică structura și funcționarea organelor enumerate mai sus. Tratamentul de scurtă durată determină modificări în metabolismul zahărului? Excesul de glucocorticoizi poate afecta creșterea și ritmul de dezvoltare a animalelor?

Rezultatele noastre au arătat că tratamentul cu Fluocinolon crește funcționarea tiroidei și eliberarea hormonului tiroidian. Excesul de glucocorticoid de origine exogenă, realizat prin absorbția transcutană a dermocorticoidului Fluocinolon la șobolani prin celulele tireotrope modifică funcționarea tiroidei. Excesul de glucocorticoid modifică structura cortexului suprarenal și apar modificări minime în structura țesutului hepatic, apare glicogenul în cantități mari. Ca urmare scade greutatea corporală, greutatea tiroidei și suprarenalei, crește concentrația glucozei libere și cantitatea glicogenului.