Rezumatul tezei de Doctorat [620244]

UNIVERSITATEA DE MEDICINĂ ȘI FAR MACIE „IULIU HAȚIEGANU” CLUJ‐NA POCA 
 
Rezumatul tezei de Doctorat 
 
FACTORI  IMPLICA ȚI ÎN REGENERAREA  NERVOAS Ă DIN SISTEMUL  
NERVOS  PERIFERIC  
 
Conducător științific: 
Prof. Dr . Simona Tache                                                    D o c t o r a n d :  
Anne­Marie Chindriș (căs. Constantin)  
 
Cluj‐Napoca 2012 
CUPRINS  
ABREVIERI  ………………………………………………………………………………………………………………. …………………………… 12 
INTRODUCERE  ………………………………………………………………………………………………………………. …………………….. 13 
STADIUL  ACTUAL AL CUNOAȘTERII …………………………………………………………………………………………………… 15 
1.  Fibrele nervoase  ………………………………………………………………………………………………………………. ……………………………. 17 
1.1.  Consideraț ii generale …………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………….17 
1.1.1.  Clasificarea  fibrelor nervoase……………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………18 
1.1.2.  Structura fibrelor nervoase………………………. ……………………………………………………… …………………………………………………….19  
1.1.2.1.  Teaca conjunctivă……………………………… ……………………………………………………… …………………………………………………..19 
1.1.2.2.  Tea ca Schwann…………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………19 
1.1.2.3.  Teaca  de mielină………………………………. ……………………………………………………… …………………………………………………….19  
1.2.  Structura ner vilor periferici………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………..20 
2.  Degenerescen ța și regenerarea  fibrelor nervoase………………………………………………………………………. 21 
2.1.  Degener escența …………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………..21 
2.1.1.  Degeneresce nța walleriană………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………21 
2.1.2.  Degeneresce nța retrogradă………………………… ……………………………………………………… …………………………………………………..22 
2.2.  Regen erarea ……………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………22 
2.2.1. Factori care influențează  regenerarea nervilor periferic i…………………………………………………….. …………………………..23 
2.2.1.1.  Factori endogeni care s timulează regenerarea nervilor  periferici……………………………………………. ………..24 
Factori genetici ………………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………24 
Factori de c reștere ……………………………………. ……………………………………………………… ………………………………………..26 
Factori endogeni antioxidanți  ………………………….. ……………………………………………………… ……………………………..27 
2.2.1.2.  Factori exogeni care st imulează regenerarea nervilor  periferici  …………………………………………… ………….28 
Factori antioxidanți exogeni ……………………………. ……………………………………………………… ……………………………….28 
Suplimente hormonale …………………………………… ……………………………………………………… ………………………………….29 
Suplimente vitaminice ………………………………….. ……………………………………………………… …………………………………..30 
Medicamente neur oprotectoare ……………………………. ……………………………………………………… ………………………..30 
Factori fizici ………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………….31 
Materiale utilizate în bioinginerie ……………………… ……………………………………………………… ……………………………32 
Efortul fizic………………………………………….. ……………………………………………………… ………………………………………………..32 
CONTRIBU ȚIA PERSONAL Ă ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………..33 
1.  Obiective ………………………………………………………………………………………………………. ………………………………….. 35 
2.  Metodologia  generală………………………………………………………………………………………………………………. ……..37 
2.1.  Tehnica de inducere a leziunii nervoase……………… ……………………………………………………… …………………………………………………..37 
2.2.  Metode fiziologice experimentale……………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ..38 
2.2.1. Determinarea funcțională  originală a indicelui sciatic f uncțional……………………………………………… …………………….38 
2.2.2.  Determinarea timpului de  latență prin testul algic term ic……………………………………………………. ………………………….38 
2.3. Determinări b iochimice serice……………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……38 
2.3.1. Recoltarea pr obelor biologice……………………… ……………………………………………………… …………………………………………………..38 
2.3.2. Indicatorii biochimici ai balanței O/AO…………….. ……………………………………………………… …………………………………………..39 
2.4. Analiza his topatologică…………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………..40 
2.5. Protocolul general…………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………….41 
2.6. Analiza statistică…………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………….41 
3. Studiul 1 – Evaluarea  funcțională a regenerării nervilor  periferici  ………………………………………….. 43 
3.1. Introducere……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………….43

3.2. Obiective ………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..44 
3.3. Material  și metodă  ……………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………44 
3.4. Rezultate…………………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………….46 
3.5. Discuții………………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………….48 
3.6. Concluzii  ……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..50 
4. Studiul 2 – Efectele melatoninei  în regenerarea  nervului  sciatic ………………………………………………. 51 
4.1. Introducere……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………….51 
4.2. Obiective ………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..52 
4.3. Material  și metodă  ……………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………52 
4.4. Rezultate…………………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………….52 
4.5. Discuții………………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………….58 
4.6. Concluzii  ……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..60 
5. Studiul 3 – Efectele chitosanului  în regenerarea  nervului  sciatic ……………………………………………… 61 
5.1. Introducere……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………….61 
5.2. Obiective ………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..61 
5.3. Material  și metodă  ……………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………62 
5.4. Rezultate…………………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………….62 
5.5. Discuții………………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………….67 
5.6. Concluzii  ……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..68 
6. Studiul 4 – Efectele coenzimei  Q10 în regenerarea  nervului  sciatic …………………………………………. 69 
6.1. Introducere……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………….69 
6.2. Obiective ………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..70 
6.3. Material  și metodă  ……………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………70 
6.4. Rezultate…………………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………….71 
6.5. Discuții………………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………….75 
6.6. Concluzii  ……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..76 
7. Studiul 5 – Efectele atorvastatinei  în regenerarea  nervului  sciatic …………………………………………… 77 
7.1. Introducere……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………….77 
7.2. Obiective ………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..77 
7.3. Material  și metodă  ……………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………78 
7.4. Rezultate…………………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………….78 
7.5. Discuții………………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………….82 
7.6. Concluzii  ……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..84 
8. Studiul 6 – Efectele efortului  fizic în regenerarea  nervului  sciatic ……………………………………………. 85 
8.1. Introducere……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………….85 
8.2. Obiective ………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..86 
8.3. Material  și metodă  ……………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………86 
8.4. Rezultate…………………………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………….87 
8.5. Discuții………………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………….91 
8.6. Concluzii  ……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..92 
9. Discuții generale……………………………………………………………………………………………………….. ……………………… 93 
9.1. Anali za ISF……………………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………93 
9.2. Analiza timpului de latență…………………………. ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……….94 
9.3. Analiza parametrilor biochimici……………………… ……………………………………………………… ……………………………………………………… ….95 
9.4. Corelații între parametrii determinați……………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… 98 
9.5. Analiza his topatologică…………………………….. ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………..99 
10. Concluzii  generale    ………………………………………………………………………………………………………………. ……….101 
11. Originalitatea  și contribu țiile inovatoare  ale tezei ……………………………………………………………………. 103 
REFERIN ȚE……………………………………………………………………………………………………………… …………………………….. 105 
 
 
Cuvinte cheie: nerv sciatic, regenerare, melat onină, chitosan, CoQ10, atorvast atină, efort  
 
 
INTRODUCERE  
Atât în viața de zi cu zi, dar mai frecvent la sportivi, pot ap are traumatisme care afectează diferiți 
nervi periferici. Recuperarea mo rfologică și funcțională a nerv ilor lezați și factorii care pot accelera aceste 
procese devin astfel importante pentru activitatea fizică, pent ru bunăstarea și calitatea vieții. 
Într‐o fibră nervoasă lezată, segmentul distal, separat de corp ul celular neuronal, suferă un proces 
de degenerare, iar în cadrul seg mentului proximal apare, de ase menea, o degenerare traumatică.  
Factorii care stimulează regenera rea fibrelor nervoase periferi ce sunt de două tipuri, endogeni și 
exogeni. Printre factorii endoge ni se numără factorii genetici  și expresia lor, factor ii de creștere, factorii 
a n t i o x i d a n ț i  e n d o g e n i .  A d m i n i s t r a r e a  a  n u m e r o a s e  s u b s t a n ț e  e x o g ene  (antioxidanții  exogeni,

suplimentele  hormonale  și  vitami nice,  medicamentele  neuroprotec toare)  poate  favoriza  regenerarea 
fibrelor  nervoase  periferice  afectate  de  un  traumatism.  De  asem enea,  există  factori  fizici  (câmpuri 
magnetice, curent electric) impl icați în regenerarea nervoasă p eriferică. Efectele neuroprotectoare și 
stimulante ale factorilor exogen i pot fi folosite cu succes în  practica clinică.  
 
CONTRIBU ȚIA PERSONAL Ă 
Ipoteza de lucru. Obiective  
În încercarea de a stabili o metodă terapeutică eficientă în îm bunătățirea recuperării funcționale a 
nervului  periferic  lezat,  au  fos t  propuse  numeroase  preparate  ș i  căi  de  administrare  ale  acestora. 
Cercetarea efectuată se bazează  pe studii experimentale și are  ca scop stabilirea unei m etode eficiente de a 
evalua recuperarea funcțională după lezarea unui nerv periferic  și evidențierea rolului unor agenți cu 
potențial antioxidant, în favori zarea regenerării nervoase.  
Obiectivele studiilor experimentale efectuate au fost următoare le: 
1. realizarea unui model experimental de leziune nervoasă pe nerv  sciatic la șobolan; 
2. evaluarea gradului de recuperare  funcțională a nervului lezat p rin teste adecvate; 
3. evaluarea  eficienței  terapiei  antioxidante  a  unor  factori  farma cologici  și  a  efortului  fizic 
asupra regenerării fibrelor nervoase;  
4. efectuarea  unor  determinări  biochimice  pentru  aprecierea  rolulu i  balanței 
oxidanți/antioxidanți (O/AO) în cazul leziunilor tisulare nervo ase periferice;  
5. studiul modificărilor histopatologice induse de factorii regene ratori folosiți, pe preparate 
obținute după sacrificarea șobolanilor, la încheierea experimen tului. 
Metodologie  generală 
Studiile  experimentale  s‐au  efectuat  în  perioada  februarie‐mai  2012,  fiind  studii  pilot,  analitice, 
longitudinale, prospective, cu durata de 28 de zile. Cercetăril e s‐au desfășurat în cadrul laboratorului de 
Fiziologie Experimentală, iar determinările biochimice au fost  efectuate în Laboratorul pentru Studiul Stresului 
Oxidativ, din cadrul Disciplinei de Fiziologie a Universității  de Medicină și Farmacie „Iuliu Hațieganu”.  
S‐au utilizat șobolani albi, rasa Wistar, masculi, în vârstă de  16 săptămâni, cu greutatea de 200‐300 
grame. Loturile de șobolani au fost operate la nivelul membrulu i posterior drept,  la care, după expunerea 
nervului sciatic, a fost produsă o leziune prin zdrobire a aces tuia, pe un segment de 5 mm, la 1‐1,2 cm 
proximal de trifurcație, prin ut ilizarea unei pense hemostatice  menținută timp de 15 secunde. 
Indicele sciatic funcțional (ISF), corespunzător analizei funcț ionale a mersului, a fost calculat pe 
baza amprentelor plantare, obținute prin eliberarea și deplasar ea animalului într‐un tunel de sticlă. S‐a 
utilizat  o  metodă  computerizată  originală,  care  constă  în  fotog rafierea  labei  picioarelor  posterioare 
ajutorul Celestron Digital Microscope. 
Timpul de latență la stimulul algic termic s‐a determinat prin  utilizarea plăcii încălzite Ugo Basil 
7280, la 53˚C. S‐a cronometrat timpul de reacție al animalului  așezat pe suprafața încălzită, confruntat cu 
stimulul termic aplicat  pe suprafața plantară. 
Probele biologice de sânge au fost prelevate din sinusul retroo rbitar. S‐au determinat indicatorii 
biochimici ai balanței O/AO, pentru stresul oxidativ ‐ malondia ldehida (MDA) și proteinele carbonilate 
(PC) și pentru apărarea antioxidantă ‐ grupările sulfhidril tot ale (SH) și glutationul (GSH).   
Pentru examinările histopatologice, probele au fost procesate p rin tehnica includerii la parafină și 
prin tehnica secționării la gheață. Secțiuni longitudinale și t ransversale din nerv sciatic de la fiecare 
șobolan, din zona lezionată au fost colorate H&E, respectiv cu  Oil Red O și examinate la microscopul optic 
sau la cel confocal.  
Protocol pentru studiile 2‐5: la toate loturile (n=10 animale/l ot) s‐a efectuat lezarea nervului sciatic 
prin zdrobire la nivelul membrului posterior drept. Studiul a i nclus: lotul martor – sedentar, timp de 4 
săptămâni după intervenție; lotul I – la care s‐a administrat,  prin injecție ip, preparatul farmacologic, 4 
săptămâni după intervenție. Șobolanii au fost evaluați prin: de terminarea ISF în ziua 1 și în ziua 28, la 
ambele loturi, conform metodei descrise în studiul 1; determina rea timpului de latență la stimulul algic 
termic la ambele membre posterioare și a parametrilor balanței  O/AO; analiza histopatologică a gradului 
de refacere morfologică indus de  factorul regene rator studiat.      
Analiza statistică a utilizat testul t‐Student pentru eșantioan e perechi și independente, analiza de 
varianță ANOVA‐Fisher, testul Po st‐Hoc cu corecția Scheffe, tes tul Mann‐Whitney pentru o distribuție a 
datelor negaussiană, cu testul K ruskal‐Wallis pentru comparații le între 3 sau mai multe loturi și coeficientul 
de corelație Pearson. Pentru pre zentarea datelor au fost folosi te tabele și graficele  de tipul box plot.  
 
Studiul 1. Evaluarea  funcțională a regenerării nervilor  periferici   
Pentru stabilirea modelului expe rimental, s‐a efectuat și secți onarea și sutura nervului sciatic. S‐au 
utilizat 2 loturi a 15 animale, la care, după lezarea nervului  sciatic prin secționare și sutură și, respectiv,

prin zdrobire, șobolanii au fost menținuți în repaus, timp de 2 8 de zile. S‐a evaluat funcțional regenerarea 
nervoasă periferică, bazată pe determinarea ISF și s‐a analizat  comparativ evaluarea funcțională în 
cazul leziunilor prin zdrobirea și prin secționarea nervului (L ot I ‐ T 1 – nerv secționat, 1 săptămână; Lot I 
‐ T2 – nerv secționat, 2 săptămâni; Lot II ‐ T 1 –nerv zdrobit, 1 săptămână; Lot II ‐ T 2 –nerv zdrobit, 2 
săptămâni).  
Rezultate : aplicarea testului t (Student) perechi indică creșterea semni ficativ statistică a valorilor 
ISF, atât a lotului I ‐ T 2 față de lotul I ‐ T 1 (p=0.000), cât și a lotului II ‐ T 2 față de lotul II ‐ T 1 (p=0.000). De 
asemenea, s‐a observat o corelație semnificativă statistic într e valoarea indexului ISF la lotul I ‐ T 1 și 
valoarea indexului ISF la lotul I ‐ T 2 (r=0.54; p<0.04), respectiv între valoarea indexului ISF la lo tul II ‐ T 1 și 
valoarea indexului ISF la lotul II ‐ T 2 (r=0.991; p<0.000); șobolanii care au avut valori crescute ale  ISF la 7 
zile, le mențin și la 14 zile.   Valorile ISF între tipurile de  leziuni la 14 zile prezintă o corelație medie, fapt 
ce înseamnă că nivelul de regene rare este asemănător, indiferen t de tipul de leziune folosit. 
Concluzii:  1) Leziunea nervoasă periferică prin zdrobire este urmată de o  regenerare mai rapidă, 
decât cea după secțiunea și sutu ra termino‐terminală a nervului ; 2) Pentru evaluarea regenerării nervoase 
periferice, în leziunile prin zd robire este recomandat calculul  ISF pe baza înregistrării fotografice; 3) 
Modelul de leziune periferică ne rvoasă prin zdrobirea nervului  sciatic se pretează pent ru studiul efectelor 
imediate a unor factori sau pre parate cu rol în regenerare. 
 
Studiul 2. Efectele melatoninei  în regenerarea  nervului  sciatic  
S‐au administrat ip 0,01 mg/kgc melatonină. S‐a utilizat prepar atul Mellow Tonin® (Secom). Studiul 
s‐a efectuat conform protocolulu i descris la metodologie genera lă. 
Rezultate:  comparația prin testul t‐Student pentru egalitatea mediilor (p e eșantioane perechi) a 
evidențiat, la sfârșitul tratamentului, o diferență înalt semni ficativă statistic între lotul martor și lotul 
tratat cu melatonină (p=0,000), pentru valoarea ISF; dintre par ametrii biochimici doar MDA a avut o 
evoluție apropiată de limita semnificativității statistice (p=0 ,085), indicând o scădere a nivelului de SO.  
Testul Mann‐Whitney nu a evidenț iat modificări s emnificative al e timpului de latență la stimulul algic termic 
(p=0,6501)  la  nivelul  ambelor  membre  (posterioare  drept,  operat  ș i  s t â n g  n e o p e r a t ) .  A n a l i z a  
histopatologică a arătat o regenerare foarte bună, cu foarte pu ține mononucleare care infiltrează nervul 
sciatic, mielinizare și fibre nervoase de calibru uniform. 
Concluzii:  1 )  A d m i n i s t r a r e a  d e  m e l a t o n i n ă  î m b u n ă t ă ț e ș t e  f u n c ț i a  m o t o r i e  î n   recuperarea  unei 
leziuni nervoase periferice; 2) Valoarea ISF indică o recuperar e funcțională bună spre excelentă; 3) Efectul 
tratamentului cu melatonină asupra timpului de latență la stimu lul algic termic este redus; 4) Acțiunea 
asupra balanței serice O/AO a melatoninei determină în principa l scăderea SO, pe baza scăderii MDA; 5) 
Melatonina  determină  o  regenerare  morfologică  nervoasă  foarte  b ună;  6)  Efectele  favorabile  asupra 
regenerării nervoase ale melaton inei se manifestă chiar și în d oze mici; 7) Efectele benefice antioxidante 
ale administrării de melatonină după lezarea prin zdrobire a ne rvului sciatic, sunt prezente pe toată 
durata studiată a recuperă rii nervoase periferice.  
 
Studiul 3. Efectele chitosanului  în regenerarea  nervului  sciatic  
S‐au administrat ip 1,5 mg/kgc chitosan. S‐a utilizat preparatu l Chitosan® (Solaray). Studiul s‐a 
efectuat conform protocolului de scris la metodologie generală. 
Rezultate:  comparația prin testul t‐Student pentru egalitatea mediilor (p e eșantioane perechi) a 
evidențiat, la sfârșitul tratamentului, o diferență înalt semni ficativă statistic între lotul martor și lotul 
tratat cu chitosan (p=0,000) pentru valorile ISF și a GSH. Timp ul de latență la stimulul algic termic a variat 
semnificativ statistic la nivelu l membrului posterior drept (p= 0,0284) (testul Mann‐Whitney). Analiza 
histopatologică a arătat prezența unor zone de edem cu teci de  mielină degradate, infiltrat cu numeroase 
celule mononucleare, puțini axon i vizibili, globule de mielină  în celule Schwann și în macrofage.  
Concluzii:  1) Administrarea de chitosan îmb unătățește funcția motorie în r ecuperarea unei leziuni 
nervoase periferice; 2) Valoarea ISF indică o recuperare funcți onală bună spre medie; 3) Timpul de latență 
la stimulul algic termic se modi fică semnificativ după tratamen tul cu chitosan, la nivelul membrului drept, 
operat; 4) Chitosanul influențează balanța serică O/AO și deter mină creșterea apărării AO, pe seama 
creșterii înalt semnificative a GSH; 5) Efectele morfologice as upra regenerării nervoase ale chitosanului 
sunt reduse.  
 
Studiul 4. Efectele coenzimei  Q10 în regenerarea  nervului  sciatic  
S‐au administrat ip 0,10 mg/kgc coenzimă Q10. S‐a utilizat prep aratul Coenzima Q10® (Walmark). 
Studiul s‐a efectuat conform protocolului descris la metodologi e generală.  
Rezultate:  comparația prin testul t‐Student pentru egalitatea mediilor (p e eșantioane perechi) a 
evidențiat, la sfârșitul tratame ntului, o diferență înalt semni ficativă statistic între lotul martor și lotul tratat cu

CoQ10  (p=0,000)  pentru  valoarea  GSH,  o  corelație  semnificativă  statistic  pentru  MDA  (p=0,019)  și  ISF 
(p=0,013) și o corelație apropiată de limita semnificativității  statistice (p=0,058) pentru SH. Timpul de latență 
la stimulul algic termic a variat semnificativ statistic la niv elul membrului posterior drept (p=0,0073) 
(testul Mann‐Whitney). Analiza histopatologică a arătat prezenț a unor zone cu edem și mielină degradată, 
fibre nervoase de calibru neuniform, numeroase mononucleare, pr oliferare de celule Schwann, dispariția 
focală a axonilor cu prezența mi elinei sub formă de globule, o  discretă reacție conjunctivă.  
Concluzii:  1) Administrarea de CoQ10 îmbunătățește funcția motorie în recu perarea unei leziuni 
nervoase periferice; 2) CoQ10 are efecte favorabile asupra recu perării funcționale chiar și în doze mici; 3) 
ISF indică o recuperare funcțion ală bună spre medie; 4) Tratame ntul cu CoQ10 modifică semnificativ 
timpul de latență la stimulul algic termic, la nivelul membrulu i drept, operat; 5) Acțiunea asupra balanței 
serice O/AO a CoQ10 determină în principal creșterea apărării A O, pe seama SH și GSH și scăderea SO, pe 
seama MDA; 6) Histopatologic, ad ministrarea de CoQ10 determină  o regenerare slabă la nivelul nervului 
sciatic.   
 Studiul 5. Efectele atorvastatinei  în regenerarea  nervului  sciatic  
S‐au administrat ip 0,15 mg/kg atorvastatină. S‐a utilizat prep aratul Atorvastatin 
® (Pfizer). Studiul 
s‐a efectuat conform protocolulu i descris la metodologie genera lă.  
Rezultate:  comparația prin testul t‐Student pentru egalitatea mediilor (p e eșantioane perechi) a 
evidențiat, la sfârșitul tratame ntului, o diferență înalt semni ficativă statistic între lotul martor și lotul tratat cu 
atorvastatină  (p=0,000),  pentru  v aloarea  ISF  și  o  diferență  sem nificativă  statistic  pentru  valorile  MDA 
(p=0,005), SH (p=0,033) și GSH (p=0,012). Timpul de latență la  stimulul algic termic a variat semnificativ 
statistic  la  nivelul  membrului  posterior  drept,  operat  (p=0,045 2)  (testul  Mann‐Whitney).  Analiza 
histopatologică a arătat o regenerare mai avansată, puține zone  cu edem sau mielină degradată, foarte rare 
mononucleare, calibru uniform al  fibrelor nervoase, teacă de mi elină uniformă cu prezența axonilor în 
interior.  
Concluzii:  1) Administrarea de atorvastatină îmbunătățește funcția motorie  în recuperarea unei 
leziuni nervoase periferice; 2) Atorvastatina are efecte favora bile asupra recuperării funcționale chiar și în 
doze  mici;  3)  ISF  indică  o  recupe rare  funcțională  medie;  4)  Tra tamentul  cu  atorvastatină  modifică 
semnificativ timpul de latență la stimulul algic termic, la niv elul membrului drept, operat; 5) Acțiunea 
atorvastatinei asupra balanței serice O/AO determină în princip al scăderea SO și creșterea apărării AO; 6) 
Administrarea de atorvastatină determină o regenerare morfologi că foarte bună.  
 Studiul 6. Efectele efortului  fizic în regenerarea  nervului  sciatic  
La toate loturile s‐a efectuat lezarea nervului sciatic prin zd robire la nivelul membrului posterior 
drept. Studiul a inclus: lotul m artor – sedentar, timp de 4 săp tămâni după intervenție; lotul I – antrenat la 
efort.  Deoarece  modificările  degenerative  ating  nivelul  maxim  l a  două  săptămâni,  după  care  încep  să 
regreseze, lotul testat la efort a început antrenamentul din zi ua 15, pe o durată de 14 zile (ziua 15‐28).
 Proba 
de înot s‐a desfășurat într‐un bazin cu diminesiunile de 100 cm  lungime/50 cm lățime/60 cm înălțime, cu 
temperatura apei menținută la 22°C și nivelul apei la 30 cm înă lțime. Șobolanii au fost antrenați pe parcursul 
a 1 oră, în 6 sesiuni a câte 5 min/sesiune, cu 5 min pauză într e ele. După intervenție, șobolanii au fost 
evaluați prin: determinarea ISF în ziua 1 și în ziua 28, la amb ele loturi, conform metodei descrise în studiul 1; 
determinarea timpului de latență la stimulul algic termic la am bele membre posterioare și a parametrilor 
balanței O/AO; analiza histopato logică a gradului de refacere m orfologică indus de efortul fizic.  
Rezultate:  comparația prin testul t‐Student pentru egalitatea mediilor (p e eșantioane perechi) a 
evidențiat, la sfârșitul antrenamentului, o diferență aproape d e limita semnificativității statistice (p=0,053) 
pentru valoarea ISF. Parametrii  biochimici nu s‐au modificat se mnificativ statistic la lotul antrenat la efort. 
Testul Mann‐Whitney nu a evidenț iat modificări semnificative al e timpului de latență la stimulul algic 
termic. Analiza histopatologică a arătat prezența unor zone de  edem sau mielină degradată, numeroase 
celule mononucleare, proliferare  de celule Schwann, rare fibrob laste și celule perineuriale, creșterea 
cantității de mielină și debris lipidic în interiorul fibrelor  nervoase, calibru neuniform al fibrelor nervoase, 
uneori cu dispariția axonilor, o  discretă reacție reparatorie f ibroasă. 
Concluzii:  1) Antrenamentul fizic îmbunătățește recuperarea funcției motor ii la debutul procesului de 
regenerare, după o leziune nervoasă periferică; 2) ISF indică o  recuperare funcțională bună spre medie; 3) 
Antrenamentul efectuat nu modifică semnificativ timpul de laten ță la stimulul algic termic; 4) Un exercițiu 
fizic de înot pe durata a 2 săptămâni nu modifică semnificativ  balanța serică O/AO; 5) Antrenamentul efectuat 
nu stimulează refacerea morfologică a leziunii nervoase; 6) Efe ctele benefice ale unui antrenament de înot de 
14 zile, după zdrobirea nervului, sunt prezente în faza tardivă  a recuperării nervoase periferice; 7) Exercițiul 
fizic reprezintă o intervenție kinetoterapeutică, cu aplicare i ndicată din faza de debut a regenerării nervoase 
periferice, împreună cu alte mijloace terapeutice.

Concluzii  generale   
1.  Funcțional, se constată pe baza creșterii indicelui sciatic  funcțional, o recuperare motorie 
după leziunea nervoasă periferic ă pentru toate loturile testate , mai exprimată după administrarea de 
melatonină,  chitosan,  dar  prezentă  și  după  tratamentul  cu  coenz imă  Q10,  atorvastatină  și 
antrenamentul la efort.  
2.  Biochimic, diminuarea stresului oxidativ, pe seama scăderii  malon‐dialdehidei, s‐a obținut 
după administrarea de coenzimă Q10 și atorvastatină, iar crește rea apărării antioxidante, exprimată 
prin refacerea rezervei de glutation și grupări sulfhidril, s‐a  realizat după administrarea de coenzimă 
Q10, atorvastatină și chitosan.  
3.  Scăderea stresului algezic, prin reducerea timpului de laten ță la testul algic termic, a însoțit 
scăderea stresului oxidativ după administrarea de coenzimă Q10,  chitosan și atorvastatină.  
4 .  H i s t o p a t o l o g i c ,  c e a  m a i  b u n ă  c a p a c i t a t e  d e  r e f a c e r e  a  n e r v u l u i  p e r i f e r i c  l e z a t  a  f o s t  
evidențiată după administrarea de melatonină și atorvastatină;  efectele morfologice ale administrării de 
chitosan și CoQ10 în regenerarea  nervului periferic au fost mai  reduse.   
5.  Factorii antioxidanți utilizați au efecte favorabile în rege nerarea fibrelor nervoase periferice 
lezate, cele mai bune efecte funcționale, biochimice și morfolo gice au fost obținute după administrarea 
de melatonină și CoQ10.  
 
Originalitatea  și contribu țiile inovatoare  ale tezei 
Originalitatea lucrării constă î n: cercetarea metodologică comp lexă, unitară, din punct de vedere 
histopatologic, funcțional  și biochimic a leziunii nervului sc iatic; utilizarea unui model original pentru 
studiul funcțional (indicele sciatic funcțional, timpul de late nță algezic), care s‐a dovedit a fi funcțional și a 
permis obținerea de rezultate comparabile cu ale altor cercetăt ori; studierea modificărilor homeostaziei 
redox  în  leziunile  nervoase  periferice  sub  influența  unor  agenț i  farmacologici  neuroprotectori  și  cu 
proprietăți antioxidante (melatonina, chitosanul, coenzima Q10,  atorvastatina), precum și sub influența 
efortului fizic moderat, ca factor antioxidant.  
Contribuțiile inovatoare sunt următoarele: 
• chitosanul a fost administrat ca atare ip, nu sub formă de deri vați, ceea ce constituie o metodă 
nouă de administrare.  Rezultatele obținute au fost promițătoare , chiar la administrarea în doză mai mică.  
• CoQ10 a fost studiată pe modele de boli degenerative ale SNC, î n doze mult mai mari (peste 
1000 x) și nu am găsit date exper imentale despre efectul CoQ10  asupra regenerării nervoase periferice. 
Rezultatele obținute au fost foa rte bune, chiar  și la doza mică  administrată. 
• rezultatele experimentale au aplicabilitate clinică și recomand ă ca tratamentul chirurgical în 
cazul  traumatismelor  nervoase  pe riferice  să  fie  asociat  cu  admi nistrarea  unor  preparate 
neuroprotectoare,  ca  strategie  de  regenerare  și  plasticitate  ne rvoasă,  în  recuperarea  postlezională. 
Aceasta deschide noi perspective  spre elaborarea unor scheme te rapeutice eficiente, facile, care să poată fi 
aplicate în mod curent, astfel î ncât să beneficieze o categorie  largă de pacienți.   
 
Bibliografie  selectivă 
1. Raica M, Mederle O, Căruntu ID,  Pintea A, Chindriș A‐M. Histolo gie teoretică și practică. Ed. Brumar, 
Timișoara, 2004 ; 57‐73 
2. Tache S. Investigarea funcțiilo r sistemului nervos. Ed. Dacia,  Cluj‐Napoca, 1995; 3:33‐60 
3. Ross MH, Pawlina W. Histology: a text and atlas: with correlate d cell and molecular biology. 6th ed. 
Lippincott Williams & Wilkin s, 2011; 12: 364‐366, 369, 375‐377,  386‐389. 
4. Constantin AM, Tache S. Stimulat ing factors for the regeneratio n of peripheral nerves. Clujul Medical ‐ 
Journal of Medicine and Pharmacy, 2012; 1 (85): 12‐19  
5. Allodi I, Udina E, Navarro X. Specificity of peripheral nerve r egeneration: Interactions at the axon level. 
Prog Neurobiol. 2012;98(1):16‐37.  
6. Cámara‐Lemarroy CR, Guzmán‐de la Garza FJ, Fernández‐Garza NE.  Molecular inflammatory mediators in 
peripheral nerve degeneration an d regeneration. Neuroimmunomodu lation. 2010; 17(5):314‐324. 
7. Șovrea A, Chindriș AM, Damian A. Aspecte morfo‐funcționale ale  celulelor Schwann. Revista română de 
anatomie funcțională și clinică, macro‐ și microscopică și de a ntropologie. Editura „Gr. T. Popa” Iași, 2008; VII (3): 
369‐374. 
8. Yang DP, Kim J, Syed N, et al. p38 MAPK activation promotes den ervated Schwann cell phenotype and 
functions as a negative regulato r of Schwann cell differentiati on and myelination. J Neurosci. 2012;32(21):7158‐7168. 
9. Pîntea A, Ignitiadis I, Crișan D , Toader‐Radu M, Mihu C, Chindr iș AM, Melincovici C. Aspecte histologice 
privind regenerarea nervoasă pri n manșon epineural, la 6 săptăm âni postoperator, nota I. Revista Universității de 
Medicină și Farmacie, Ed. Medica lă Universitară Craiova, 2003;  238‐242.

10. Pîntea A, Ignitiadis I, Crișan D , Toader‐Radu M, Mihu C, Chindr iș AM, Melincovici C. Aspecte histologice 
privind  regenerarea  nervoasă  pri n  manșon  epineural,  la  12  săptă mâni  postoperator,  nota  II.  Analele  Societății 
Naționale de Biologie Celulară,  Editura Risoprint, Cluj‐Napoca,  2003;461‐464.  
11. Shakhbazau A, Martinez JA, Xu QG, et al. Evidence for a systemi c regulation of neuro‐trophin synthesis in 
response to peripheral nerve i njury. J Neurochem. 2012;122(3):5 01‐511.  
12. Scholz T, Rogers JM, Krichevsky  A, et al. Inducible nerve growt h factor delivery for peripheral nerve 
regeneration in vivo. Plast  Reconstr Surg. 2010; 126(6):1874‐18 89.  
13. Kumar A, Meena S, Kalonia H, et al. Effect of nitric oxide in p rotective effect of mela tonin against chronic 
constriction sciatic nerve injur y induced neuropathic pain in r ats. Indian J Exp Biol. 2011; 49(9):664‐671. 
14. Zencirci SG, Bilgin MD, Yaraneri  H. Electrophysiological and th eoretical analysis of melatonin in peripheral 
nerve crush injury. J Neuros ci Methods. 2010; 191(2):277‐282.  
15. Morisaki S, Nishi M, Fujiwara H, et al. Endogenous glucocortico ids improve myelination via Schwann cells 
after peripheral nerve injury: An  in vivo study using a crush i njury model. Glia. 2010; 58(8):954‐963. 
16. Lee TH, Pan H, Kim IS, et al. Functional regeneration of severe d peripheral nerve using an implantable electrical 
stimulator. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2010; 2010:1511‐15 14. 
17. Rochkind S, Geuna S, Shainberg A. Chapter 25: Phototherapy in p eripheral nerve injury: effects on muscle 
preservation and nerve regeneration. Int Rev Neurobiol. 2009;87 :445‐464. 
18. Cho Y, Shi R, Borgens RB. Chitosan produces potent neuroprotect ion and physio‐logical recovery following 
traumatic spinal cord injury. J. of Experim. Biol., 2010; 213:  1513‐1520 
19. Yuan Y, Zhang P, Yang Y, et al. The interaction of Schwann cell s with chitosan membranes and fibers in 
vitro. Biomaterial s, 2004; 25: 4273‐4278. 
20. Tache S. Stresul oxidativ. Efectele benefice ale speciilor reac tive ale oxigenului. În Dejica D (sub red.). 
Stresul oxidativ în bolile inter ne. Ed. Casa Cărții de Știință,  Cluj‐Napoca, 2000, 50‐68, 85‐88 
21. Byun YH, Lee MH, Kim SS, et al.  Treadmill running promotes functi onal recovery and decreases br ain‐
derived neurotrophic factor mRNA  expression following sciatic c rushed nerve injury in rats. J Sports Med Phys 
Fitness. 2005;45(2):222‐228. 
22. Udina E, Cobianchi S, Allodi I, Navarro X.  Effects of activity‐dependent st rategies on regeneration and 
plasticity after peripheral ne rve injuries. Ann Anat. 2011; 193 (4):347‐353.  
23. Constantin AM, Gligor D, Tache S, Moldovan R. Evaluarea funcțio nală a regenerării nervilor periferici în 
leziuni ale nervului sciatic la  șobolan. Clujul Medical, 2012;  2 (85): 194‐199.   
24. de Medinaceli L, Freed WJ, Wyatt RJ. An index of the functional  condition of rat sciatic nerve based on 
measurements made from walking t racks. Exp Neurol, 1982; 77: 63 4‐643 
25. Gligor D. Sutura termino‐laterală a nervilor periferici. Teză d e Doctorat. UMF „Iuliu Hațieganu” Cluj‐
Napoca, 2009; 51‐55 
26. van Meeteren NL, Brakkee JH, Hamers FP, et al. Exercise trainin g improves functional recovery and motor 
nerve conduction velocity after s ciatic nerve crush lesion in t he rat. Arch Phys Med Rehabil, 1997; 78:70‐77 
27. Turgut M, Kaplan S. Effects of melatonin on peripheral nerve re generation. Recent Pat Endocr Metab 
Immune Drug Discov. 2011; 5(2):100‐108. 
28. Zencirci SG, Bilgin MD, Yaraneri  H. Electrophysiological and th eoretical analysis of melatonin in peripheral 
nerve crush injury. J Neuros ci Methods., 2010; 191(2):277‐282.   
29. Constantin AM, Login C, Bondor C , et al. Efectele melatoninei ș i chitosanului în regenerarea nervului sciatic 
zdrobit la șobolan. Clujul  Medical, 2012; 2 (85): 363‐368.  
30. Dumitru Rareș Ciocoi‐Pop. Influe nța CoQ10 asupra capacității de  efort fizic. Teză de Doctorat. UMF „Iuliu 
Hațieganu” Cluj‐Napoca, 2009 
31. Ayaz M, Tuncer S, Okudan N, Gokbel H. Coenzyme Q(10) and alpha‐ lipoic acid supplementation in diabetic 
rats: conduction velocity distri butions. Methods Find Exp Clin  Pharmacol. 2008; 30(5):367‐374. 
32. Daglioglu E, Berker M, Demirci M, et al. Microscopic and electr ophysiological changes on regenerating 
sciatic nerves of rats treated w ith simvastatin. Folia Neuropat hol. 2010;48(1):49‐56. 
33. U d i n a  E ,  P u i g d e m a s a  A ,  N a v a r r o  X .  P a s s i v e  a n d  a c t i v e  e x e r c i s e  i mprove  regeneration  and  muscle 
reinnervation after peripheral  nerve injury in the rat. Muscle  Nerve. 2011; 43(4):500‐509.  
34. Chindriș AM, Crăciun DD, Leuca V. Leziuni nervoase și articular e la nivelul umărului în sport. Palestrica 
mileniului III ‐ Civilizație  și sport, 2007; VIII(2):88‐92. 
35. Constantin AM, Login C, Bondor C, et al. The effects of exercis e on rat sciatic nerve regeneration. Palestrica 
of the third millennium ‐ Civil ization and sport, 2012; 13(2):  130‐134. 
36. Teodori RM, Betini J, de Oliveir a LS, et al. Swimming exercise  in the acute or late phase after sciatic nerve 
crush accelerates nerve regene ration. Neural Plast, 2011; 2011:  783901

UNIVERSITY OF MEDICINE AND PHARMACY “IULIU HA ȚIEGANU” OF CLUJ-NAPOCA

Abstract of the doctoral thesis

Factors involved in the nerve regeneration
of the peripheral nervous system

Scientific coordinator: Prof. Dr. Simona Tache
Doctoral candidate: Anne-Marie Chindri ș (married Constantin)

Cluj-Napoca 2012

TABLE OF CONTENTS  
ABBREVIATIONS  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………….  12 
INTRODUCTION  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………  13 
CURRENT  STATE OF KNOWLEDGE  ……………………………………………………………………………………….  15 
1. The nerve fibers ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………  17 
1.1. General considerations  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………..  17 
1.1.1. Classification of nerve fibers  ……………………………………………………… ………………………………………………………  18 
1.1.2. Structure of nerve fibers  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……. 19 
1.1.2.1. Connective sheath  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …… 19 
1.1.2.2. Schwann sheath  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………. 19 
1.1.2.3. Myelin sheath  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………. 19 
1.2. Structure of the peripheral nerve  ……………………………………………………… ……………………………………………………… … 20 
2. Degeneration  and regeneration  of nerve fibers ………………………………………………………………….  21 
2.1. The degeneration  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………..  21 
2.1.1. Wallerian degeneration  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …….. 21 
2.1.2. Retrograde degeneration  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ….. 22 
2.2. The regeneration  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………  22 
2.2.1. Factors influencing per ipheral nerve regeneration  ……………………………………………………… ………………………  23 
2.2.1.1. Endogenous factors that  stimulate peripheral nerve reg eneration ……………………………………………..  24 
Genetic factors  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………. 24 
Growth Factors  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………… 26 
Endogenous antioxidants factors  ……………………………………………………… ……………………………………….  27 
2.2.1.2. Exogenous factors that  stimulate peripheral nerve rege neration ………………………………………………..  28 
Exogenous antioxidants factors  ……………………………………………………… …………………………………………  28 
Hormonal supplements  ……………………………………………………… …………………………………………………….  29 
Vitamin supplements  ……………………………………………………… ……………………………………………………… .. 30 
Neuroprotective drugs  ……………………………………………………… ………………………………………………………  30 
Physical factors  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………… 31 
Materials used in bioengineering  ……………………………………………………… ……………………………………….  32 
Exercise ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………  32 
PERSONAL  CONTRIBUTION  ………………………………………………………………………………………………………..  33 
1. Objectives  ………………………………………………………………………………………………………………. …………………  35 
2. General Methodology  ………………………………………………………………………………………………………………  37 
2.1. The technique used to induce nerve injury  ……………………………………………………… ……………………………………………  37 
2.2. Experimental physiological methods  ……………………………………………………… ……………………………………………………  38 
2.2.1. The original functional d etermination of sciatic functio nal index ……………………………………………………… …. 38 
2.2.2. Determination of latency time by painful heat test  ……………………………………………………… ………………………  38 
2.3. Serum biochemistry  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………….  38 
2.3.1. Biological sampling  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………  38

2.3.2. Biochemical indicators of the O/AO balance  ……………………………………………………… ………………………………..  39 
2.4. Histopathological analysis  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………  40 
2.5. General Protocol  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………  41 
2.6. Statistical analysis  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………….  41 
3. Study 1 ­ Functional  evaluation  of peripheral  nerve regeneration  ………………………………….  43 
3.1. Introduction  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………….  43 
3.2. Objectives  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………..  44 
3.3. Materials and methods  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………..  44 
3.4. Results  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………….  46 
3.5. Discussions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………  48 
3.6. Conclusions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………………..  50 
4. Study 2 ­ Effects of melatonin  in sciatic nerve regeneration  …………………………………………….  51 
4.1. Introduction  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………….  51 
4.2. Objectives  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………..  52 
4.3. Materials and methods  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………..  52 
4.4. Results  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………….  52 
4.5. Discussions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………  58 
4.6. Conclusions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………………..  60 
5. Study 3 ­ Effects of chitosan  in sciatic nerve regeneration  ………………………………………………..  61 
5.1. Introduction  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………….  61 
5.2. Objectives  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………..  61 
5.3. Materials and methods  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………..  62 
5.4. Results  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………….  62 
5.5. Discussions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………  67 
5.6. Conclusions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………………..  68 
6. Study 4 ­ Effects of coenzyme  Q10 in sciatic nerve regeneration  ……………………………………..  69 
6.1. Introduction  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………….  69 
6.2. Objectives  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………..  70 
6.3. Materials and methods  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………..  70 
6.4. Results  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………….  71 
6.5. Discussions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………  75 
6.6. Conclusions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………………..  76 
7. Study 5 ­ Effects of atorvastatin  in sciatic nerve regeneration  …………………………………………  77 
7.1. Introduction  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………….  77 
7.2. Objectives  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………..  77 
7.3. Materials and methods  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………..  78 
7.4. Results  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………….  78 
7.5. Discussions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………  82 
7.6. Conclusions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………………..  84 
8. Study 6 ­ Effects of exercise  in sciatic nerve regeneration  ………………………………………………..  85 
8.1. Introduction  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………….  85 
8.2. Objectives  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………..  86 
8.3. Materials and methods  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………..  86 
8.4. Results  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………………………….  87 
8.5. Discussions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………………………………  91 
8.6. Conclusions  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………………..  92 
9. General Discussion  ………………………………………………………………………………………………………………. …. 93 
9.1. SFI Analysis  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ………………………………..  93 
9.2. Analysis of the latency time  ……………………………………………………… ……………………………………………………… …………. 94 
9.3. Biochemical analysis  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………………  95 
9.4. Correlations between determined parameters  ……………………………………………………… ……………………………………..  98 
9.5. Histopathological analysis  ……………………………………………………… ……………………………………………………… ……………  99 
10. General conclusions  …………………………………………………………………………………………………………….  101 
11. Originality  and innovative  contributions  of the thesis ………………………………………………….  103 
REFERENCES  ………………………………………………………………………………………………………………. ………………  105

Keywords:  sciatic nerve regeneration, mel atonin, chitosan, CoQ10, atorva statin, exercise. 
 
 
INTRODUCTION  
Both in everyday life, but more frequently in athletes, there c an happen injuries which may be 
affecting different peripheral nerves. The morphological and fu nctional recovery of the injured nerves and 
the factors that can accelerate these processes become importan t for physical activity and for the welfare 
and quality of life. 
I n  a n  i n j u r e d  n e r v e  f i b e r ,  t h e  d i s t a l  s e g m e n t ,  s e p a r a t e d  f r o m  n euronal  cell  body,  undergoes 
Wallerian degeneration and the proximal segment suffers also a  traumatic degeneration. 
The factors that stimulate regeneration of peripheral nerve fib ers are of two types, endogenous and 
exogenous. Endogenous factors in clude the genetic factors and t heir expression, the growth factors, the 
endogenous  antioxidants  factors.  The  exogenous  administration  o f  various  substances  (exogenous 
antioxidants, hormonal and vitamin supplements, neuroprotective  drugs) may promote the regeneration 
of  the  peripheral  nerve  fibers  affected  by  trauma.  There  are  al s o  p h y s i c a l  f a c t o r s  ( m a g n e t i c  f i e l d s ,  
electricity) involved in the peripheral nerve regeneration. The  neuroprotective and stimulants effects of 
the exogenous factors can be su ccessfully used in clinical prac tice. 
 
PERSONAL  CONTRIBUTION  
Working  hypothesis.  Objectives  
In an attempt to establish an effective therapeutic approach to  improve the functional recovery of 
an  injured  peripheral  nerve,  numerous  preparations  and  their  ro utes  of  administration  have  been 
proposed. This research is based  on experimental studies and ai ms to establish an efficient method to 
evaluate the functional recovery after a peripheral nerve injur y and to highlight the potential role of some 
antioxidant agents in promoting the nerve regeneration. 
The objectives of the experimental studies were: 1. to establish an experi mental model of the n erve injury in the r at sciatic nerve; 
2. to evaluate the degree of functio nal recovery of injured nerve  by appropriate tests; 
3. to assess the antioxidant therapy efficiency of some pharmacolo gical factors and exercise in the 
regeneration of nerve fibers; 
4. t o  p e r f o r m  b i o c h e m i c a l  m e a s u r e m e n t s  i n  o r d e r  t o  a s s e s s  t h e  r o l e   of  oxidant/antioxidant 
(O/AO) balance in case of peripheral nerve tissue damage; 
5. to  study  the  histopathological  changes  induced  by  the  regenerat ive  factors  used,  on 
preparations obtained after sacrificing the rats at the end of  the experiment. 
General Methodology  
Experimental  studies  were  conducted  from  February  to  May  2012,  and  were  pilot  studies 
analytical, longitudinal, prospective, lasting 28 days. The res earch was conducted in the laboratory of 
Experimental Physiology and the biochemical determinations were  performed in the Laboratory for the 
Study of Oxidative Stress, in the Department of Physiology, Uni versity of Medicine and Pharmacy "Iuliu 
Hațieganu". 
We used white rats, Wistar, male, aged 16 weeks, weighing 200‐3 00 grams. The groups of rats were 
operated on right posterior limb; after the exposure of sciatic  nerve, was produced an injury by crushing 
t h e  n e r v e ,  i n  a  s e g m e n t  o f  5  m m ,  a t  1 ‐ 1 . 2  c m  p r o x i m a l  t o  t r i f u r cation,  using  a  haemostatic  clamp 
maintained for 15 seconds. 
The sciatic functional index (SFI), corresponding to the functi onal gait analysis, was calculated 
based on plant fingerprints obta ined by releasing and moving th e animal inside a glass tunnel. An original 
c o m p u t e r i s e d  m e t h o d  w a s  u s e d ,  w h i ch  consists  of  shooting  the  hi n d  p a w  u s i n g  C e l e s t r o n  D i g i t a l  
Microscope. 
The latency time to painful heat  stimulus was determined using  the heated plate Ugo Basil 7280, at 
53˚ C. We registered the animal's reaction time on the heated p late, confronted to the thermal stimulus 
applied to the plantar surface.

The  biological  samples  of  blood  we re  taken  from  the  retrobulbar  s i n u s .  W e  d e t e r m i n e d  t h e  
biochemical  indicators  of  the  oxidant/antioxidant  (O/AO)  balanc e ,  f o r  t h e  o x i d a t i v e  s t r e s s  ( O S )  ‐  
malondialdehyde (MDA) and carbon ylated proteins (CP) and for th e antioxidant defense (AD) ‐ total 
sulfhydryl groups (SH) and glutathione (GSH). 
For  the  histopathological  examinations,  the  samples  were  proces sed  by  paraffin  inclusion 
technique and by sectioning on ice technique. Longitudinal and  transverse sections of sciatic nerve from 
each rat, from the lesion site, were stained H&E and Oil Red O  and examined under the optical and 
confocal microscope. 
The general protocol for studies 2‐5 was: in all groups (n = 10  animals/group) was performed 
sciatic nerve injury, by crushing, at right posterior limb leve l. The study included: the control group ‐ 
sedentary for 4 weeks after surgery, the group I ‐ who received , by ip injection, the pharmacological 
preparation, 4 weeks after surgery. Rats were evaluated by dete rmination of: SFI ‐ on day 1 and day 28 in 
both groups, as described in study 1; latency time to painful h eat stimulus ‐ to both posterior limbs; 
parameters of the O/AO balance and by the histopathological ana lysis of the morphological recovery 
degree induced by the preparation studied. 
The statistical analysis used the Student t‐test for paired and  independent samples, the analysis of 
variance ANOVA‐Fisher, the post‐hoc test with Scheffe correctio n, the Mann‐Whitney test for data with 
non‐Gaussian distribution, the K ruskal‐Wallis test for comparis ons between 3 or several groups and the 
Pearson correlation coefficient. F or displaying data were used  tables and graphs such as box plot. 
 
Study 1. Functional  evaluation  of peripheral  nerve regeneration  
In order to establish  the experimental model , a sciatic nerve s ectioning and suturing was performed 
also. We used 2 groups of 15 animals, in which, after the sciat ic nerve injury by sectioning and suturing, 
respectively, by crushing, the rats were kept at rest for 28 da ys. We asses functionally the peripheral 
nerve regeneration, based on SFI  determination and analyzed com paratively the functional assessment for 
crushing and nerve sectioning injuries (group I ‐ T1 ‐ nerve cu t, 1 week; group I ‐ T2 ‐ nerve cut, 2 weeks; 
group II ‐ T1 nerve crushed, 1 w eek; group II ‐ T2 ‐ nerve crus hed, 2 weeks). 
Results: the t‐test (Student) pa irs showed statistically signif icant increases of SFI values, both in group 
I ‐ T2 compared to group I ‐ T1 (p=0.000) and in the group II ‐  T2 compared to group II ‐ T1 (p=0.000). Also, 
there was a statistically signifi cant correlation between the S FI index value in group I ‐ T1 and SFI index 
value in group I ‐ T2 (r=0.54, p<0.04), respectively between SF I index value in group II ‐ T1 and SFI index 
value in group II ‐ T2 (r=0.991, p<0.000); the rats which had e levated SFI values at  7 days, maintain them 
also at 14 days. The SFI values between the types of lesions at  14 days displayed an average correlation, 
which means that the regeneration level is similar, regardless  of the type of lesion used. 
Conclusions: 1) The peripheral n erve injury by crushing is foll owed by a faster recovery than the 
one by sectioning and end‐to‐end nerve suture, 2) In order to a ssess the peripheral nerve regeneration in 
crush injuries is recommended the SFI calculation based on phot ographic recording; 3) The model of 
peripheral nerve injury by crushing the sciatic nerve is suitab le for studying the immediate effects of 
factors and preparations involved in regeneration.  
 
Study 2. Melatonin  effects in sciatic nerve regeneration  
We administered ip 0.01 mg/kg melatonin. We used the preparatio n Mellow Tonin ® (SECOM). The 
study was performed according to the protocol described in the  general methodology. 
Results: the comparison by Student t‐test for the equality of m eans (on sample pairs) found, at the 
end of treatment, a statistically highly significant difference  between the control group and the group 
treated with melatonin (p=0.000) for SFI value; between the bio chemical parameters, only MDA has fared 
close to the limit of statistical significance (p=0.085), indic ating a decrease in the SO level. Mann‐Whitney 
test showed no significant change in latency time to painful he at stimulus (p=0.6501) in both limbs 
(posteriors  right,  operated  and  left,  unoperated).  Histopatholo gical  analysis  showed  a  very  good 
regeneration, with very few mononuclear cells infiltrating the  sciatic nerve, myelination and uniform 
diameter of nerve fibers.

Conclusions:  1)  The  administrati on  of  melatonin  improves  the  re covery  of  motor  function  in 
peripheral nerve injuries, 2) The SFI value indicates a good to  excellent functional recovery, 3) The 
melatonin treatment effect on latency time to painful heat stim ulus is reduced, 4) The melatonin action on 
serum O/AO balance determined mainly a decrease of OS, based on  MDA decrease; 5) The melatonin 
produce a very good morphological nerve regeneration; 6) The fa vorable effects of melatonin on nerve 
regeneration  occurs  even  in  small  doses;  7)  The  beneficial  anti oxidant  effects  dues  to  melatonin 
administration, after sciatic ne rve crushing injury, are presen t throughout the whole studied period of 
peripheral nerve recovery. 
 
Study 3. Effects of chitosan  in sciatic nerve regeneration  
We administered ip 1.5 mg / kg chitosan. We used the preparatio n Chitosan ® (Solaray). The study 
was performed according to the pr otocol described in the genera l methodology.  
Results: the comparison by Student t‐test for the equality of m eans (on sample pairs) found, at the 
end of treatment, a statistically highly significant difference  between the control group and the group 
treated with chitosan (p=0.000) for the SFI and GSH values. The  latency time to painful heat stimulus 
varied significantly statistic a t the level level of posterior  right limb (p=0.0284) (Mann‐Whitney test). The 
histopathological analysis showed the presence of edema areas w ith degraded myelin sheaths, infiltrated 
with  numerous  mononuclear  cells,  few  visible  axons,  the  myelin  globules  inside  Schwann  cells  and 
macrophages.   
Conclusions: 1) The use of chitosan improves the recovery of mo tor function in peripheral nerve 
injuries, 2) The SFI value indicates a good to average function al recovery, 3) The latency time to painful 
heat stimulus changes significantly after treatment with chitos an, at the level of operated right limb, 4) 
The  chitosan  influences  the  serum  O/AO  balance  and  produces  an  increase  of  AD,  due  to  a  highly 
significant increase of GSH; 5) The morphological effects of ch itosan in nerve regeneration are reduced. 
 
Study 4. Effects of coenzyme  Q10 in sciatic nerve regeneration  
We administered ip 0.10 mg / kg coenzyme Q10. We used the prepa ration Coenzyme Q10 ® 
(Walmark). The study was perform ed according to the protocol de scribed in the general methodology. 
Results: the comparison by Stude nt t‐test for the equality of m eans (on sample pairs) found, at the end 
of treatment, a statistically highly significant difference bet ween the control group and the group treated 
with CoQ10 (p = 0.000) for GSH value, a statistically significa nt correlation for MDA (p=0.019) and SFI 
(p=0.013) values and a correlation close to statistical signifi cance limit (p=0.058) for SH value. The latency 
time to painful heat stimulus varied significantly statistic at  the level of posterior right limb (p=0.0073) 
(Mann‐Whitney test). The histopathological analysis showed the  presence of some areas with edema and 
degraded myelin, uneve n‐caliber nerve fibers, numerous mononucl ear cells, proliferation of Schwann cells, 
focal disappearance of axons with  presence of myelin globules,  a discrete connectiv e tissue reaction. 
Conclusions: 1) The administration of CoQ10 improves the recove ry of motor function in peripheral 
nerve injuries, 2) CoQ10 has favorable effects on functional re covery even in small doses, 3) SFI indicates 
a good to average functional recovery, 4) The treatment with Co Q10 significantly modify the latency time 
to painful heat stimulus, at the level of operated right limb,  5) The CoQ10 action on the O/AO serum 
balance determines mainly an increase of AD, on account of SH a nd GSH and a decrease of SO, on behalf of 
MDA, 6) Histopathologically, the  administration of CoQ10 result s in poor regeneration of sciatic nerve. 
 
Study 5. Effects of atorvastatin  in sciatic nerve regeneration  
We administered ip 0.15 mg/kg atorvastatin. We used the prepara tion Atorvastatin ® (Pfizer). The 
study was performed according to the protocol described in the  general methodology. 
Results: the comparison by Student t‐test for the equality of m eans (on sample pairs) found, at the 
end of treatment, a statistically highly significant difference  between the control group and the group 
treated  with  atorvastatin  (p=0.000)  for  SFI  value,  a  statistica lly  significant  difference  for  the  MDA
(p=0.005),  SH (p=0.033) and GSH (p=0.012) values. The latency  time to painful heat stimulus varied 
statistically significant at the level of posterior right limb,  operated (p=0.0452) (Mann‐Whitney test). The

histopathological analysis showe d a more advance d regeneration,  few areas with edema or degraded 
myelin, very rare mononuclear cells, uniform caliber nerve fibe rs, uniform myelin sheath consistent with 
the presence of axons within. 
Conclusions: 1) The administration of atorvastatin improves the  recovery of motor function in 
peripheral nerve injuries, 2) Atorvastatin has favorable effect s on functional recovery even in small doses, 
3) SFI value indicates an averag e functional recovery, 4) The t reatment with atorvastatin significantly 
modify the latency time to painful heat stimulus, at the level  of operated right limb, 5) The atorvastatin 
a c ti o n  o n  O / A O  s e r u m  b a l a n c e  d e te r m i n e s  m a i n l y  a  d e c r e a s e  o f  O S  an d an in crease of  AD, 6) The 
administration of atorvastatin causes a very good morphological  regeneration. 
 
Study 6. Effects of exercise  in sciatic nerve regeneration  
In all groups was performed the sciatic nerve damage by crushin g the nerve at the right rear limb. 
The study included: the control group ‐ sedentary for 4 weeks a fter surgery, the group I ‐ trained to 
swimming exercise. Because the d egenerative changes touch the p eak level at two weeks, after that 
starting to regress, the exercise tested group began training a t 15th day after surgery, for a period of 14 
days (day 15‐28). The swimming test was conducted in a 100 cm l enght/50 cm width/60 cm height 
swimming pool, water temperature maintained at 22°C and the wat er level at 30 cm height. The rats were 
trained over 1 hour, in 6 sessions of 5 min/session, 5 min brea k between. After surgery, rats were 
evaluated by determination of: SFI ‐ on day 1 and day 28 in bot h groups, as described in study 1; latency 
time  to  painful  heat  stimulus  ‐  to  both  rear  limbs;  serum  param e t e r s  o f  t h e  O / A O  b a l a n c e ;  
histopathological analysis of th e degree of exercise‐induced mo rphological recovery. 
Results: the comparison by Student t‐test for the equality of m eans (on sample pairs) found, at the 
end of training, a difference close to the statistical signific ancy level (p=0.053) for the SFI value. The 
biochemical parameters were not significantly altered in the ex ercise trained group. The Mann‐Whitney 
test showed no significant chang es in latency time to painful h eat stimulus. The histopathological analysis 
showed  the  presence  of  areas  with  edema  and  degraded  myelin,  nu merous  mononuclear  cells, 
proliferation of Schwann cells, rare fibroblasts and perineuria l cells, increased myelin quantities and lipid 
debris inside nerve fibers, uneven caliber of nerve fibers, som etimes with loss of axons, a discrete fibrous 
reparative response. 
Conclusions:  1)  The  physical  tra ining  improves  motor  function  r e c o v e r y  a t  t h e  o n s e t  o f  
regeneration  process,  after  a  pe r i p h e r a l  n e r v e  i n j u r y ,  2 )  S F I  i ndicates  a  good  to  average  functional 
recovery, 3) The conducted training does not significantly alte r the latency time to the thermal painful 
stimulus; 4) A swimming exercise during the two weeks did not s ignificantly alter the balance of serum 
O/AO, 5) The conducted training does not stimulate the morpholo gical recovery of nerve lesion; 6) The 
beneficial effects of a 14 days swimming training, after nerve  crush, are present in the late phase of 
peripheral nerve recovery; 7) The exercise represent a kinetoth erapeutical intervention, with application 
indicated from the first phase o f peripheral nerve regeneration , together with other therapeutic means. 
 
General conclusions  
1. Functionally, based on the sciatic functional index increase , it is present a motor recovery after 
the peripheral nerve injury for all groups tested, more express ed after the administration of melatonin, 
chitosan, but also present after  the treatment with coenzyme Q1 0, atorvastatin and training exercise. 
2. Biochemically, the decrease of the oxidative stress, based o n the decrease of malondialdehyde, 
was obtained after the administration of coenzyme Q10 and atorv astatin, and the incre ase of antioxidant 
defense, expressed by the restoring of glutathione reserves and  sulfhydryl groups, was obtained after the 
administration of coenzyme Q10, atorvastatin and chitosan. 
3. The decrease of algezic stress, by reduction of latency time  to thermal pain test, accompanied the 
decrease in oxidative stress aft er the administration of coenzy me Q10, chitosan and atorvastatin. 
4. Histopathologically, the best ability of recovering an injur ed peripheral nerve was evidenced 
after the administration of melatonin and atorvastatin; the mor phological effects of chitosan and CoQ10 
administration in peripheral nerve regeneration were lower.

5.  The  used  antioxidants  factors  have  beneficial  effects  in  inj ured  peripheral  nerve  fibers 
regeneration,  the  best  functiona l,  biochemical  and  morphologica l  effects  were  obtained  after 
administration of melatonin and CoQ10. 
 
Originality  and innovative  contributions  of the thesis 
The originality of this work consists in: a complex, unitary me thodological research of the sciatic 
nerve lesion, in terms of histological, functional and biochemi cal notions; the use of an original model for 
the functional study (sciatic functional index, pain latency ti me), which proved to be functional and 
allowed  us  to  obtain  comparable  results  with  other  researchers;  t h e  s t u d y  o f  c h a n g e s  i n  r e d o x  
homeostasis in peripheral nerve lesions under the influence of  neuroprotective pharmacological agents 
with  antioxidant  properties  (melatonin,  chitosan,  coenzyme  Q10,   atorvastatin)  and  also  under  the 
influence of moderate exercis e as a antioxidant factor. 
Innovative contributio ns are as follows:  
• chitosan was administered ip as such, not derivative, which i s a new method of administration. 
The results were promising, even  at lower dose administration. 
• CoQ10 has been studied in models of CNS degenerative diseases , in doses much higher (1000 x) 
and I have not found experimental data on the effect of CoQ10 o n peripheral nerve regeneration. The 
results were very go od, even at the low dose administered. 
• these experimental results have clinical applicability and re commend the surgical treatment to be 
associated with the use of neuroprotective drugs, in case of pe ripheral nerve injuries, as a better strategy 
to insure nerve regeneration and  plasticity, in postlesional re covery. This opens new perspectives for the 
development of effective therapeutic regimens, easy, which can  be applied routinely in order to benefit a 
wide range of patients. 
 
Selected  references   
1. Raica M, Meder O Căruntu ID, Pintea A, Chindriș AM. Theoreti cal and practical histology. Ed 
Brumar, Timișoara, 2004, 57‐73 
2. Tache S. Investigation nervou s system functions. Dacia Publi shing House, Cluj‐Napoca, 1995, 
3:33‐60 
3. Ross MH, Pawlina W. Histology: a text and atlas: with Correl ated Cell and Molecular Biology. 6th 
ed. Lippincott Williams & Wilkin s, 2011, 12: 364‐366, 369, 375‐ 377, 386‐389. 
4. Constantin AM, Tache S. Factors stimulating the regeneration  of peripheral nerves for. Applied 
Medical ‐ Journal of Medicine  and Pharmacy, 2012, 1 (85): 12‐19  
5. Allodi I, Udine E, Navarro X. Peripheral nerve regeneration  of Specificity: Interactions at the axon 
level. Prog Neurobiol. 2012, 98 (1) :16‐37. 
6. Cámara‐Lemarroy CR, Guzman‐de la Garza FJ, Fernández‐Garza N E. Molecular inflammatory media‐
tors in peripheral nerve degeneration and regeneration. Neuroim munomodulation. 2010, 17 (5) :314‐324. 
7. Șovrea A, Chindris AM, Damian A. Morpho‐functional aspects o f Schwann cells. Romanian Journal 
of Functional and clinical anatomy, macro‐and microscopic and a nthropology. Publishing "Gr T. Popa "Iași, 
2008, VII (3): 369‐374. 
8. Yang DP, Kim J, Syed N, et al. p38 MAPK activation promotes  denervated Schwann cell phenotype 
and functions as a negative regulator of Schwann cell different iation and myelination. J Neurosci. 2012, 32 
(21) :7158‐7168. 
9. Pintea A, Ignitiadis I, Crisan D, Toader, Radu M, Mihu C, Ch indris AM, Melincovici C. Histological 
aspects  of  nerve  regeneration  through  epineural  sleeve  at  6  wee ks  postoperatively,  note  I.  Review 
University of Medicine and Pharma cy, Medical Publishing Craiova  University, 2003, 238‐242. 
10. Pintea A, Ignitiadis I, Crisan D, Toader, Radu M, Mihu C, C hindris AM, Melincovici C. Histological 
aspects of nerve regeneration through epineural sleeve at 12 we eks postoperatively, grade II. Annals of 
the National Society of Cell Biol ogy, Ed Risoprint, Cluj‐Napoca , 2003, 461‐464. 
11. Shakhbazau A, Martinez JA, Xu QG, et al. Evidence for the s ystemic regulation of neuro‐trophin 
synthesis in response to periphe ral nerve injury. J Neurochem.  2012, 122 (3) :501‐511.

12. Scholz T, Rogers JM, Krichevsky A, et al. Inducible nerve g rowth factor for peripheral nerve 
regeneration delivery in vivo. P last Surg rebuild. 2010, 126 (6 ) :1874‐1889. 
13. Kumar A, Meena S, Kalona H, et al. Effect of nitric oxide i n protective effect of melatonin against chro‐
nic constriction sciatic nerve i njury induced neuropathic pain  in rats. Indian J Exp Biol . 2011, 49 (9) :664‐671. 
14. Zencirci SG, Bilgin MD, Yaraneri H. Electrophysiological an d Theoretical Analys is of melatonin in 
peripheral nerve crush injury.  J Neurosci Methods. 2010, 191 (2 ) :277‐282. 
15. Morisaki S, Nishi M, Fujiwara H, et al. Endogenous glucocor ticoids Improve myelination via Schwann 
cells after peripheral nerve injury: An in vivo study using a c rush injury model. Glia.  2010, 58 (8) :954‐963. 
1 6 .  L e e  T H ,  P a n  H ,  K i m  I S ,  e t  a l .  F u n c t i o n a l  R e g e n e r a t i o n  o f  S e vered  Peripheral  nerve  using 
implantable electrical stimulato r year. Conf Proc IEEE Eng Med  Biol Soc. 2010, 2010:1511‐1514. 
17. Rochkind S, Geun S, Shainberg A. Chapter 25: Phototherapy i n peripheral nerve injury: effects 
on muscle preservation and nerve  regeneration. Int Rev Neurobio l. 2009, 87:445‐464. 
1 8 .  C h o  Y ,  S h i  R ,  B o r g e n s  R B .  C h i t o s a n  p r o d u c e s  p o t e n t  n e u r o p r o tection  and  physio‐logical 
Following traumatic spinal cord injury recovery. J. of exper. B iol., 2010, 213: 1513‐1520 
19. Yuan Y, Zhang P, Yang Y, et al. The interaction of Schwann  cells with chitosan membranes and 
Fibers in vitro. Biomaterials, 2004, 25: 4273‐4278. 
20. Tache S. Oxidative stress. The beneficial effects of reacti ve oxygen species. In Dejica D (in red.). 
Oxidative stress in internal dis eases. Book Publishing House of  Science, Cluj‐Napoca, 2000, 50‐68, 85‐88 
21. Byun YH, Lee MH, Kim SS, et al. Treadmill running promotes  functional recovery and decreases 
brain‐derived neurotrophic facto r mRNA expression Following sci atic nerve injury in rats crushed. J 
Sports Med Phys Fitness.  2005, 45 (2) :222‐228. 
2 2 .  U d i n e  E ,  C o b i a n c h i  S ,  A l l o d i  I ,  N a v a r r o  X .  E f f e c t s  o f  a c t i v ity‐dependent  plasticity  and 
regeneration strategies on perip heral nerve injuries after. Ann  Anat. 2011, 193 (4) :347‐353. 
23.  Constantin  AM,  Gligor  D,  Tache  S,  Moldovan  R.  Functional  ev aluation  of  peripheral  nerve 
regeneration in rat sciatic nerv e. Applied Medical Informatics,  2012, 2 (85): 194‐199. 
24. The Medinaceli L, Freed WJ, Wyatt RJ. An index of the funct ional condition of rat sciatic nerve 
based on measurements made from walking tracks. Exp Neurol, 198 2, 77: 634‐643 
25. Gligor D. Termino‐lateral suture of peripheral nerves. PhD  thesis. "Iuliu Hațieganu" Cluj‐Napoca, 
2009, 51‐55 
26. van Meeteren NL, Brakkee JH, Hamers FP, et al. Exercise tra ining improves functional recovery 
and  motor  nerve  conduction  velocity  after  sciatic  nerve  crush  l e s i o n  i n  t h e  r a t .  A r c h  P h y s  M e d  
rehabilitated, 1997, 78:70‐77 
27. Turgut M, Kaplan S. Effects of melatonin on peripheral nerv e regeneration. Pat Endocr Metab 
Immune Drug recent DISCOV. 2011, 5 (2) :100‐108. 
28. Zencirci SG, Bilgin MD, Yaraneri H. Electrophysiological an d Theoretical Analys is of melatonin in 
peripheral nerve crush injury.  J Neurosci Methods., 2010, 191 ( 2) :277‐282. 
29. Constantin MA, Login C, Bondor C, et al. Effects of melaton in and chitosan in crushed sciatic 
nerve regeneration in rats. Appl ied Medical Informatics, 2012,  2 (85): 363‐368. 
30. Ciocoi‐Pop DR. Influence of CoQ10 on exercise capacity. PhD  thesis. "Iuliu Hațieganu" Cluj‐
Napoca, 2009  
31. Ayaz M, Tuncer S, Okudan N Gokbel H. Coenzyme Q (10) and al pha‐lipoic acid su pplementation in 
diabetic rats: conduction veloci ty distributions. Methods Find  Exp Clin Pharmacol. 2008, 30 (5) :367‐374. 
32.  Daglioglu  E,  Berker  M,  Demirci  M,  et  al.  Microscopic  and  el ectrophysiological  changes  on 
regenerating sciatic nerves of rats Treated with simvastatin. F olia Neuropathol. 2010, 48 (1) :49‐56. 
33. Udine E Puigdemasa A, Navarro X. Passive and active regener ation and muscle reinnervation 
Improve exercise after periphera l nerve injury in the rat. Musc le Nerve. 2011, 43 (4) :500‐509. 
34. Chindriș AM, Crăciun DD, Leuca V. Nerve and joint injuries  to the shoulder in sports. Palestrica 
Millennium III ‐ Civilization an d Sport, 2007, VIII (2) :88‐92.  
35. Constantin AM, Login C, Bondor C, et al. The effects of exe rcise on rat sciatic nerve regeneration. 
Palestrica of the thir d millennium ‐ Civilization and Sport, 20 12, 13 (2): 130‐134. 
36. Teodori RM, Betina J, de Oliveira LS, et al. Swimming in th e acute exercise or after sciatic nerve 
crush late phase accelerates nerv e regeneration. Neural Plast,  2011, 2011: 783,901