MIHAI CENARIU IANCU MORAR PHYSIOLOGIE DE LA REPRODUCTION Travaux pratique Discipline: Physiologie de la reproduction Ed. AcademicPres Cluj-Napoca… [308683]
POP ALEXANDRU RAUL
MIHAI CENARIU IANCU MORAR
PHYSIOLOGIE DE LA REPRODUCTION
Travaux pratique
Discipline: Physiologie de la reproduction
Ed. [anonimizat]
2016
© Copyright 2016
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Prof. dr. [anonimizat]-Napoca
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Le pelvis and la pelvimé[anonimizat] l'une des structures anatomiques les plus importantes:
il forme la cavité dans laquelle une partie des organes génitaux féminins sont contenus
la structure à travers laquelle le fœtus doit passer dans l'acte de la parturition afin d’arriver dans le monde extérieur.
Fig.1 Le pelvis (Groza I. et col., 2006)
Les structures osseuses
Chacun des os coxaux se compose de l’ilium (1), l’ischion (2) et le pubis (3)
L’ilium est la plus grande partie de l’os coxal et il est de forme triangulaire irrégulière. Les parties de l’ilium et de l’acétabulaire de l’ischion forment les parois latérales du bassin.
La grande partie plate de l'ilium est appelé l'aile, et la partie extérieure de l'aile est appelée [anonimizat].
La surface médiale ou pelvienne de l'ilium est lisse et est rainurée pour les vaisseaux et les nerfs obturateurs.
Fig. 2 Os du pelvis 1. Ilium 2. Ischion 3. Pubis 6. Ligne médiane (l’axe pelvien) (Groza I. et col., 2006)
L’ischion est le deuxième en taille après l’ilium et forme la partie caudale du plancher pelvien.
La partie latérale caudale de l’ischion est communément appelé l'[anonimizat]érosité ischiatique (tuber ischion).
[anonimizat]érosité ischiatique est principalement cartilagineuse et la symphyse ne subit pas l'ankylose complète jusqu'à ce que l'animal soit de 6 à 7 ans.
Le bord antérieur de l’ischion forme la limite postérieure du foramen obturé.
Le pubis est le plus petit des trois os de l’os coxal et forme la partie crânienne du plancher pelvien.
La surface dorsale ou pelvienne est lisse et géné[anonimizat] être convexe.
Le bord interne crânien de l'os pubien fournit l'attachement pour le tendon pré-pubien tandis que le bord caudal forme la limite crânienne pour le foramen obturé.
L’acétabulum (la cotyle) est formé par la fusion de l'ilion, l'ischion, et le pubis. Ces os forment une cavité cotyloïdienne dans laquelle il est situé la tête du fémur.
Fig. 3 Le pelvis 1. Ilium 2. Sacrum 3. Pubis 4. [anonimizat] (Groza I. et col., 2006)
[anonimizat] tête du fémur et l’acétabulum (la cotyle).
L'os sacrum se compose d'une série de cinq vertèbres fusionnées chez les chevaux et les ruminants, quatre chez les cochons, et trois chez les carnivores.
Il est quelque peu de forme triangulaire avec la base en s’articulant en avant avec la dernière vertèbre lombaire et caudalement avec la première vertèbre coccygienne avec laquelle il peut un peu fusionner en temps chez les vaches, les chevaux et les cochons âgés.
La partie ligamentaire du pelvis
Les ligaments dorsale et sacro-iliaque latéral sont fixés à l'aile médiane de l’ilium et la partie latérale du sacrum et les crêtes de l’épine du sacrum.
Le ligament sacro-sciatique complète la paroi latérale de la cavité pelvienne derrière et entre le sacrum et le coxae. Ce ligament s’étend du bord latéral du sacrum et des apophyses transverses des deux premières vertèbres du coccyx à les ischiatiques et les tubérosités ischiatiques.
Fig. 4 Le Pelvis 1. Ilium 2. Pubis 3. Sacrum 4. Premières vertèbres sacrées (promontoire) (Groza I. et col., 2006)
Fonctions des ligaments Sacro-sciatiques:
Ils fournissent l’attachement pour la vulve et muscles glutéaux.
Ils empêchent la partie postérieure du bassin ou de l’ischion de descendre du sacrum.
Ils forment une paroi solide et flexible à la cavité pelvienne.
Sous la pression de la parturition ils permettent à la sortie pelvienne rétrécie à égaler les dimensions de l'entrée osseuse plus large du bassin.
Le tendon pré-pubien est essentiellement le tendon d'insertion des deux muscles droit de l’abdomen (rectus abdominus) mais il fournit également l'attachement pour les obliques externes et internes, les muscles gracile et pectiné. Il est attaché aux bords antérieurs des os du pubis.
Le tendon pré-pubien empêche le pubis et l'ischion de passer vers le haut et vers l'arrière par rapport au sacrum lorsque le poids corporel est placé sur l'articulation coxo-fémorale.
Le tendon pré-pubien est important chez les herbivores, en particulier chez les juments, où il se rompt parfois pendant la gestation avancée, ce qui entraîne une hernie de l'utérus gestant et une destruction de la relation normale du bassin avec la moelle spinale. La rupture du tendon pré-pubien n’est pas trop commune chez les vaches. La hernie de l'utérus gestant dans chez les bovins se passe souvent due à la rupture des muscles abdominaux.
Fig.5. Le pelvis 1.2.3. Ligaments sacro-iliaques 4. Ligament sacro-sciatique 5. Ilium 6. Petit foramen 7. Large foramen 8. Ischion 9. Articulation coxo-fémorale 10. Fémur (Groza I. et col., 2006)
Fig. 6. Rupture du tendon pré-pubien chez les juments (Iancu M., 2014)
Fig.7 Hernie de l’utérus gestant chez les petits ruminants (Iancu M., 2014)
Les articulations du pelvis
Il y a cinq (5) articulations pelviennes:
Sacro-lombaire
Symphyse ischio-pubienne
Sacro-iliaque droite
Sacro-coccygienne
Sacro-iliaque gauche
Ces articulations sont importantes en obstétrique, car elles deviennent souples au moment de la parturition.
La cavité pelvienne chez les animaux domestiques
La cavité pelvienne chez les animaux domestiques est en quelque sorte d’une forme conique, la base du cône tant située crâniallement.
A. L'entrée du bassin est délimitée par ce qui suit:
1. Dorsalement par rapport à base du sacrum ;
2. Ventralement par rapport le bord du bassin ;
3. Latéralement la ligne ilio-pectinée.
Chez toutes les espèces, l'entrée du bassin est à peu près de forme ovale le diamètre sacro-pubien étant le plus grand. Les truies et les vaches ont les entrées pelviennes plus elliptiques alors que les juments et certaines chiennes ont des entrées qui sont presque arrondies.
Fig. 8 Entrée pelvienne 1. Ilium 2. Pubis 3. Sacrum 4. Premières vertèbres sacrées (Groza I. et col., 2006)
B. La sortie du pelvis est délimitée par:
1. Le sacrum et les trois premières vertèbres coccygiennes, dorsalement ;
2. L’arcade ischiatique, ventralement ;
3. Le bord postérieur du ligament sacro-sciatique, latéralement.
La partie caudale de la cavité pelvienne est plus petite en le diamètre que la partie crânienne, pourtant elle est capable de se dilater au moment de la parturition pour permettre le passage du fœtus. Cette capacité à se dilater est provoquée par le relâchement des ligaments du bassin, en particulier du ligament sacro-sciatique.
Les diamètres du pelvis
diamètre horizontal supérieur bi-iliaque
diamètre inférieur bi-iliaque
diamètre vertical (perpendiculaire)
diamètre sacro-pubien.
L’axe pelvien (médiane)
C’est une ligne imaginaire qui passe par le centre de la cavité pelvienne. Elle est à distance égale de tous les points du bassin.
Fig. 9. Diamètres du pelvis 1. Ilium 2. Pubis 3. Sacrum (Groza I. et col., 2006)
Le pelvis chez les vaches
cavité pelvienne aplatie latéralement ;
allongé cylindriquement ;
os coxaux en parallèle ;
grand sacrum ;
tubérosités ischiatiques bien développées ;
tendon pré-pubien inséré sur la partie antérieure du pubis ;
l’axe pelvien décrit une ligne brisée ;
entrée pelvienne de forme ovale, aplatie latéralement, orienté presque verticalement ;
diamètre sacro-pubien (20 cm.) plus grand que la bi-iliaque supérieure ;
vêlage difficile ;
Le pelvis chez les moutons et chèvres
os coxal droit ;
os iliaques s’inclinent vers l'avant ;
entrée pelvienne – forme ovale, orientée horizontalement ;
le diamètre sacro-pubien est le plus grand ;
l’axe pelvien décrit une ligne droite
parturition facile
Fig.10 Pelvis chez les vaches 1.Ilium 2.Ischion 3.Pubis 4.Foramen obturé 6.Axe pelvien (Groza I. et col., 2006)
Fig.11 Pelvis chez les petits ruminants 1. Ilium 2. Ischion 3. Pubis (Groza I. et col., 2006)
Le pelvis chez les juments
la cavité pelvienne a une forme un peu conique, avec la base du cône située crânialement ;
l’entrée pelvienne est en forme de cœur ;
sortie pelvienne large ;
axe pelvien – ligne courbe convexe vers le haut ;
parturition facile ;
L’accouchement est facile chez les juments :
os coxales en parallèle ;
entrée pelvienne ovale et orientée horizontalement ;
crête supra-acétabulaire surdimensionnée ;
le diamètre vertical est situé entre la partie antérieure du pubis et la dernière vertèbre ; sacrée/première coccygienne ;
l'axe pelvien est droit.
Fig. 12 Pelvis chez les juments (Groza I. et col., 2006)
Fig. 13 Pelvis chez les juments 1. Ilium 2. Ischion 3. Crêtes Supra-acétabulaires 5. Foramen obturé (Groza I. et col., 2006)
Pelvis chez les chiennes
os coxaux en parallèles et horizontaux ;
entrée pelvienne en forme ovale, orientée horizontalement ;
le diamètre vertical est situé entre la partie antérieure du pubis et la dernière vertèbre sacrée/première coccygienne ;
l'axe pelvien est droit ;
parturition facile.
Fig.14 Pelvis chez les chiennes 1. Ilium 2. Ischion 3. Pubis 4. Sacrum (Groza I. et col., 2006)
Pelvis chez les chats
os coxaux en parallèles et horizontaux ;
entrée pelvienne en forme ovale, orientée horizontalement ;
le diamètre vertical est localisé entre la partie antérieure du pubis et la dernière vertèbre sacrée/première coccygienne ;
l'axe pelvien est droit ;
parturition facile ;
Pelvimétrie
Le terme pelvimétrie se réfère à la mesure des dimensions de la cavité pelvienne.
Chez les femmes, la pelvimétrie obstétrique a été une partie de la routine de la gestion prénatale de la femme enceinte afin de déterminer la facilité d’accouchement. On a donné très peu d’attention à cette procédure dans l'obstétrique vétérinaire jusqu'à la dernière décennie.
Fig.15 Pelvis chez les chattes 1.Ilium 2.Ischion 3.Sacrum (Groza I. et col., 2006)
À l'heure actuelle, il y a beaucoup d'intérêt sur la pelvimétrie et l'information obtenue est utilisée pour réduire l'incidence de la dystocie chez les génisses ou chez les vaches.
Pelvimétrie interne ou directe
La pelvimétrie interne ou directe se réfère à la mesure de l'intérieur du bassin à travers le rectum/vagin à l’aide d’un pelvi-mètre/main, plus ou moins précis. La palpation rectale/vaginale donne des informations sur l'intégrité du canal pelvien (fracture, tumeurs).
La procédure générale est de retenir l'animal dans une goulotte avec légère pression. Une position debout normale confortable est la meilleure.
Les fèces devraient être extraites du rectum et l'instrument doit être soigneusement introduit dans le rectum avec la main et le bras à l'entrée du bassin.
La largeur de l'entrée pelvienne est obtenue à son point le plus large entre les arbres gauche et droit de l'os iliaque. Ceci est le diamètre l'horizontal (bi-iliaque) du bassin.
La hauteur de l'entrée du bassin est obtenue en mesurant la distance entre le tubercule pubien dorsal sur le plancher du bassin et le sacrum, dorsal. Ceci est le diamètre sacro-pubien du bassin.
Les deux mesures sont lues en centimètres et sont multipliées pour donner la région pelvienne en centimètres carrés.
Pelvimétrie externe ou indirecte
La pelvimétrie externe ou indirecte est réalisée en calculant le diamètre du bassin à partir de mesures prises entre les angles de les iliums, la distance entre les ischions et la hauteur de l'articulation de la hanche à la pointe la plus haut de la croupe.
En général, on a prouvé que cette méthode a était imprécise et ne elle n’est plus utilisée.
L’appareil genital chez les femelles.
Morphologie
Les carnivores
L'ovaire
Situés à 1 – 5 centimètres caudalement par rapport à chaque rein, les ovaires des carnivores sont complètement entourés par la bourse ovarienne. L'ovaire est plus facile à isoler au cours d'une ovariectomie chez les chattes que chez les chiennes. Chez les chiennes, l'entrée dans la bourse ovarienne est tellement étroite que l'ovaire ne puisse pas être exposé à moins que l'orifice soit agrandi par l’aide des ciseaux. Les ovaires sont comprimés par les viscères abdominaux vers le toit de la cavité abdominale, l’ovaire droit dorsalement au pancréas et au duodénum descendant, et l'ovaire gauche dorso-latéralement au niveau du côlon descendant. Le ligament suspenseur est très long.
Chez les chiennes les ovaires sont plus longs que chez les chattes, et plats (2 cm chez les chiennes contre 8 mm à 9 mm chez les chattes), avec un hile peu profond, lisse à l'exception du temps du cycle sexuel quand la surface est irrégulière (moins irrégulière chez les chattes). La couleur est rosâtre- grisâtre chez les deux espèces.
Les trompes utérines
La trompe utérine est de 6 cm à 10 cm de long chez les chiennes et de 4 cm à 6 cm dans les chattes; chaque trompe utérine est très étroite (de 1 mm à 1,5 mm) ayant à l'intérieur quelques plis longitudinaux. Chez les deux espèces, la partie utérine des trompes se termine avec une petite papille.
L'utérus
Les cornes utérines très longues et légèrement incurvées ventralement chez les chiennes ont une longueur moyenne de 12 cm à 16 cm et un diamètre de 8 mm à 9 mm (9 cm à 11 cm et 3 mm à 4 mm, respectivement, chez les chattes) (voir Figure 2.21). Le voile du palais de l'utérus qui sépare les deux ouvertures des cornes utérines à l'intérieur du corps de l'utérus est très court. Le corps de l'utérus est de 3 cm à 4 cm de long, et le col est de 1,5 cm à 2 cm de long (2 cm, et de 5 mm à 8 mm, respectivement, chez les chattes), le diamètre à la fois du corps de l'utérus et du col est de 1 cm chez les chiennes et les chattes est plus petit.
Le ligament rond de l'utérus (le plus long se trouve chez les chiennes et les chattes) proviennent de la surface latérale du mésomètre, est enfermé dans un pli latéral du ligament large et se déploie à partir de l’apex de la corne de l'utérus à la région inguinale en passant à travers le canal inguinal. Dans son chemin à travers le canal inguinal et même à l'extérieur de la paroi du corps, le ligament rond est accompagné par le processus vaginal, jusqu'aux côtés latéraux de la vulve où il apparaît comme une proéminence ronde, molle. Le ligament rond de l'utérus se déplace à travers le canal inguinal, semblable à la «gubernaculum testis ».
Le Vagin
Surtout les chiennes le vagin est très long (il est en moyenne de 12 cm à 15 cm chez les femelles de taille moyenne, par rapport aux 2cm à 3 cm chez les chattes). Le « fornix » est très profond ventralement et muni dorsalement avec un pli épais qui relie la partie vaginale du col sur le toit du vagin. L'hymen est rudimentaire.
L'orifice urétral externe qui s’ouvre entre le vagin et le vestibule, il n’est prévu chez les chiennes, que par un tubercule de l'urètre à la fin d'une proéminence longitudinale.
Le vestibule
Chez les chiennes le vestibule est de 5 cm à 6 cm de long, alors que dans les chattes il est à peu près aussi long que le vagin. Le bulbe vestibulaire est présent seulement chez les chiennes. Les glandes vestibulaires mineures sont présentes dans les deux espèces, mais les glandes vestibulaires majeures ne sont présentes que chez les chattes.
La vulve et le clitoris
En ce qui concerne la vulve, les lèvres vulvaires sont épaisses chez les deux espèces, et parfois les grandes lèvres (major labiae) peuvent être différenciées des petites lèvres (minor labiae). La commissure dorsale est ronde chez les chiennes et pointue chez les chiennes, tandis que la commissure ventrale est pointue chez les chiennes et arrondi chez les chattes. L'extrémité caudale des ligaments ronds et les procès vaginaux peuvent s'étendre jusqu'aux côtés latéraux de la vulve.
Fig. 16 Tractus génital chez les chiennes (Iancu M., 2014)
1 = tissu adipeux; 2 = ligament large (mésomètre); 3 = fosse clitoridienne; 4 = vagin crânial; 5 = col; 6 = bifurcation utérine externe; 7 = lèvres; 8 = ovaire; 9 = cicatrices placentaires; 10 = vessie ; 11 = corps de l'utérus; 12 = corne de l'utérus; 13 = tubercule urétral; 14 = ouverture urétrale;15 = vestibule; 16 = vulve; 17 = bifurcation interne de l’utérus
Fig. 17 Tractus génital chez les chattes (Iancu M., 2014)
1 = tissu adipeux; 2 = ligament large (mésomètre); 3 = fosse clitoridienne; 4 = vagin crânial; 5 = col; 6 = bifurcation utérine externe; 7 = lèvres; 8 = ovaire; 9 = cicatrices placentaires; 10 = vessie ; 11 = corps de l'utérus; 12 = corne de l'utérus; 13 = tubercule urétral; 14 = ouverture urétrale;15 = vestibule; 16 = vulve; 17 = bifurcation interne de l’utérus
Truies
L’ovaire
En forme de baie à cause de nombreux follicules et des corps jaunes sur leur surface, les ovaires sont de 4 cm à 5 cm de long avec un diamètre de 2 cm à 3 cm. Les follicules sont séparés par des rainures profondes. Le hile est évident et il situé au bord mésovarien de l'ovaire. Les ovaires dépassent la cavité pelvienne et se trouvent 5 cm à 6 cm loin du bord crânien des os pubiens chez les truies matures non gestantes.
Le ligament suspenseur et le mésovarium proximal sont extrêmement longs, en particulier chez les truies multipares. La bourse ovarienne est très grande et large, et orienté ventro-médialement.
Le ligament correspondant de l'ovaire est musclé et court avec une forme d'éventail répandue dans le mésomètre.
La trompe utérine
Suspendue par un court méso-oviducte, la trompe utérine se déplace à partir l’apex de la corne utérine dans la paroi latérale de la bourse ovarienne, puis dans la paroi médiane et puis elle débouche sur la surface intérieure de méso-oviducte, devant l'ovaire.
L’infundibulum est très large et entoure complètement l'ovaire. Il est muni des multiples fimbriae.
L'ampoule de la trompe utérine est trois fois plus longue que l'isthme, et très flexueuse. L'isthme rejoint la corne utérine dans une position oblique et l’ostium utérin de la trompe est entouré de nombreux petits tubercules endométriaux disposés en forme de rosette double ou triple.
L'utérus
Comparativement, la truie a l'utérus le plus long. Les cornes peuvent atteindre de 120 cm à 140 cm de longueur.
Les cornes sont très souples, se mélangent avec les boucles du jéjunum, et peuvent se propager sur le plancher de la cavité abdominale. Le corps de l'utérus est court (de 5 cm à 6 cm de long), et le col est trois fois plus long que le corps (de 15 cm à 25 cm). L'étendue crânienne du col descend à l'intérieur de la cavité abdominale.
Fig. 18 Tractus génital des truies (Iancu M., 2014)
1 = tissu adipeux; 2 = ligament large (mésomètre); 3 = fosse clitoridienne; 4 = vagin crânial; 5 = col; 6 = bifurcation utérine externe; 7 = lèvres; 8 = ovaire; 9 = cicatrices placentaires; 10 = vessie ; 11 = corps de l'utérus; 12 = corne de l'utérus; 13 = tubercule urétral; 14 = ouverture urétrale;15 = vestibule; 16 = vulve; 17 = bifurcation interne de l’utérus
La transition entre l’apex de la corne utérine et la trompe utérine correspondante est progressive. Chaque corne utérine s’ouvre séparément dans le corps de l'utérus après les cornes convergent et se réunissent entre elles pour une courte distance.
A l'intérieur de l'utérus les cornes sont séparées par un court velum. Il y a beaucoup de plis irréguliers endométriaux dans les cornes utérines et dans le corps utérin.
Le col est pas bien décrit. Il manque la partie vaginale, et l'orifice externe de l'utérus ainsi que la transition vers le vagin sont peu marqués. Des plis et proéminences longitudinales sont présents sur l'endomètre. Les proéminences, en forme de coussins ou des procès (tubercules cervicaux) s’entrecroisent les uns avec les autres et obturent le col.
Le ligament large est très épais, riche en fibres musculaires. Le ligament rond de l'utérus est présent et se prolonge dans le canal inguinal.
Fig. 19 Le col chez les truies – proéminences entrecroisées (Iancu M., 2014)
Le vagin
Il n'y a pas fornix chez la truie parce que le col n’entre pas dans le vagin. Les caractéristiques spécifiques du vagin pour cette espèce est qu’il presque aussi long que le col, et il est pourvu de plis longitudinaux épais et d’un hymen chez les animaux très jeunes. Le péritoine ne couvre que la partie crânienne du vagin. Le reste de l'organe est situé dans le diaphragme pelvien.
Le vestibule
Plus court que le vagin, le vestibule s'étend de l’ostium urétral externe jusqu’à la vulve.
Associé à l'ostium urétral externe, il est un diverticule urétral réduit, ce qui devrait être pris en considération lors de l'insémination artificielle. Plusieurs plis longitudinaux de la muqueuse et deux rangées symétriques des ouvertures des glandes vestibulaires mineures sont également exposés. Le vestibule est muni d'un bulbe vestibulaire.
La vulve and le clitoris
Les deux lèvres de la vulve sont épaisses, et la commissure ventrale est pointue et fournie avec quelques poils. Le clitoris est très long (de 7 cm à 8 cm), flexueux, et presque dépourvu de la glande.
Le prépuce est relié à une petite glande entouré d'une fosse préputiale peu profonde.
Ruminants
L’ovaire
Relativement petits pour la taille de l'espèce, les ovaires chez la vache sont chacun d'environ 3,5 cm à 4 cm de longueur, 2 cm de largeur et 1 cm à 2 cm d'épaisseur; tandis que chez les petits ruminants, ils sont chacun d'environ 1,5 cm à 2 cm de longueur et de 1 cm à 1,5 cm de largeur. Chez tous les ruminants, autour de la fixation du mésovarium la surface de l'ovaire est lisse, tandis que le reste de la surface est inégale à cause des nombreux follicules et des corps jaunes à divers stades de développement. Les follicules et le corps jaune sont aussi grands qu’ils peuvent facilement être palpables par voie rectale.
Exploration. Le hile est distinct et situé au bord mésovarien de l'ovaire. L'extrémité utérine est reliée au mésomètre par un ligament court mais robuste. La fixation du mésosalpinx divise le mésovarium en un mésovarium proximal et un distal, le mésovarium proximal étant de loin le plus long. Le bord crânien de ce dernier est marqué par le ligament suspenseur. Le mésovarium distal est plus épais et fourni avec de nombreuses fibres musculaires.
Chez les vaches matures nullipares et primipares les ovaires se trouvent dans l'entrée du bassin. Les plus de grossesses que l'animal a eu, plus crânialement les ovaires sont situés; ils tombent à l'intérieur de la cavité abdominale, tirés par l'utérus de plus en plus large.
Les trompes utérines
Flexueuse, mobile, et de 20 cm à 28 cm de long chez la vache et de 10 cm à 16 cm de long chez les petits ruminants, la trompe utérine est suspendue par un court mésosalpinx. Le tube entoure et enveloppe l'ovaire correspondant, décrivant une grande bourse ovarique dont l'ouverture est dirigée ventromédianement.
L'infundibulum de la trompe utérine est muni des fimbriae, dont certains sont rattachés à l'ovaire (fimbriae de l'ovaire).
Il n'y a pas de délimitation précise entre l'isthme et l’apex de la corne de l'utérus à la jonction tubo-utérine. Le tube est progressivement continu par la corne utérine.
L'utérus
Les ruminants ont un utérus typique bicorne avec deux cornes, un corps et un col. Les cornes utérines sont de 35 cm à 45 cm de long chez la vache et de 12 cm à 15 cm de long chez les petits ruminants; les cornes se diminuent en taille vers l’apex. A leur origine à partir du corps de l'utérus, les cornes se trouvent côte à côte réunis par le périmétrium (le repli viscéral du péritoine qui entoure l'utérus.
Fig. 20 Tractus génital chez les vaches (Iancu M., 2014)
1 = tissu adipeux; 2 = ligament large (mésomètre); 3 = fosse clitoridienne; 4 = vagin crânial; 5 = col; 6 = bifurcation utérine externe; 7 = lèvres; 8 = ovaire; 9 = cicatrices placentaires; 10 = vessie ; 11 = corps de l'utérus; 12 = corne de l'utérus; 13 = tubercule urétral; 14 = ouverture urétrale;15 = vestibule; 16 = vulve; 17 = bifurcation interne de l’utérus
Spécifiques à la vache, au point qu’elles se séparent les unes des autres, les cornes sont reliées par deux ligaments, la partie les ligaments intercornuaux dorsale et ventrale. Chez les petits ruminants, un seul ligament intercornual relie les deux cornes à un autre. Chez la vache, ces ligaments ont une importance clinique élevée, en ce que pour le diagnostic de la gestation pour le diagnostic d'un état anormal des ovaires par palpation rectale, l'opérateur tire l'utérus multipares dans la cavité pelvienne, en l’appuyant par les ligaments intercornuaux.
Fig.21 Tractus génital chez les brebis (Iancu M., 2014)
1 = tissu adipeux; 2 = ligament large (mésomètre); 3 = fosse clitoridienne; 4 = vagin crânial; 5 = col; 6 = bifurcation utérine externe; 7 = lèvres; 8 = ovaire; 9 = cicatrices placentaires; 10 = vessie ; 11 = corps de l'utérus; 12 = corne de l'utérus; 13 = tubercule urétral; 14 = ouverture urétrale;15 = vestibule; 16 = vulve; 17 = bifurcation interne de l’utérus
Crânialement les cornes se séparent les unes des autres et commencent à avoir une disposition spiroïdale, en corne de bélier, d'abord se courbant ventralement, puis caudalement, et enfin dorsalement. Les apex (singulier, apex) des cornes utérines sont en forme de « S ». Le bord libre des cornes est très convexe, tandis que le bord mésométrial sert à la fixation du mésomètre. Les cornes utérines sont séparées à l'intérieur de l'utérus par le vélum de l'utérus, similaire à la configuration chez les carnivores et chez les truies.
Le corps de l'utérus, apparemment long, est en réalité seulement entre 3 cm et 4 cm de long chez les vaches et entre 2 cm et 3 cm de long chez les petits ruminants. Ce corps est suspendu par un très grand mésomètre, à partir duquel le ligament rond de l'utérus est originaire. A l'intérieur, les deux cornes s’ouvrent séparément.
L'endomètre (la muqueuse) de chaque corne utérine et du corps comporte quatre plis longitudinaux proéminents séparés par des rainures transversales qui divisent la muqueuse en dizaines de segments. Deux plis accessoires sont remarqués, et en conséquence, chaque segment des plis s'isole et se développe dans une caroncule indépendante. Il y a de 80 à 120 caroncules chez les vaches, et plusieurs chez les brebis et les chèvres, disposées sur quatre rangées. Les caroncules sont pédiculées chez tous les ruminants, mais chez les vaches la surface est arrondie, chez les brebis, concave comme une tasse, et la chèvre, plate, parfois concave.
Chez les vaches pendant la gestation, les caroncules deviennent plus grandes comme une pomme de terre de taille moyenne. Leur surface a un aspect spongieux, à cause des nombreuses et profondes cryptes dans lesquels les villosités des cotylédons du placenta s’implantent (à partir de la présente description, le placenta est de type cotylédonaire). Chaque caroncule et le cotylédon correspondant forment un placentome.
Le col est le troisième, le dernier et le plus caudal segment de l'utérus. Le col atteint 10 cm de longueur chez la vache et 4 cm de longueur chez les petits ruminants. Il est rigide en comparaison avec le reste de l'utérus et du vagin; Par conséquent, il est facile à être identifié via le rectum. Le canal cervical est irrégulier. L’ostium utérin externe (la communication entre l'utérus, le col de l'utérus et le vagin) entre dans le vagin et est entouré par le fornix vaginal. Chez les vaches, quatre plis circulaires de l'endomètre et des parties de la couche du muscle circulaire interne s’entrecroisent dans une relation très ferme de sorte qu'entre deux périodes d'œstrus le canal est pratiquement impénétrable. Chez les petits ruminants, la quantité de fibres musculaires dans les plis circulaires de l'endomètre du col est supérieure à celle des vaches. La saillie du col dans le vagin (beaucoup plus visible chez la vache que chez les petits ruminants) se compose du dernier pli circulaire de l'endomètre.
Les plis circulaires de l'endomètre sont traversés par des plis longitudinaux, qui donnent l'apparence d'une fleur ouverte.
Chez la vache, pendant les premières 24 à 36 heures de l'œstrus, l'ostium utérin externe permet à la pointe de la pipette pour l'insémination artificielle d’entrer deux centimètres, puis il se referme. Après la parturition, le canal cervical permet à un opérateur d'introduire une main (pour l'extraction manuelle d'un placenta retenu ou pour l'introduction des médicaments) que pour 36 à 48 heures. En outre, l'insémination artificielle de nos jours est réalisée en guidant la pipette d'une main introduite dans le rectum et palpant le col ferme.
Les ligaments larges sont crânialement larges et divergents.
Ils sont épais, solides, de forme triangulaire, et se composent de nombreuses fibres musculaires lisses. Le péritoine couvre l'utérus comme périmétrium; il continue vers le rectum dorsalement et vers la vessie ventralement. Par conséquent, deux poches péritonéales sont décrites: la poche recto-génitale et la poche vessico-génitale. La poche recto-génitale est située plus caudale, au niveau du premier quart du vagin, tandis que la poche vésico-génitale atteint seulement l'origine du vagin.
Entre le périmétrium et l'endomètre se trouve un muscle lisse appelé myomètre. Le myomètre a deux couches: une couche superficielle longitudinale visible sous le périmétrium et une couche circulaire profonde qui est plus épaisse dans la région cervicale. A la base, les deux cornes utérines sont reliées entre elles par les fibres musculaires transversales ou obliques.
Le vagin
Chez les vaches le vagin mesure 30 cm et il est très extensible latéralement. Son inclinaison cranio-ventrale présente une profondeur inégale du fornix qui est plus profond dorsalement (environ 3 cm) que ventralement (environ 1 cm). Nervures annulaires vaginales, plus épaisses et plus proéminentes vers le col et séparés par des rainures, sont visibles dans le cadre de la muqueuse. La nervure la plus crânienne est la plus proche de la partie vaginale du col et l'entoure, en apparaissant apparemment comme un double col. Un hymen réduit peut être observé chez certaines femelles, juste crânial à l'ostium urétral externe. Chez les petits ruminants le vagin est seulement 10 cm de long.
Le vestibule
Chez les vaches, le vestibule est de 8 cm à 10 cm de long et il est orienté caudo-ventralement, étant suspendu au-dessus de l'arc ischiatique.
Par conséquent, l'exploration du vestibule est plus facile que celle du vagin. Au plancher, au bord entre le vestibule et le vagin, l'urètre s’ouvre par l’ostium urétral externe. Le diverticule sub-urétral (présent seulement chez les truies et les ruminants) s’ouvre dans l'orifice urétral externe. Ceci est un sac aveugle, 2 cm de profondeur, situé derrière l'orifice urétral. Pour éviter ce sac pendant le cathétérisme de la vessie, il faut introduire un doigt dans le diverticule et introduire le cathéter dans l'urètre par-dessus du doigt.
Les nombreuses glandes vestibulaires mineures s’ouvrent sur le plancher et vers les parois latérales du vestibule. Deux canaux de Gärtner symétriques sont généralement situés sur les deux côtés de l’ostium de l'urètre, et dans le prolongement en direction caudale, les deux principales glandes vestibulaires apparaissent. Chez les chèvres il n’existe pas de glandes vestibulaires majeures ou mineures; elles sont parfois présentes chez les brebis.
La vulve et le clitoris
Les lèvres de la vulve sont plus épaisses chez les vaches que chez les petits ruminants, et elles sont arrondies. La commissure ventrale est pointue et munie de poils fins.
Le clitoris long de -10 cm à 12 cm chez les vaches – 2 cm à 2,5 cm de long chez les petits ruminants, est flexible, pratiquement il n'a pas de glandes, et il est situé dans une fosse peu profonde. La partie libre du clitoris est légèrement projetée sur le plancher de la vulve et le prépuce est moins évident.
Juments
L’ovaire
L'ovaire des juments est totalement différent de l'ovaire des autres espèces. Le cortex (la zone parenchymateuse), qui contient les follicules est central et la médullaire (la zone vasculaire) est périphérique. En forme d’haricot et relativement grands (de 5 cm à 8 cm de long, 2 à 4 cm de diamètre) et d'un poids moyen de 60 g chacun, les ovaires sont entourés du péritoine. L'exception, spécifique aux juments, est une fossette ovarienne pour chaque ovaire; ces fossettes sont sculptées sur les bords libres des ovaires. Les bords libres sont orientés ventro-crânial. Certains cliniciens appellent les fossettes ovariennes fossettes de l'ovulation. Les ovaires sont reliés aux cornes utérines correspondantes par les ligaments forts et courts propres aux ovaires. Le mésovarium est généralement divisé en un mésovarium proximal et un distal par la fixation du mésosalpinx.
Les ovaires sont situés entre 5 cm et 15 cm caudalement par rapport aux reins, au niveau de la quatrième et cinquième vertèbre lombaire et de 4 cm à 5 cm par rapport à l'apex des cornes utérines. Pour le profit de l'exploration par voie rectale, l'ovaire droit vient en contact avec la base du caecum, parfois au niveau du duodénum, tandis que l'ovaire gauche est entouré par des boucles du jéjunum ou du côlon descendant. La bourse séreuse ovarienne sera décrite par la trompe utérine.
Les trompes utérines
Très flexueuses et entre 20 cm et 30 cm de longueur, chaque trompe utérine est reliée au mésovarium par un court mésosalpinx. Les fimbriae de la trompe utérine qui entoure l'infundibulum et l'ouverture abdominale sont abondants.
Les fimbriae ovariennes sont également présents. Chez les juments seulement, les trompes débouchent dans la corne de l'utérus dans le centre d'une petite papille, munie d'un petit sphincter. La bourse ovarienne peu profonde est décrite entre le mésosalpinx, le mésovarium distal, l'ovaire, et le ligament correspondant à l'ovaire.
Fig.22 Tractus génital chez les juments (Iancu M., 2014)
1 = tissu adipeux; 2 = ligament large (mésomètre); 3 = fosse clitoridienne; 4 = vagin crânial; 5 = col; 6 = bifurcation utérine externe; 7 = lèvres; 8 = ovaire; 9 = cicatrices placentaires; 10 = vessie ; 11 = corps de l'utérus; 12 = corne de l'utérus; 13 = tubercule urétral; 14 = ouverture urétrale;15 = vestibule; 16 = vulve; 17 = bifurcation interne de l’utérus
L'utérus
Par contraste avec les autres espèces, l'utérus des juments a un corps relativement court mais large, à partir de 14 cm à 25 cm de long.
Chaque corne utérine est comprise entre 12 cm et 20 cm de long, et le col est de 5 cm à 8 cm de long. Chez les juments, l'extrémité crânienne du corps est appelée le fond de l'utérus car le corps de l'utérus n'a pas été divisé par le velum de l'utérus, comme chez les autres espèces. Les deux cornes sont projetées crânialement dans une position divergente et sont légèrement incurvés ventralement. L'endomètre à la fois du corps et des cornes présente des plis longitudinaux. Le col est centré par un canal cervical droit, qui s’ouvre sur la partie vaginale la plus proéminente et plissée du col. L'endomètre du canal cervical a beaucoup de plis longitudinaux.
La partie vaginale du col de l'utérus est ancrée sur les parois du vagin par des plis verticaux appelées frenula (singulier, frenulum). Pendant la période de diœstre et d’œstre, seul le frenulum dorsal peut être identifié. Pendant la gestation, un frenulum dorsal et un frenulum ventral ancrent la partie vaginale du col au fornix vaginal.
Les cornes et la partie crânienne de l'utérus sont situées à l'intérieur de la cavité abdominale, tandis que le reste du corps et de l'ensemble du col sont situés à l'intérieur de la cavité pelvienne.
Le ligament large est long et fort, et contient de nombreuses fibres musculaires lisses. Le ligament rond de l'utérus provient du ligament large près de l'apex de chaque corne utérine. Le ligament rond est enfermé dans un pli latéral du ligament large, se prolonge jusqu'à l'anneau inguinal profond, et ressemble à un appendice avec une extrémité arrondie.
Le vagin
Chez les juments le vagin est de 20 cm à 25 cm de long. Le fornix est profond en raison de la proéminence prolongée de la partie vaginale du col dans le vagin.
La muqueuse présente des plis longitudinaux fines. L'hymen est bien développé chez presque toutes les femelles, il a des formes différentes, et il est situé juste crânialement par rapport à l’ostium urétral externe.
Le vestibule
Le vestibule et la vulve débordent au-delà de l'arcade ischiatique. L’ostium urétral externe se situe à une distance entre 10 cm et 12 cm crânialement par rapport à la commissure ventrale de la vulve. Seules les glandes vestibulaires mineures sont présentes. Les bulbes vestibulaires sont très bien développés (de 5 cm à 6 cm de hauteur et 3 cm de large).
La vulve et le clitoris
Les lèvres de la vulve sont généralement pigmentées, et elles contiennent de nombreuses glandes sudoripares et sébacées. La commissure postérieure de la lèvre est pointue, tandis que la commissure ventrale est arrondie.
Le clitoris est très développé ayant une langueur de 7 cm à 9 cm. Le gland est volumineux, situé dans la fosse du clitoris et attaché au prépuce par le frenulum du clitoris. Renfoncements latéraux et ventraux peuvent être identifiés autour du gland. Si le prépuce est tiré vers le haut, on peut identifier un sinus additionnels médian et deux latéraux.
a.
b.
Fig. 23 a. (vache, brebis, génisse, jument) et b. (chienne, chatte) Vulve chez les animaux domestiques (Iancu M., 2014)
Les organes génitaux masculins
Morphologie
Carnivores
Les testicules, l’épididyme, le canal déférent, le cordon spermatique, et les tuniques.
La descente des testicules se produit très tard au cours du développement. Les testicules prennent leur place normale dans le scrotum entre la deuxième et la troisième semaine après la naissance.
Globulaires en forme, les deux testicules des carnivores pèsent de 1/750-1/1850 du poids corporel. Le grand axe de chaque testicule est orienté obliquement, cranio-ventralement. L'albuginée est épaisse et le médiastinum testis est situé au milieu du testicule. L'artère testiculaire, qui est profondément ancrée à l'albuginée, montre un dessin caractéristique de la surface du testicule. De petits anastomoses artério-veineuse entre l'artère testiculaire et la veine testiculaire ont été décrites chez le chiens.
L'épididyme est fixé à la frontière dorso-latérale du testicule. La tête de l’épididyme commence à partir de la surface médiane du testicule, mais elle atteint la position dorso-latérale pour continuer avec le corps et la queue. Chez les chiens, la tête et la queue de l'épididyme dépassent la tête et la queue du testicule, alors que chez les chats seule la tête de l'épididyme dépasse légèrement la tête du testicule.
L’albuginée de l’épididyme est plus mince que celle du testicule. Le canal épididymaire chez les chiens est compris entre 5 mm et 8 mm de long, tandis que chez les chats, elle est de 1,5 mm à 3 mm de long; il est sinueux chez les deux espèces. La queue de l’épididyme est attachée à la queue du testicule par un court ligament du testicule et directement au fascia spermatique interne (il n'y a pas de ligament de la queue de l'épididyme chez les carnivores, car le fascia spermatique interne adhère à la queue de l'épididyme). Le ligament scrotal (gubernaculum testis) rejoint le fascia spermatique interne aux dartos (voir la description générale).
Fig. 24 Organes génitaux chez les chiens (http://www.kangablue.net/anatomy.asp)
Fig. 25 Tractus génital chez les matous (Iancu M., 2014)
Le canal déférent commence comme un conduit tortueux le long de la frontière épididymale du testicule et médianement par rapport à l’épididyme dans une direction caudocrâniale à cause de la position du testicule. Après le canal déférent passe au-dessus de la tête de l’épididyme, il entre dans le cordon spermatique et continue jusqu’à l’anneau vaginal. Dans la cavité abdominale, le canal déférent fait une courbe dans une direction dorso-caudale pour entrer dans la cavité pelvienne et atteindre l’urètre. Dans son parcours du début jusqu’à la fin, les mésoductus déférents, également partie du cordon spermatique, est attaché au canal déférent.
Avant d’atteindre l’urètre, le canal déférent traverse ventralement l’uretère, puis dorsalement sur le ligament latéral de la vessie. Pour arriver à l’urètre, le canal déférent pénètre dans la prostate et s’ouvre sur les côtés latéraux des colliculus séminal. Avant qu’ils touchent la glande de la prostate, le canal déférent et les uretères sont soutenus par le pli génital, un pli péritonéal viscéral. Un utérus rudimentaire peut généralement être vu entre les deux couches du pli génital. L’ampoule du canal déférent avec les glandes est présente que chez les matons, mais elle n’est pas trop évidente.
Le cordon spermatique et tuniques du cordon spermatique et le testicule ne diffèrent pas de la description générale, mais ils diffèrent légèrement du chien au maton. Chez les chiens le cordon spermatique est de 8 cm à 10 cm de long chez les chiens de taille moyenne, et il est orienté obliquement, ventro-caudalement. Le scrotum et les testicules sont situés distalement dans la région périnéale. Chez les matons, le cordon spermatique est horizontal et proportionnellement plus long par rapport à celui des chiens. Le scrotum et les testicules sont situés de manière proximale dans la région périnéale, dans une position sous-anale.
Les glandes génitales accessoires
Chez les chiens, seule la glande de la prostate est présente, alors que chez les matons, la prostate et les glandes bulbo-urétrales sont présentes. Aucune glande vésiculaire n’est pas présente chez l’une de ces espèces.
La glande de la prostate comporte deux parties : le corps et la partie disséminée. Chez les deux espèces, le corps a deux lobes droit et gauche, avec une surface inégale. Chez les chiens, le corps est sphérique et entoure complètement l’urètre, tandis que chez les matons, la prostate est fixée uniquement sur le toit et les parois latérales de l’urètre. La prostate ouvre sur le toit de la partie prostatique de l’urètre. La partie disséminée de la prostate se présente sous forme de petits lobules chez les deux espèces.
Les glandes bulbo-urétrales (présentes uniquement chez les matons) sont très petites (jusqu’à 5 mm de diamètre) et se trouvent en contact direct avec la paroi dorso-latéral de l’urètre, au niveau de l’arcade ischiatique.
Le pénis du chien est très différent de toutes les autres espèces par les caractéristiques suivantes :
1. Il est muni d’un pénis qui a un os (le cartilage se trouve chez les matous).
2. Le pénis du corps spongieux est deux fois plus épais que le pénis du corps caverneux.
3. Il a un très long gland, avec une partie longue et une ampoule. « Le phénomène de l’érection retardée chez les chiens est due à la lenteur des engorgements du bulbe du gland et par le long gland ».
4. Le feuillet interne du prépuce est fixé à l’ampoule du gland du pénis ; par conséquent, le pénis entièrement en érection est représenté seulement par le gland du pénis.
Cochons
Le Testicules, l’épididyme, le canal déférent, le cordon spermatique et les tuniques
La descente des testicules est tardive. Ils prendront leur place définitive dans le scrotum peu avant la naissance.
Relativement fréquents les mâles cryptorchides sont caractéristiques pour cette espèce.
Les deux testicules représentent de 1/200e à 1/300ème du poids corporel. Ils sont très grands et peuvent atteindre des poids compris entre 200 g et 800 g. Les testicules sont situés dans une position sousanale, près de l’anus, et leurs queues sont orientées dorsalement et légèrement caudalement. Ceci est la même que l’orientation de la queue de l’épididyme. Par conséquent, le cordon spermatique volumineux est très long et presque horizontal.
Le canal inguinal est très oblique caudo-ventralement ce qui facilite la hernie du scrotum chez cette espèce. L’albuginé, et surtout la médiastinum testis et les cloisons interlobulaires (septa) sont très épais. L’artère testiculaire a une conception spécifique en fonction de l’espèce.
L’épididyme est volumineux. La queue de l’épididyme est projeté loin caudale en dépassant la queue du testicule et en rassemblant à un appendice du testicule. La tête de l’épididyme dépasse un peu la tête du testicule. Le canal épididymaire est de 17 mm à 18 mm de long et très tortueux. Le ligament correspondant au testicule et le ligament de la queue de l’épididyme sont présents.
Le canal déférent est très long, jusqu’à 30 cm. Il n’est fourni ni d’une ampoule ni de glandes. Le cordon spermatique et les tuniques du cordon spermatique et le testicule sont légèrement différentes des autres espèces en ce que le cordon spermatique est très long et presque horizontal, et le ligament mesofuniculaire est fixé à la paroi dorsale du canal vaginal. En outre, le scrotum est en position suous-anale.
Fig.26. Tractus génital chez les verrats (Iancu M., 2014)
ampoule ; 2- vessie ; 3- corps de la prostate ; 4- muscle uterthrale (urethralis lat.) ; 5- muscle ischio-caverneux (cavernosus lat.) ; 6- muscle crémaster ; 7- glande vésiculaire ; 8-crus pénis ; 9- muscle rétracteur du pénis ; 10- verge du pénis ; 11- gland du pénis ; 12- flexure sigmoïde ; 13-canal déférent ; 14-testicule
Les glandes génitales accessoires
Les trois principales glandes génitales sont présentes chez les cochons mâles.
Les glandes vésiculaires sont très grandes chez un mâle adulte. Au contraire, les glandes sont très réduites jusqu’à la puberté et chez les mâles castrés. En forme de pyramide, chaque glande vésiculaire pèse de 75 g à 400 g et atteint de 12 cm à 17 cm de longueur, de 6 cm à 8 cm de largeur et de 3 à 5 cm d’épaisseur. La base de la pyramide est crânialement orientée et tombée dans la cavité abdominale, dorsalement par rapport à la vessie. Les glandes symétriques se touchent dans le plan médian, couvrant et cachant la glande de la prostate. Les glandes vésiculaires sont situées à l’intérieur du pli génital. Leur surface est lobulée et rouge rosâtre.
Le canal excréteur unique de chaque glande ouvre sur le côté homolatéral du canal déférent, latéralement aux colliculus seminalis. Avant la puberté ou chez les mâles castrés tôt dans la vie, ces glandes sont très petites, de chaque côté de la partie compacte de la glande de la prostate
La glande de la prostate a une très petite partie compacte, et une partie disséminée largement répandue. La partie jaunâtre-rosâtre compacte est constituée de deux lobes symétriques et est chevauchée par les glandes vésiculaires, tandis que la partie diffusée entoure complètement l’urètre. De nombreux canaux excréteurs des deux parties s’ouvrent dans l’urètre prostatique. Avant la puberté et chez les mâles castrés tôt, la partie compacte de la prostate est très petite.
Les glandes bulbo-urétrales sont très grandes, couvrant complètement l’urètre du bulbe du pénis (à la sortie du bassin) jusqu’au bord crânien du plancher pelvien. Elles peuvent atteindre de 15 cm à 18 cm de longueur et de 5 cm à 6 cm de largeur. Complètement entourées par les muscles, les glandes bulbo-uréthrales se touchent jusqu’aux bords médiaux. Chaque glande a un seul canal excréteur, qui débouche dans l’® urétrale (cette description est spécifique pour les cochons et les ruminants) et qui est relié à l’urètre du pénis, à proximité de l’arcade ischiatique, à la transition entre l’isthme urétral et l’urètre du pénis. Avant la puberté ou chez les mâles castrés tôt dans la vie, les glandes bulbo-urétrales sont très réduites en volume.
Le pénis
Le pénis des cochons a plusieurs caractéristiques particulières et distinctes, comme suit :
1. Le pénis est très long (60 cm en moyenne) et mince (2 cm de diamètre).
2. Il y a une anse sigmoïde très proche de l’origine du pénis, qui commence crânialement par rapport à la fixation du muscle ischio-caverneux et aux testicules.
3. Le albuginée est très épaisse, et entoure non seulement le corps caverneux du pénis du corpus, mais aussi l’urètre et le corps spongieux du pénis ; il n’y a pas de cloison médiane du pénis entre les deux corps caverneux, mais au lieu, il y a un axe fibreux.
4. Le bulbe du pénis est volumineux.
5. À l’exception d’une petite apparition au niveau du bulbe du pénis, le corps spongieux du pénis est pratiquement absent.
6. Le muscle bulbo-spongieux est limité au bulbe du pénis.
7. Le muscle ischio-caverneux est fixé à la courbe proximale de l’anse sigmoïde.
8. Le muscle rétracteur du pénis s’étend crânialement vers la courbe distale de l’anse sigmoïde.
9. L’apex du pénis, muni d’un gland du pénis réduit, est de forme cylindrique et en spirale d’abord à droite, puis dorsalement, et enfin à la gauche ; cette spiralisation est due à l’asymétrie du corps caverneux et à l’albuginée ; un pénis raphé rejoint le gland dans la partie libre du pénis.
10. Le gland du pénis est muni d’un réseau veineux qui relie l’alimentation veineuse du corps spongieux du pénis.
11. Le prépuce est divisé en deux compartiments inégaux par un pli circulaire du feuillet interne, qui sépare la cavité en un compartiment caudal très long (de 20 cm à 25 cm) et un compartiment crânien très court. Le compartiment crânien est pourvu d’un diverticule prépuce, spécifique aux cochons, un sac grand dorsal bilobé (environ 135 ml de capacité), qui se déverse la sécrétion dans la partie supérieure de la cavité du prépuce. Les deux moitiés symétriques du diverticule sont séparées par un pli médian fixé dans la partie supérieure du diverticule. Le feuillet interne du prépuce et la peau qui recouvre la partie libre du pénis contient de nombreux nodules lymphatiques.
12. Les muscles préputiaux crâniens sont forts, ils couvrent le diverticule du prépuce, en l’aidant à se vider, et fusionnent sur la face ventrale du prépuce.
13. Les muscles préputiaux caudaux sont minces. Ils s’étendent des anneaux inguinaux superficiels jusqu’aux bords latéraux du prépuce ; ils ne parviennent pas à l’ostium du prépuce.
Ruminants
Le testicule, l’épididyme, le canal déférent, le cordon spermatique, et les tuniques
De forme ovale, chaque testicule des taureaux est entre 10 cm et 12 cm de long et de 6 cm à 8 cm de large, et pèse entre 250 g et 300 g. Chez les petits ruminants, les testicules sont plus sphériques. Chez le bélier, les testicules pèsent entre 200 g et 250 g chacun, alors que chez les boucs ils pèsent entre 130 g et 160 g chacun.
Les testicules sont situés dans une position verticale, avec la tête de l’épididyme proximalement et la queue de l’épididyme distalement aux deux pôles correspondants des testicules et en dépassant ces deux pôles. Le bord de l’épididyme du testicule dans le taureau est orienté médiale, tandis que chez les petits ruminants, il est orienté caudo-médialement. Le canal épididymal est long de 40 mm à 50 mm chez les taureaux et de 40 mm à 60 mm chez les petits ruminants.
Le ligament correspondant du testicule et le ligament de la queue de l’épididyme sont très forts chez tous les ruminants.
Le canal déférent est muni d’une ampoule de 12 cm à 15 cm qui se déplace côte à côte avec la structure symétrique avant qu’il ne pénètre au-dessous de la prostate et débouche dans l’urètre. Le canal excréteur ne rejoint pas le canal de la glande vésiculaire ; par conséquent, il n’y a pas de canal éjaculatoire.
Le cordon spermatique est vertical et 20 cm de long. Les tuniques testiculaires extra-abdominales, y compris le septum scrotum, sont épaisses, en particulier chez le taureau. Le raphé du scrotum est profond et évident.
Les glandes génitales accessoires
Les glandes vésiculaires sont allongées et grandes chez les taureaux, atteignant 10 cm de longueur ; elles sont arrondis et beaucoup plus petites dans les petits ruminants. La surface des glandes est inégale et lobulé. Chaque lobule a son canal excréteur qui rejoint les autres canaux dans un canal excréteur commun. Celui-ci se déplace en profondeur à la glande de la prostate avant de s’ouvrir dans l’urètre.
Uniquement chez les taureaux la prostate a un corps réduit situé sur la face dorsale de l’urètre. Les deux lobes et l’isthme sont vaguement séparés les uns des autres. Toutefois, la partie disséminée est présente chez tous les ruminants. La partie disséminée chez les taureaux se prolonge jusqu’à l’isthme urétral et entoure totalement l’urètre ; chez les béliers elle est présente uniquement sur les parois latérale et dorsale de l’urètre ; et chez les boucs, elle entoure complètement l’urètre.
Fig. 27A. Tractus génital chez les taureaux (Iancu M., 2014)
ampoule ; 2- vessie ; 3- corps de la prostate ; 4- muscle uterthrale (urethralis lat.) ; 5- muscle ischio-caverneux (cavernosus lat.) ; 6- muscle crémaster ; 7- glande vésiculaire ; 8-crus pénis ; 9- muscle rétracteur du pénis ; 10- verge du pénis ; 11- gland du pénis ; 12- flexure sigmoïde ; 13-canal déférent ; 14-testicule
Les glandes bulbo-urétrales sont en forme elliptique chez les taureaux, sphérique chez les petits ruminants, et situées chez toutes ces espèces dorsalement à l’isthme urétral. Ces glandes sont couvertes par le muscle bulbo-glandulaire ; par conséquent, chez les taureaux, elles ne peuvent pas être ressentis par palpation rectale. Le canal excréteur débouche dans l’urètre par l’intermédiaire de l’® de l’urètre, d’une manière similaire à celle représentée chez les cochons.
Le pénis
Du type fibro-élastique, le pénis chez les ruminants est très long, mais avec un petit diamètre. Chez les taureaux, le pénis peut atteindre de 80 cm à 100 cm de longueur, avec un diamètre de 3 cm à 4 cm ; tandis que chez les petits ruminants, le pénis est de 30 cm à 50 cm de long et d’un diamètre inférieur à celui des taureaux.
Fig. 27B .Tractus génital mâle chez les petits ruminants (Iancu M., 2014)
L’albuginée est très épaisse et entoure le corps caverneux, le corps spongieux, et l’urètre pénien tous ensemble. Il y a une cloison fibreuse orientée verticalement à l’intérieur du corps caverneux du pénis, d’où proviennent les trabécules qui contournent les cavernes.
La racine du pénis est très grand, montrant un bulbe du pénis et un muscle bulbo-spongieux épais et large. Semblable à celui des cochons, le muscle bulbo-spongieux ne se poursuit pas sur la surface ventrale du pénis. Les pédoncules sont forts et couverts par de très gros muscles ischio-caverneux.
Le corps du pénis est double fléchi avant qu’il atteigne le niveau des cordons spermatiques. La première flexion est dorsalement à la seconde. Fait intéressant, les muscles rétracteurs de pénis ne suivent pas l’anse sigmoïde. Ils se déplacent en ligne droite crânialement, s’attachent à la flexion ventrale, et continuent crânialement vers le gland du pénis ; ils diminuent et disparaissent avant qu’ils atteignent le gland. Le corps spongieux du pénis poursuit crânialement le bulbe du pénis pour une courte distance.
Chez les taureaux, la partie libre du pénis est seulement 10 cm de long dans la position de repos. Le pénis de forme cylindrique devient progressivement conique et se termine par le gland du pénis. La partie libre est légèrement tordue dans le sens antihoraire, montrant un pénis de raphé orientée obliquement à la fin du frenulum du prépuce.
Seulement chez les taureaux et les boucs, un ligament apical est présent sur la face dorsale de l’albuginée. Les fibres du ligament sont inégalement réparties, et elles diffèrent par l’épaisseur et l’élasticité. Ce fait, ajouté à la présence de fibres hélicoïdes dans l’albuginée, explique la forme torsadée de la partie libre du pénis chez les taureaux. Caractéristique aux béliers est la présence d’un tubercule érectile (tubercule spongieux) sur le côté gauche de la partie libre du pénis.
Le pénis du raphé est également présent chez les petits ruminants.
Les glands du pénis diffèrent dans la forme d’une espèce à l’autre et ils sont accompagnés par le processus urétral apparent. Chez les taureaux, le gland est arrondi, allongé, et se termine par la flexion sur le processus urétral externe. Chez les petits ruminants, le gland est fortement séparé de la partie libre du pénis par une pause. Chez les béliers, un tubercule est présent à l’extrémité caudale du gland du pénis, dans une position opposée au tubercule spongieux.
Le prépuce est long et étroit. Il est assuré par des plis longitudinaux et quelques-uns transversaux. Le frenulum du prépuce se poursuit avec le pénis du raphé. L’orifice du prépuce est aussi étroit et protégée par des poils longs. Les deux muscles préputiaux crânien et caudale sont présents avec les muscles caudaux plus longs que les muscles crâniens.
Chez les petits ruminants, le processus urétral est de 4 cm de long chez les béliers et de 2,5 cm de long chez les boucs, et il dépasse la limite du gland. Le processus urétral chez les petits ruminants contient du tissu érectile, qui est visible au cours de l’érection.
Chevaux
Le testicule, l’épididyme, le canal déférent, le cordon spermatique, et les tuniques
En forme ovoïdale et mesurant de 9 à 11 cm de long, de 6 cm à 7 cm de hauteur et de 5 cm à 6 cm de large, chaque testicule chez les chevaux peut peser entre 100 g et 300 g. L’axe long est horizontal que dans cette espèce, avec la tête en position crânienne, et la queue caudale. Le médiastin testis est peu développé et est plus proche de la tête du testicule. Les mésorchium proximal et distal sont séparés par la fixation des meso-epididymes.
L’épididyme est situé sur le bord dorsal du testicule.
La tête de l’épididyme ne dépasse pas la tête du testicule, alors que la queue de l’épididyme est très détachée.
Le canal de l’épididyme, qui peut avoir 85 m de longueur, est le plus long chez les espèces domestiques. La bourse testiculaire, le ligament du testicule, le ligament de la queue de l’épididyme, et le ligament scrotal sont tous bien défini.
Le canal déférent est de 60 cm et 70 cm de long, et l’ampoule est comprise entre 15 cm et 25 cm de long, avec un diamètre de 2 cm à 2,5 cm. Les ampoules, les vésicules séminales et les deux uretères sont tous ensemble reliés par le pli génital. Dans le centre du pli, l’utérus rudimentaire est habituellement présent chez les chevaux.
Le cordon spermatique est court (de 12 cm à 13 cm), mais volumineux. Verticalement orientées dans le mésorchium proximal, de nombreuses fibres musculaires lisses peuvent être vues à l’œil nu à travers la transparence, autrefois appelé muscle crémaster interne.
Le muscle crémaster est fort et couvre la face cranio-latérale du fascia spermatique interne. Le reste des tuniques sont semblables à celles des autres espèces.
Les glandes génitales accessoires
Les vésicules séminales correspondent aux glandes vésiculaires des ruminants et des cochons. La surface des vésicules séminales est uniforme et lisse, et elles rassemblent aux petites vessies ayant 15 cm de long et de 4 cm à 5 cm de large. Pour une courte distance à la fin, le canal excréteur de chaque vésicule rejoint l’homo-latéralement l’ampoule du canal déférent, un canal commun qui est le canal éjaculatoire. Les apex des glandes soit dépassent un peu le bord crânien du pli génital, ou ils sont totalement à l’intérieur du pli génital.
La prostate, situé rétro-péritonéalement, ne montre que la partie compacte, avec deux lobes reliés par un isthme épais.
Chaque lobe est de 6 cm à 10 cm de longueur et de 3 cm à 5 cm de largeur.
Les glandes bulbo-urétrales sont de forme ovoïde, de 4 cm à 6 cm de long et de 2 cm à 3 cm de largeur. Les lobes sont situés sur la face dorsale de l’isthme de l’urètre (l’urètre à la sortie du bassin) dans une position divergente caudo-crânialement.
Couvert par le muscle bulbo-glandulaire, chaque glande débouche à l’intérieur de l’urètre par l’intermédiaire de six à huit canaux excréteurs. Les glandes de la prostate sont difficiles à toucher par le rectum.
Fig. 28 Tractus génital mâle chez les étalons (Iancu M., 2014)
ampoule ; 2- vessie ; 3- corps de la prostate ; 4- muscle uterthrale (urethralis lat.) ; 5- muscle ischio-caverneux (cavernosus lat.) ; 6- muscle crémaster ; 7- glande vésiculaire ; 8-crus pénis ; 9- muscle rétracteur du pénis ; 10- verge du pénis ; 11- gland du pénis ; 12- flexure sigmoïde ; 13-canal déférent ; 14-testicule ; 15- queue de l’épididyme
Le pénis
Le pénis des chevaux appartient au type musculo-caverneux, avec beaucoup d’espaces caverneux et moins de trabécules. Dans une position de repos, les mesures de pénis sont de 50 cm à 60 cm, prépuce ayant 20 cm. En érection, le pénis peut avoir 80 cm à 90 cm et de 5 cm à 6 cm en diamètre. La racine du pénis est bien représentée par les deux solides pédoncules et le bulbe du pénis. Les pédoncules se chevauchent sur les muscles ischio-caverneux qui, par rapport à ceux des taureaux, sont moins épais.
Distal à la jonction des pédoncules, le corps du pénis est attaché à la symphyse pelvienne par des feuillets fibreux des aponévroses des muscles gracilis, collectivement appelés le ligament suspenseur du pénis. Le corps est aplati latéralement à son origine, alors que dans la partie libre du pénis il devient cylindrique. Spécifique au cheval, il y a une rainure sur la face dorsale du pénis. Sur la face ventrale, la rainure urétrale est sculptée afin de protéger l’urètre entouré par le pénis du corps spongieux.
Le gland du pénis qui contient le gland du corps spongieux est volumineux, et la couronne du gland peut atteindre le diamètre de 13 cm à 16 cm au cours de l’érection. Le gland du corps spongieux est un tissu érectile doux recouvert d’une mince couche de peau, la continuation de la lame interne du prépuce. Chez les chevaux, le gland du pénis est une structure unique et complexe. La circonférence du gland est appelée la couronne du gland. Le cou (collum glandis) sépare le gland de la partie libre du pénis. Spécifique aux chevaux, le procès urétral avec l’orifice urétral externe dépasse le gland de 2 cm et est entouré par la fosse du gland. Chez les chevaux, la fosse du gland est pourvue d’un diverticule dorsal bilobé appelé sinus urétral. Une cloison médiane ventrale incomplète appelée le septum du gland relie le processus urétral au gland. Le gland du pénis couvre le corps caverneux par un procédé dorsal de 10 cm de long, qui se diminue la taille vers l’extrémité caudale.
Le prépuce est unique chez les chevaux. Le feuillet externe se poursuit avec le feuillet interne au niveau duquel l’orifice du prépuce est décrit, comme dans toutes les autres espèces ; mais le feuillet interne fait un pli supplémentaire appelé le pli du prépuce. Ce pli sépare le feuillet interne de la partie libre du pénis, y compris le gland du pénis, et se continue avec la peau fine sur la surface de la partie libre du pénis. Le pli du prépuce possède une couche externe et une couche interne. La transition entre les deux couches décrit l’anneau préputial qui apparaît comme un anneau épais sur la surface du pénis en saillie à partir du prépuce. La cavité du prépuce est l’espace entre le feuillet interne du prépuce et la partie libre du pénis, dans lequel se trouve le pli du prépuce en position de repos du pénis à l’intérieur du prépuce. Il n’y a pas de muscles préputiaux chez les chevaux.
Les muscles du pénis sont semblables à ceux des autres espèces. Le muscle rétracteur du pénis est très long et se termine à la proximité du gland du pénis.
L’appareil génital femelle
Histologie
L’OVAIRES
Architecture générale
1. L’ovaire est une structure ovoïde qui peut être divisé dans le cortex externe et dans la médullaire interne. Chez les juments mûres, ces zones sont inversées. Le tissu cortical dans ce cas ne reste à la surface que dans la fosse de l’ovulation qui est le lieu de toutes les ovulations.
2. La surface de l’ovaire est recouverte par un épithélium cubique bas, l’épithélium germinatif. En dépit de son nom, cet épithélium n’est pas impliqué dans la production de cellules germinales et terme l’épithélium de surface semble être plus approprié.
3. Immédiatement sous l’épithélium de surface est une couche de tissu conjonctif appelé l’albuginée.
4. Cortex – Dans cette zone il y a des follicules ovariens à divers stades de développement et le corps jaune. Ces structures sont intégrées dans un stroma de tissu conjonctif lâche.
5. Médullaire – Cette zone contient des tissus et des vaisseaux sanguins conjonctifs. Elle est en continuité avec la mésovarium.
Le développement folliculaire
Folliculo-genèse – le processus continu se produisant tout au long de la vie reproductive de sorte que les cohortes de follicules primordiaux subissent une maturation au cours de chaque cycle de reproduction.
Un follicule est une structure contenant un ovocyte entouré par les cellules épithéliales spécialisées.
La taille, le contenu et l’emballage du follicule varient en fonction du stade de développement.
Une section histologique d’un ovaire montre mûre montre des follicules à différents stades de la croissance et de la dégénérescence.
La croissance folliculaire et la maturation dépend du FSH de l’adénohypophyse.
Le LH est important pour la synthèse de l’estrogène et de l’ovulation.
Les follicules primordiaux
Un ovocyte primaire entouré par les cellules folliculaires squameuses simples aplaties.
L’ovocyte primaire a surgi d’une oogone qui à son tour a été dérivée de l’endoderme du sac vitellin. L’ovogonie entre dans la première division méiotique et devient des ovocytes primaires.
La première division méiotique est arrêtée et reste ainsi pendant une longue période à venir.
Les cellules stromales forment une seule couche de cellules folliculaires plates qui entourent l’ovocyte primaire. Cette couche de cellules folliculaires repose sur une membrane basale distincte.
Les follicules primordiaux se trouvent dans la partie externe du cortex, habituellement juste sous l’albuginée. Ils peuvent se produire dans des groupes chez les carnivores et sont répartis uniformément chez les ruminants et les truies.
Les follicules primordiaux sont conservés dans une étape de repos à partir du moment où ils se sont formés dans l’ovaire fœtal. Les follicules primordiaux qui «sortent» de l’étape de repos deviennent follicules primaires.
Fig. 29 Follicules primordiaux (Iancu M., 2014)
Les follicules primaires
Un ovocyte primaire entouré par une couche cuboïde simple des cellules folliculaires. L’ovocyte est plus grand que celui trouvé dans un follicule primordial. Les cellules folliculaires se reposent sur une membrane basale distincte.
Le follicule secondaire : un ovocyte primaire entouré par plusieurs couches de cellules folliculaires. Les cellules folliculaires prolifèrent par mitose et sont maintenant appelées cellules granuleuses. Ils se reposent sur une membrane basale. Ces cellules acquièrent des récepteurs du FSH, l’hormone de stimulation des follicules, important dans le développement des follicules.
Les follicules poly-ovulaires, contenant plusieurs ovocytes, peuvent se développer chez les carnivores, les truies et les brebis
À l’interphase entre l’ovocyte et les cellules de la granulosa une couche de glycoprotéine appelée la zone pellucide se développe. La zone pellucide est un matériel homogène, acellulaire de type gel, composé principalement de protéines neutres fabriquées par les cellules granuleuses avec quelques contributions possibles auprès de l’ovocyte. Les microvillosités de l’ovocyte pénètrent la zone et sont en contact avec les microvillosités sur les surfaces des cellules granuleuses qui vont également dans la zone. Les jonctions lacunaires sont présentes au niveau des points de contact.
Trois protéines majeures ont été identifiées dans la zone pellucide et elles jouent un rôle important dans la fécondation. Le sperme a des récepteurs à au moins l’une de ces protéines.
Avec la croissance du follicule sous l’influence du FSH, les cellules stromales environnantes se différencient en plusieurs couches de cellules fusiformes de la thèque (Gk. Theke, encadré). Les cellules de la thèque sont grandes, de coloration pâle et ont la morphologie des cellules produisant/métabolisant les stéroïdes. Les couches sont très vascularisées, mais les capillaires ne pénètrent pas la membrane basale des cellules de la granulosa.
Les follicules tertiaires (antrales)
Comme le follicule devient plus grand, de petites zones remplies de liquide apparaissent entre les cellules de la granulosa. Finalement, une cavité remplie de liquide, la cavité antrale (antrum), se développe dans les cellules de la granulosa.
Au fur et à mesure que l’antrum devient de plus en plus grand, l’ovocyte est poussé vers un côté du follicule.
Fig.30 Follicules primaires (Iancu M., 2014)
Fig.31 Follicules secondaires (Iancu M., 2014)
Le matériau à l’intérieur de l’antre est appelé liquide folliculaire.
Les follicules mûrs (follicules de Graaf)
Le follicule mûr, grand, proche de l’ovulation est aussi appelé le follicule de Graaf (également appelé le follicule pré-ovulatoire).
L’ovocyte est entouré par une assise de cellules folliculeuses (corona radiata) et se trouve sur un petit tertre de cellules granuleuses (cumulus oophorus).
Les cellules de la granulosa sont impliquées dans la synthèse des protéines et des stéroïdes. Elles convertissent les androgènes produits par les cellules thécales internes en œstrogènes.
La thèque se différencie en une thèque interne intérieure et une thèque externe extérieure.
Les cellules de la thèque interne sont grandes et bien dotées de vaisseaux sanguins. Ces cellules ont des SER et des gouttelettes lipidiques abondantes et sont actives dans la synthèse des stéroïdes et dans le métabolisme.
En réponse au LH, elles synthétisent des androgènes (androstènedione) qui diffusent vers et sont converties par l’enzyme aromatase dans les cellules de la granulosa en œstrogènes (en réponse au FSH) par l’intermédiaire du processus d’aromatisation. Les cellules de la thèque interne sont bien vascularisées.
La thèque externe ressemble à du tissu conjonctif et se fond dans le reste du stroma.
Les cellules folliculaires acquièrent des récepteurs de l’hormone lutéinisante (LH), une étape essentielle pour le développement du futur corps jaune.
L’ovulation implique la rupture du follicule et la libération soudaine de liquide folliculaire en même temps avec l’ovule qui est entourée par la corona radiata.
Les cellules de la corona radiata seront ensuite dispersées en présence des spermatozoïdes (en raison des actions enzymatiques de l’acrosome). Chez les ruminants, les ovocytes ont déjà perdu leur corona au moment de l’ovulation.
L’extrémité de la fimbriae très active de l’oviducte ramasse l’ovule.
La plupart des animaux domestiques ovulent spontanément. L’ovulation induite se passe chez le lapin, chez le furet, chez le chat et chez le vison. Ces animaux ont besoin d’un coït ou d’une stimulation comparable pour que l’ovulation aye lieu.
Fig.32 Follicules tertiaires (Iancu M., 2014)
Fig. 33 Follicule de Graaf (Iancu M., 2014)
Le corps jaune
Après l’évacuation de l’ovocyte, le follicule devient le corpus hémorragicum car le sang coule dans l’antrum. Les petits ruminants et les carnivores saignent moins que les juments, les vaches et les truies. La membrane basale des cellules folliculaires se décompose et les capillaires du stroma envahissent le follicule effondré et le convertissent en un organe très plié, fortement vascularisé endocrine temporaire appelé le corps jaune. Le corps jaune peut être très volumineux et occupe une partie importante de l’ovaire. Cependant, il est toujours considéré comme étant dans le cortex.
Le corps jaune dépend de la LH à partir de l’adénohypophyse pour sa croissance initiale.
Les cellules de la granulosa des follicules deviennent très grandes et contiennent de nombreuses petites gouttelettes lipidiques. Ceux-ci sont appelés les cellules de lutéine de la granulosa. En réponse à la FSH et la LH, ces cellules produisent de la progestérone et les estrogènes.
Les cellules de la thèque interne sont incorporées dans les plis et deviennent des cellules théquales de lutéine. En réponse à la LH, ces cellules produisent androstènedione et la progestérone.
Le pigment jaune, la lutéine, apparaît dans les cellules lutéales des carnivores, chez les juments et les vaches, ainsi le terme «corps jaune» («corpus», corps, « luteum », jaune). Ce pigment n’est pas présent dans le corps jaune chez les truies, les brebis et les chèvres.
Le corps jaune a une durée de vie limitée.
En l’absence de la gestation, le corps jaune persiste pendant plusieurs jours (14-15 chez les vaches), puis il dégénère (lutéolyse). Les niveaux élevés de progestérone sécrétés conduisent à une régression du corps jaune induite par la prostaglandine chez des espèces telles que la brebis. Au cours d’une période de temps, il y a un dépôt de tissu conjonctif fibreux dans cette zone. La cicatrice fibreuse résultante est appelée corps jaune dégénéré (corpus albicans).
En la présence de la gestation, le corps jaune est maintenu pendant une plus long période de temps. Ensuite, le corps jaune diminue lentement mais il sécrète encore un peu de la progestérone et de l’estrogène jusqu’à la fin de la gestation. Après la parturition, son involution est accélérée. La cicatrice laissée derrière est plus grande et elle est aussi appelée corps jaune dégénéré (corpus albicans).
Fig. 34 Corps jaune (Iancu M., 2014)
L’OVIDUCTE (LA TROMPE UTERINE)
L’oviducte dérive des parties des canaux de Müller.
La muqueuse
La membrane de la muqueuse contient un système linéaire de pliages complexes avec des branches élaborées. Dans l’ampoule les plis et les ramifications deviennent très élaborés. Dans l’isthme les plis sont des nervures simples, longitudinales. Dans la région interstitielle, elles sont faibles.
L’épithélium
L’épithélium de surface est cylindrique simple ou pseudo-cylindrique. L’épithélium est le plus élevé dans l’ampoule et diminue en hauteur vers l’utérus.
Il existe deux types de cellules dans l’épithélium.
Les cellules ciliées sont plus nombreuses sur la surface de fimbriae, un peu moins dans l’ampoule, et moins encore dans l’isthme et les segments interstitiels.
ii) Les cellules qui ne possèdent pas les cils sont des cellules en forme de coin. Elles ont des granules sécrétoires dans le cytoplasme. La sécrétion fournit des nutriments à l’ovule pendant son passage dans l’oviducte.
La hauteur et les activités de ces cellules changent avec les changements dans l’environnement hormonal.
La musculeuse externe et la séreuse
La musculeuse externe contient une couche circulaire interne des muscles lisses et une couche longitudinale externe moins développée.
La séreuse a une couche d’un simple épithélium sur certains tissus conjonctifs.
Les fonctions
Il reçoit l’ovule. L’oviducte est très actif au moment de l’ovulation. L’ouverture de l’infundibulum entre en contact avec la surface de l’ovaire. Un ovule qui est libéré par un follicule rompu est généralement repris par les fimbriae et dirigé dans la trompe.
Les contractions péristaltiques rythmiques de l’oviducte sont importantes pour ramasser l’ovule et le transporter vers l’utérus. Les actions des cils aident également le transport.
Les sécrétions de l’épithélium promeuvent la capacitation des spermatozoïdes.
Il fournit un microenvironnement favorable pour la fécondation, qui a généralement lieu dans l’ampoule de l’oviducte.
Il transporte le zygote (ovule fécondé) vers l’utérus pour l’implantation.
Fig.35 Oviducte (Iancu M., 2014)
L’UTERUS
Cet organe est dérivé de partie du canal de Muller.
Il reçoit les spermatozoïdes à travers le col, et sert de site pour le développement du fœtus.
L’endomètre
L’endomètre peut être divisé en deux zones ou couches en fonction de leurs fonctions et structures. La couche fonctionnelle est la couche superficielle qui dégénère partiellement ou totalement après la gestation ou l’œstre. La couche basale est la couche qui reste après ces événements. Il est de cette couche plus profonde que régénère la couche fonctionnelle.
L’épithélium de surface de la couche fonctionnelle varie d’une forme cylindrique simple (juments, chiennes, chattes) à une forme cylindrique ou pseudo-stratifiée (truies et ruminants). La lamina propria est très cellulaire.
Les glandes utérines enroulées, ramifiées tubulaires, simples se trouvent dans l’endomètre de la plupart des espèces. L’épithélium de ces glandes est simple cylindrique et contient à la fois des cellules sécrétoires et non-sécrétoires. La hauteur et la fonction de ces cellules, ainsi que la morphologie globale des glandes sont hormono-dépendantes.
Chez les ruminants, les régions épaissies de l’endomètre sont présents. Ces régions, appelées caroncules, sont très vascularisée et manquent de glandes utérines. Les caroncules représentent des sites de fixation entre le placenta maternel et le placenta fœtal.
La tunique musculaire de l’utérus est appelé myomètre. Elle se compose de plusieurs couches de muscles lisses avec une zone de vaisseaux proéminents – le stratum vasculare – entre les couches. Situation : circulaire intérieure et les couches longitudinales extérieures. La séreuse de l’utérus est appelé périmétrium.
LE COL DE L’UTERUS
La muqueuse : L’épithélium de la muqueuse du col utérin est généralement simple, cylindrique avec des cellules mucigènes étant le type cellulaire dominant. Chez les petits ruminants et chez les truies il peut y avoir des glandes cervicales tubulaires simples. La sous-muqueuse contient des tissus conjonctifs (de fibres beaucoup plus élastiques) et des vaisseaux sanguins. Ce tissu devient œdémateux (accumulation excessive de fluide) pendant l’œstre et au moment de la parturition. Il contient des tissus cartilagineux chez les vaches.
La musculeuse se compose des couches de muscles circulaires internes et longitudinales externes lisses. Ces muscles sont continus avec ceux de l’utérus et du vagin.
La séreuse est composée de tissu conjonctif lâche.
Fig. 36. Utérus 1. Endomètre 3. Couche fonctionnelle 5. Couche basale (Iancu M., 2014)
Fig. 37. Utérus 7. Myomètre 8.Stratum vasculaire (Iancu M., 2014)
Fig. 38. Col de l’utérus ep-épithélium ; LP-lamina propria (Iancu M., 2014)
LE VAGIN
C’est un tube fibromusculaire avec trois couches : la muqueuse, la musculeuse et l’adventice.
La muqueuse est jetée dans de nombreux plis (rugae), séparés par des sillons de profondeur variable.
L’épithélium est principalement un épithélium squameux stratifié. Des patches de l’épithélium cylindrique simple avec des cellules mucigènes et caliciformes se produisent également, en particulier entre les plis. La muqueuse musculaire n’est pas présente. La sous-muqueuse propria contient du tissu conjonctif et dans la partie caudale de l’organe, des nodules lymphoïdes.
Les muscles lisses dans la musculeuse externe sont disposés circulairement et longitudinalement. Une couche supplémentaire de muscles longitudinaux, trouvés à l’intérieur de la couche circulaire, est présente dans le vagin chez les truies et les chiennes.
L’adventice est une couche mince de tissu conjonctif dense avec un vaste plexus veineux.
Changements cycliques dans l’épithélium vaginal
L’épithélium vaginal, comme les autres tissus reproducteurs, est hormono-dépendant. La hauteur de l’épithélium et le degré de kératinisation varient avec les fluctuations hormonales au cours du cycle de l’œstre. Ces changements peuvent être surveillés par l’examen des frottis vaginaux de l’animal. Un exemple de ces changements est donné ici :
Chienne
Inter-œstre. L’épithélium squameux stratifié est mince avec seulement deux à trois couches de cellules.
Frottis vaginal : De nombreuses cellules squameuses non kératinisées. Quelques grandes cellules colorées avec des noyaux pycnotiques (condensation et réduction de la taille). Quelques neutrophiles et lymphocytes.
Pro-œstrus. Épithélium squameux stratifié avec kératinisation. Épais, jusqu’à 20 couches de cellules.
Frottis vaginal : De nombreuses cellules kératinisées squameuses. De nombreux globules rouges d’origine uterine.
Estrus. La kératinisation de l’épithélium atteint son maximum pendant le début de l’œstre et après elle diminue. Des glandes de mucus intra-épithéliales sont présentes.
Frottis vaginal : les cellules kératinisées squameuses qui commencent à se désintégrer et de deviennent envahies par les bactéries lors de la fin de l’œstre. Moins de globules rouges d’origine utérine.
Metoestrus-inter-œstre. L’épithélium devient plus mince avec une diminution de la kératinisation.
Frottis vaginal : cellules épithéliales squameuses non kératinisées. Les neutrophiles sont nombreux au début de metoestrus puis diminuent en nombre.
Fig. 40 Vagin (Iancu M., 2014)
VESTIBULE
La muqueuse
L’épithélium squameux stratifié borde la muqueuse qui contient de faibles plis. Les cellules mucigènes diminuent en nombre du crânial vers la queue.
Sous-muqueuse
Les bulbes vestibulaire (Bulbus vestibule), un plexus érectile, se trouve dans les juments et les chiennes.
Les glandes vestibulaires majeures – sécrètent le mucus pour la lubrification ; trouvées chez les chattes et les ruminants.
Les glandes vestibulaires mineures – glandes de mucus trouvées chez la plupart des animaux domestiques.
Les nodules lymphatiques sous-épithéliaux – présents dans toutes les espèces, fait partie du tissu lymphoïde associé à la muqueuse.
La musculeuse externe
C’est similaire à celle du vagin et se compose principalement des muscles lisses. Des faisceaux musculaires circulaires squelettiques (constricteurs vestibulaires) sont également présents.
ORGANES GÉNITAUX EXTERNES
La vulve
Deux lèvres, couvertes par la peau avec des glandes sébacées et des cheveux fins. Le derme et l’hypoderme ont un plexus vasculaire qui devient congestionné pendant l’œstre, en particulier chez les truies et les chiennes. Dans l’hypoderme il y a les fibres musculaires squelettiques du constricteur de la vulve.
Le clitoris
Composé d’un clitoris du corps caverneux jumelé, joint, érectile, d’un gland rudimentaire du clitoris, et d’un prépuce du clitoris.
Le clitoris est richement fourni avec des terminaisons nerveuses sensorielles et autonomes.
Rectal and vaginal examination in domestic animals
L’examen vaginal
Précautions : Les installations de retenue appropriées limitant les déplacements des animaux sont nécessaires pour assurer la sécurité de l’opérateur et la rapidité de la procédure.
Équipement :
Spéculum vaginal tubulaire (verre, PVC ou en carton) ou spéculum ornithorynque
Lampe de poche
Seau
Chlorhexidine ou un autre antiseptique
Essuie-tout en papier
Lubrifiant obstétrical
Procédure :
La vulve est doucement lavée avec de l’eau et du savon doux, le spéculum est nettoyé, réchauffé et lubrifié et inséré au-dessus du bassin dans le vagin. Une lampe de poche est utilisée pour visualiser la partie crânienne du vagin.
Localisez le col et regardez autour du vagin : soyez au courant des changements cycliques normaux et recherchez les pertes, l’urine, les adhérences, les ruptures, MFC (membranes fœtales conservées), les inflammations et les abcès (voir fiche d’investigation gynécologique).
Vous pouvez également effectuer un examen vaginal manuel. Insérez votre main nettoyée, gantée et lubrifiée dans le vagin ce qui vous permettra de palper les structures (ouverture du col de l’utérus, les adhérences, et les ruptures cervicales ou vaginales).
La propreté est extrêmement importante en tant que mesure pour réduire au minimum le risque de transfert d’agents pathogènes dans les organes reproducteurs internes.
La palpation rectale
La préparation pour la palpation rectale
Comme pour toute procédure médicale, la retenue appropriée est une partie importante d’un examen de la reproduction. Pour la plupart des vaches, la retenue nécessaire pour effectuer une palpation rectale est minime. Habituellement, immobilisation de la tête ou un licol est suffisant. Cependant, certaines vaches peuvent exiger une retenue supplémentaire comme un pince à nez ou ayant leur queue forcée fermement dorsalement et crânialement « soulever la queue » pour diminuer les mouvements soudaines d’un côté à l’autre ou les coups de pied, les deux pouvant causer des blessures à l’examinateur. L’examinateur doit porter des gants jetables en plastique ou des manchons obstétricaux en latex, et la main et le bras avec la manche doit être bien enduit d’un lubrifiant soluble dans l’eau, non irritant. Tous les bijoux doit être retirés de la main et du bras à insérer dans le rectum de la vache et les ongles de l’examinateur doivent être coupés et propres.
Le placement de la main gantée et lubrifié dans le rectum est obtenu en tenant sa main sous la forme d’un cône et en l’insérant la main dans l’anus et dans le rectum à l’aide d’un mouvement de rotation lente en appliquant une pression ferme, mais légère. Faire avancer la main de cette manière stimule souvent la défécation. Cependant, il peut être nécessaire de retirer manuellement les matières fécales supplémentaires du rectum. Cela peut être fait en tenant la main en forme de ventouse et délicatement décantant les matières fécales vers l’anus, ce qui leur permet de passer hors de l’anus à côté du bras sans retirer sa main. De temps en temps lors d’un examen, le rectum peut se remplir avec de l’air, en provoquant les parois du rectum devenir distendues et dures. Lorsque cela se produit, la palpation des structures internes devient pratiquement impossible. Le péristaltisme normal va expulser cet air mais le processus peut être accéléré en atteignant en avant et en s’accrochant les doigts à travers la bande de constriction péristaltique et en tirant doucement caudale vers l’anus, permettant à l’air d’échapper à côté du bras.
Il est commun pour l’examinateur à rencontrer des ondes péristaltiques dans le rectum au cours de l’examen. Celles-ci sont ressenties comme une constriction du rectum qui avance vers l’anus. La main ne doit jamais être forcée à travers l’une de ces ondes. Au lieu de cela, elles devraient être laissées passer au-dessus de la main et du bras avant de commencer à l’examen. Chez les petites génisses, cela aussi peut être contre-indiquée, car même cette quantité de pression sur les tissus rectaux peut entraîner une lacération. Si du sang frais ou de sang coagulé au-delà de 15 ml, est observé en provenant du rectum lors d’un examen, il est très révélateur de la rupture du rectum et exige la cessation immédiate de l’examen et un traitement de soutien des vaches. Ces incidences peuvent entraîner une septicémie ou des adhérences qui peuvent compromettre la fonction de reproduction. Cela pose un risque grave pour la santé des vaches, et peut aboutir à une décision d’abattre. En général, l’examen vigoureux doit être évité car il augmente non seulement le risque de dommages aux vaches, mais il induit également plus de vagues péristaltiques et tonus rectal, ce qui rend plus difficile la palpation. L’examinateur va constater que la douceur, le soin et la patience vont réduire les blessures aux vaches, et augmenter l’efficacité de la procédure.
Le col de l’utérus
Une fois la main et le bras sont dans le rectum, et les matières fécales et l’air ont été enlevés, l’examen peut commencer. La première étape consiste à localiser le col. Habituellement, le col se trouve sur la ligne médiane du plancher de la cavité pelvienne, mais il peut être déplacé latéralement par une vessie pleine ou d’un ligament large court. Pour trouver le col, faites glisser la main vers le bas d’une paroi de la cavité pelvienne, et à travers le plancher pelvien de la paroi opposée, sentez une structure ferme, cylindrique, quelque peu irrégulière située parallèlement à l’axe de la vache. Cette structure est le col, et ne peut généralement pas être confondu avec une autre structure dans la cavité pelvienne. Une fois localisé, le col peut être saisi et, chez les vaches non-gestantes (ou vache en début de grossesse), il devrait être librement mobile. A ce moment l’examinateur doit noter la taille, la forme, la consistance et la position du col de l’utérus. En fonction de l’âge et de la parité de l’animal, le col de l’utérus d’une vache normale peut varier de 5 à 12 cm de longueur et de 2 à 6 cm de diamètre (2-3 doigts) et il change peu au cours du cycle œstral. Chez les vaches plus âgées, le col lui-même peut s’étendre au-delà du bord du bassin et se trouver en partie dans la cavité abdominale. Chez les vaches gestantes, le col devient plus élargi et rigide.
L’utérus
Une fois que les doigts ont atteint la base de la corne utérine, la bifurcation des cornes peut être mesurée. A ce moment, les deux ligaments intercornuaux peuvent être palpés : Le ligament intercornual dorsal qui est le plus petit et plus mince des deux, et le ligament intercornual ventral qui est plus grand et plus épais.
À partir de la base de la corne à la bifurcation et travaillant vers la pointe, examinez chaque corne pour la taille, la forme, la consistance, le ton et le contenu. Il est important d’être certain que l’étendue des deux cornes utérines a été examinée. Les qualités palpables de la corne utérine changent avec le statut de la reproduction et de la maladie chez les vaches. Au cours d’un cycle œstral normal, le ton utérin commence à augmenter quelques jours avant le début de l’œstre, devenant totalement tonique à l’œstre. Cette condition va persister pendant environ 2 jours, puis le ton diminue à mesure que les vaches entrent dans la phase lutéale de leur cycle. Au cours de la phase lutéale, les cornes deviennent molles et flasques. Par conséquent, il est plus facile d’identifier et de palper les cornes utérines pendant ou à proximité de l’œstre.
Le diagnostic de la gestation est une autre fonction importante de la palpation rectale. Afin de diagnostiquer une gestation par palpation, il faut détecter une ou plusieurs des «signes positifs de la gestation » :
1. Glissement de la membrane fœtale, qui peut être reconnue d’environ 30 jours avant le terme ;
2. La vésicule amniotique qui est palpable entre 30 – 65 jours de la gestation ;
3. Les placentomes, palpables à partir d’environ 75 jours jusqu’à terme, et
4. Le fœtus, palpé à partir le 65e -70e jour jusqu’à terme.
Certains considèrent le frémitus (turbulence palpable) dans l’artère utérine un signe positif de la gestation, car il est rarement présent chez une femelle non-gestante. Le frémitus est palpé pendant la gestation dans l’artère utérine homolatéralement à la corne gestante. Il convient de noter que la palpation prolongée et vigoureuse d’une vache gestante peut augmenter le risque de mortalité embryonnaire précoce. Cela se produit surtout à la suite des tentatives de palper la vésicule amniotique et le glissement de la membrane fœtale. Moins de problèmes sont observés avec la palpation de fluctuation dans la corne de l’utérus. Il est préférable, lorsqu’on palpe une vache en début de gestation, de le faire doucement, et de la revérifier après 58 -60 jours pour confirmation.
La taille de l’utérus diminue assez rapidement après la parturition. Normalement, l’utérus est assez petit pour permettre la palpation de toute son surface 7 – 10 jours après la parturition. Il devrait être à la taille normale à 25 jours et devrait être complètement involué après 42 – 46 jours. Le col revient à la normale encore plus rapidement.
Fig.46 Palpation du col de l’utérus et des cornes l’utérus chez les vaches (Iancu M., 2014)
L’ovaire
L’ovaire est situé en le trouvant par rapport à la bifurcation des trompes utérines. Une fois que l’ovaire est trouvé, il est tenu de façon que la frontière ventrale « libre » soit orientée dorsalement, tandis que le bord dorsal « attaché » repose dans la main, en plaçant le mésovarium entre le doigt médius et l’annulaire. La surface de l’ovaire est alors explorée à l’aide de l’index et du pouce, ce qui permet à l’examinateur d’évaluer la taille des ovaires, la consistance, la présence de structures fonctionnelles et d’éventuelles anomalies.
Les caractéristiques de l’ovaire varient entre les ovaires chez la même femelle, et entre les femelles, âges et races. Dans la génisse prépubérale, les ovaires sont petits et lisses. Les ovaires normaux varient en dimension et en forme au cours du cycle œstral, en moyenne allant de 2 – 4 cm de long par 2 – 3 cm de large, par 2 – 3 cm d’épaisseur (la dimension du pouce). Une certaine augmentation de la dimension des ovaires est associée à des follicules en développement, mais les plus grands changements dans les dimensions sont dus à la présence du corps jaune. Si un ovaire est jugé anormalement grand, cela peut être dû à un kyste folliculaire ou lutéal ou au changement néoplasique. Les petits ovaires sont associés à une hypoplasie ovarienne sur l’atrophie ainsi qu’aux cycles reproductifs anovulatoires.
Fig. 47 Palpation de l’ovaire chez les vaches (Iancu M., 2014)
Nom de l’investigateur
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FICHE D’INVESTIGATION GYNÉCOLOGIQUE No……………..
Nom …………………………….Enregistrement no………..………………………….Race……………..……………………. Age…………………….Proprietaire…………………………………………………Production…………………………………………….Condition…………………..…………………………………………………………………………………………………………………….
HISTOIRE DE REPRODUCTION ET GLANDES MAMMAIRES
Nombre de parturitions précédents………..………………………………. date du dernier accouchement ou l’avortement ……………………………………………………………………………………………Comment a-t-il eu lieu (eutocique, dystocique, complications)……………………………………………………………………………………………………………………………………………………….sortie du placenta…………………………………………………………………………………….évolution de la période puerpérale…………………………………………………………………………………………………………………
apparition du premier cycle œstral ……………………………………………………………………………………………………… récurrence des chaleurs………………………..… caractéristiques des chaleurs (irréguliers, calmes, apparents, prolongés ,intenses)……………………………………………………………………………………………………………………………………….
Nombre de cycles avant la première insémination……………………………………………………………………………………………
Nombre d’inséminations par gestation……………………………………………………………………………………………………………
Date de la dernière insémination…………………………………………………………………………………………………………………
D’autres maladies dans l’histoire de l’animal……………………………………………………………………………………
D’autres traitements appliqués………………………………………………………………………………………………………………………..
Données concernant la glande mammaire ………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….
EXAMEN CLINIQUE EXTERNE
Tempérament………………………………………………………..température……………………. pouls et ses caractéristiques ……………………………………respiration……………………………………………………………………………………………… position de la femelle………………………………………………………..Pelvis (développent et conformation)…………………………………………………………………………………………………………..
Position de l’organe génital externe (vulve) position…………………………. pigmentation …………………………… couleur………………………………… infiltration……………………………………………………………lésions ou cicatrices ………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
Pertes vaginales : quamtité………………………………….…………….type………………….………….pH…………examen bactériologique ……………………………………………………………………………………………………………………………………………
Antibiogramme……………………………………………………………………………………………………………………………………………
Examen clinique de la glande mammaire : la femelle allaite ou non.……………taille……………………………….. attachement………………………… Symétrie ………………………………peau…..…………………………………. température locale …………………….. consistance ……………………. ganglions lymphatiques mammaires …………………..
Modifications pathologiques …………….………………………………………………………………………………..
Sécrétions (normaux or pathologiques)…………………………………………………………………….quantité..………..type de sécrétion………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
PH pour chaque trimestre.…………………………………………………………………………………………………………………………………………………….
Examen bactériologique……………………………………antibiogramme ……………………………………………………………………
Deuxième examen (date)……………………………………………………………………………………………………………………………… ……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
Troisième examen (date)……………………………………………………………………………………………………………………………… ……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
EXAMEN GYNÉCOLOGIQUE INTERNE
Le vestibule et le vagin (exploration avec spéculum ou manuelle) : aspect de la muqueuse.. ……………………….
Couleur………………………………………………………………………………….. intégrité…………………… ………….sécrétion………………………………………………………………..……………………………………..
autres modifications……………..……………………..………………………………………………………………………
Le col de l’utérus (à travers l’exploration vaginale) : position…………………………………………….…… état de fermeture….…………………………………………………………………………………………………………
aspect de la muqueuse …………………………………..……………..…… intégrité ……………………. sécrétion cervicale…..…………………………………………………………………………………………………………….
Deuxième examen (date)……………………………………………………………………………………………………………………………… Le vestibule et le vagin………………………………………………………………………………………………………………………………..
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
Le col de l’utérus……………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
Troisième examen (date)……………………………………………………………………………………………………………………………… Le vestibule et le vagin ……………………………………………………………………………………………………………………………….
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
Col de l’utérus ………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….
PALPATION RECTALE
Col de l’utérus : topographie…………………………………. ………………….dimensions…..…………………….
consistance……………………………… …mobilité…………………………réactivité…..…………………………
Utérus : corne gauche corne droite
Topographie……………………………………… ……………………………………………………………….
Dimensions…….………………………………….. ………………………………………………………………
Symétrie………………………..………………… ………………………………………………………………
Consistance…………………….………………… .………………………………………………………………
Paroi utérine (épaisse ou amincie)……………….. … …………………………………………………………..
Réactivité…..……….………………………………. .……………………………………………………………
Artère utérin médiane…………………………….. ……………………………………………………………..
Autres modifications …………………………… …..……………………………………………………………
2e examen (date)
Topographie……………………………………… ……………………………………………………………….
Dimensions…….………………………………….. ………………………………………………………………
Symétrie………………………..………………… ………………………………………………………………
Consistance…………………….………………… .………………………………………………………………
Paroi utérine
(épaisse ou amincie)…………………………….. … …………………………………………………………..
Réactivité…..……….………………………………. ….……………………………………………………………
Artère utérin médiane …………………………….. ………………….…………………………………………..
Autres modifications ……………………………. …..…………………………………………………………… 3ème examen (date)
Topographie……………………………………… ……………………………………………………………….
Dimensions…….………………………………….. ………………………………………………………………
Symétrie………………………..………………… ………………………………………………………………
Consistance…………………….………………… .………………………………………………………………
Paroi utérine
(épaisse ou amincie)……………………………… … …………………………………………………………..
Réactivité…..……….………………………………. ….……………………………………………………………
Artère utérin médiane………………..……………. ………………………………………………………………..
Autres modifications ………………………………. ………………………………………………………………
Ovaires : gauche droit
Topographie……………………………………. ………………………………………………………………
Dimensions…….………………………………. …. ………………………………………………………………
Consistance…………………………………… ………………………………………………………………
Réactivité…..………………………………….. ………………………………………………………………
Structures de surface……………………..….. ………………………………………………………………..
2e examen (date)
Topographie……………………………………. ………………………………………………………………
Dimensions…….………………………………. …. ………………………………………………………………
Consistance…………………………………… ………………………………………………………………
Réactivité…..………………………………….. ………………………………………………………………
Structures de surface……………………..….. ……………………………………………………………..
3ème examen (date)
Topographie……………………………………. ………………………………………………………………
Dimensions…….………………………………. …. ………………………………………………………………
Consistance…………………………………… ………………………………………………………………
Réactivité…..………………………………….. ………………………………………………………………
Structures de surface……………………..….. ………………………………………………………………..
Diagnostic……………………………………………………………………………………………………………..
Glande mammaire……………………………………………………………………………………………………..
Le vestibule et le vagin ………………………………………………………………………………………………
Col de l’utérus …………………………………………………………………………………………………………
Utérus…………………………………………………………………………………………………………………
Ovaires……………………………………………………………………………………………………………….
Traitement ………………………………………………………………………………………………………….
Le prélèvement et l’évaluation du sperme.
Considérations générales
Méthodes :
Vagin artificiel (VA)
Electro-éjaculateur
Massage de la vésicule séminale / l’ampoule déférent
Masturbation
Taureau
Le sperme peut être recueilli des taureaux en utilisant un vagin artificiel (VA), par électro-éjaculation ou par massage des ampoules. Chacun de ces procédés présente des avantages et des inconvénients.
Le sperme recueilli par le VA est généralement considéré comme le plus représentatif et permet l’évaluation répétée des nombreux paramètres de la qualité du sperme. Le prélèvement par le VA présente également des avantages que l’inspection minutieuse du pénis est possible et que l’éjaculation spontanée peut être observée. Il a l’inconvénient car il nécessite que le collecteur entre en contact avec le taureau, qui peut être dangereux pour le collecteur ou peut entraîner le taureau être peu disposé de monter.
Le VA est constitué d’un cylindre en caoutchouc solide à l’extérieur contenant un revêtement en latex. A une extrémité du VA il est fixé un cône d’extension en latex portant un tube collecteur gradué. La longueur du VA doit être ajustée de telle sorte que le taureau éjacule dans le cône d’extension, ce qui produit le sperme qui n’est pas contaminé par de particules ou de bactéries.
L’espace entre le cylindre extérieur et le revêtement en latex est rempli d’eau chaude, de sorte que la température du lumen du VA est comprise entre 45°C et 48°C. Si cette température tombe en dessous de 43°C l’éjaculation est peu probable. Le principal stimulus à l’éjaculation est la température du VA tandis que sa pression sur le pénis du taureau est relativement moins importante. Un peu de lubrifiant inerte (paraffine liquide ou paraffine douce, mais pas de gelée gynécologique – car cela est généralement un spermicide) est placé dans le lumen du VA juste avant l’utilisation.
Le contrôle du taureau et la sécurité de l’ensemble du personnel sont d’une importance primordiale lors du prélèvement su sperme. Une vache à l’œstre est l’objet idéal pour un taureau à monter, même si un tel animal est souvent difficile à fournir. Une vache à l’inter-œstre sous sédation légère est probablement la meilleure alternative. Si un box d’accouplement est disponible, la vache devrait être retenue dedans, sinon elle doit être attachée à un poteau. Le taureau est conduit à la vache, mais on ne doit pas le laisser monter aussitôt. Au contraire, il devrait être laissé voir et sentir la vache, mais ensuite être emmené avant l’accouplement ait lieu. Cela provoque généralement l’érection complète ou partielle, avec une production des sécrétions pré-éjaculatoires des glandes accessoires, et c’est considéré comme la cause d’une meilleure éjaculation du sperme lorsque le taureau est finalement permis à monter. Le taureau est mené à la vache avec le collecteur à la droite de l’épaule du taureau. Avant l’accouplement, le taureau habituellement frotte son nez contre le périnée de la vache, puis une action de pompage de la tête de la queue peut être vue en temps que les muscles ischio-caverneux commencent à pomper le sang dans le pénis en érection. Au moment de l’accouplement du taureau, il atteint une érection totale et le taureau fait habituellement une seule poussée éjaculatoire après avoir atteint l’intromission. Des petites poussées préliminaires se produisent car le taureau localise la vulve et, au cours de celles-ci, le collecteur saisit le prépuce (pas le pénis) à la main gauche et dévie le pénis à droite des membres postérieurs de la vache, ce qui lui permet de trouver l’entrée dans le VA. Le taureau sera alors normalement faire la poussée éjaculatoire dans le VA. Toute la procédure doit être effectuée calmement et méthodiquement, en gardant le taureau sous observation attentive continue. Il est important de noter que de nombreux taureaux sont les plus agressifs immédiatement après l’éjaculation.
Les taureaux peuvent également être enseignés de monter sur des mannequins artificiels.
La principale alternative à la collecte par un VA est la collecte de sperme par l’électro-éjaculation.
L’équipement est placé dans le rectum et il est utilisé pour stimuler le plexus sacral, le nerf hypogastrique et l’écoulement parasympathique à travers le nerf pudendal.
Idéalement, l’équipement fournit une tension variable, modèle rectangulaire de stimulation, ce qui permet aux basses tensions initiales d’être progressivement accrues jusqu’au seuil nécessaire pour l’éjaculation. Les machines sont disponibles avec des séquences de stimulation contrôlées manuellement ou préprogrammées. Dans les mains d’un opérateur expérimenté cette méthode est humaine et provoque une gêne minimale pour le taureau. De temps en temps, il peut y avoir une stimulation des nerfs sciatique et obturateur, provoquant la rigidification des membres postérieurs, mais cela semble être un événement relativement rare avec les équipements modernes.
Le prélèvement par électro-éjaculation est souvent considéré comme moins fiable que le prélèvement pas le VA car il est plus difficile de recueillir des échantillons reproductibles. Cependant, il est beaucoup plus sûre que la collection par du VA pour les taureaux qui ne sont pas habitués à être manipulés ou ayant des humains à proximité. Il permet l’observation du pénis, mais, comme l’éjaculation est induite, il ne permet pas l’observation de l’éjaculation spontanée.
Avec l’expérience, le massage ampullaire peut produire des échantillons de sperme représentatifs mais, comme cela se produit ni avec l’érection, ni l’éjaculation, ces processus ne peuvent pas être observés.
Dans ce procédé, les glandes vésiculaires sont situées par voie rectale et touchées contre le pubis, ce qui provoque un fluide auxiliaire de couler du prépuce. Les ampoules sont ensuite localisés et «traits» entre le doigt et le pouce. Le succès est indiqué par les gouttes de sperme qui coulent du prépuce.
Fig.48. Prélèvement du sperme par le VA chez les taureaux (à gauche) ; électro-éjaculateur pour les taureau (à droite) (Iancu M., 2014)
Etalons
Le procédé préféré du prélèvement de sperme de l’étalon est par l’utilisation d’un VA.
Le VA pour les étalons est plus grand que celui utilisé pour les taureaux et, pour les grands étalons, peut être extrêmement lourd. L’étalon vient en contact avec une jument en plein œstre qui est souvent retenue par un tord nez. Les étalons peuvent également s’accoupler difficilement avec des mannequins artificiels.
Après l’accouplement, le pénis est dévié dans le VA et sa surface inférieure est palpée par sentir la présence des ondes éjaculatoires péristaltiques. Les étalons peuvent être très minutieux en ce qui concerne la température et de la pression dans le VA avant d’éjaculer, et quelques étalons protestent avec tant de véhémence même à la vue d’un VA que la collecte soit impossible. Il faut prendre soin par le collecteur pour éviter d’être pris au piège entre les membres antérieurs de l’étalon et le corps de la jument, car la force des mouvements de bridage des membres de l’étalon est tout à fait suffisante pour casser un bras.
Fig.49 Vagin artificiel pour les étalons (http://www.kruuse.com/en/ecom/Hest_produktionsdyr/HEST_specialiseret/Reproduktion_hest/S%C3%A6dopsamling_stordyr/prod_340270.aspx)
Béliers
Le sperme est relativement facile de recueillir auprès des béliers par l’électroéjaculation ou par l’utilisation d’un VA. Contrairement aux taureaux et aux étalons, chez lesquels il n’est pas rare d’avoir du sperme pauvre en l’absence d’autres anomalies de l’appareil génital, il est rare que cela se produise chez les béliers. Par conséquent, l’examen physique des organes génitaux doit toujours être entrepris chez les béliers avant tenter le prélèvement du sperme car la plupart des béliers stériles peuvent être détectés sans la nécessité d’un examen du sperme.
La plupart des examens du sperme dans le domaine est effectuée à l’aide des échantillons prélevés à l’aide de l’électro-éjaculation. Une sonde, qui contient deux électrodes, est placée dans le rectum du bélier et située sur le bord du bassin. Chez de nombreux béliers l’érection se produit une fois que la sonde est correctement positionnée, mais la plupart de béliers éjacule sans érection. L’éjaculation devrait se produire après quatre à six stimulations rythmiques de l’ampoule et du plexus sacral nerveux. Certains opérateurs préfèrent retenir le bélier dans une position debout ; d’autres le placent sur le côté et maintient le pénis dans une position extrudée.
L’électro-éjaculation est généralement bien tolérée, mais s’il y a une stimulation généralisée des muscles des membres postérieurs, ou si le bélier ne éjacule pas après 4-6 stimulations, les tentatives doit être interrompues pendant plusieurs minutes. Où les béliers sont pris directement des pâturages, les loger sur la paille pendant 1-2 jours avant de tenter le prélèvement produit des matières fécales sèches dans le rectum et semble provoquer la diffusion moins étendue du courant.
L’un des problèmes des échantillons prélevés par électro-éjaculation est que le volume, la motilité et la densité ne sont pas forcément représentatifs. En particulier, certains échantillons sont soit immobiles ou presque azoospermiques.
Il faut donc prendre soin dans l’interprétation de ces échantillons de sperme. Il convient toutefois de noter qu’en dehors des anomalies tertiaires, la morphologie n’est pas affectée dans ces circonstances. Par conséquent, il est souvent possible de parvenir à un diagnostic, même avec un échantillon médiocre. D’autre part, un bélier ne doit pas être considérée comme n’étant pas sain sur la base d’un volume, densité ou motilité faible des échantillons de sperme recueillis par l’électro-éjaculation jusqu’à ce que l’on est certain que l’échantillon est bien représentatif de la performance du bélier.
La plupart des béliers ne seront pas utiliser un VA jusqu’à ce qu’ils sont dressés pour le faire, et pratiquement tous ont besoin d’une brebis à l’œstre pour s’accoupler. Le VA qui est utilisé pour les béliers est, essentiellement, une version plus petite du VA pour les taureaux, sauf qu’il peut fournir un moyen de garder le cône d’éjaculation chaud. L’utilisation du VA pour prélever le sperme de béliers est largement confinée aux centres d’IA. Bien que les moutons soient des reproducteurs saisonniers, le sperme peut être prélevé de la plupart des béliers domestiques tout au long de l’année.
La qualité du sperme peut être maintenue dans une large mesure par l’éjaculation régulière ; un phénomène qui est utilisé pour maintenir la production de sperme (congelé) dans les centres d’IA de moutons. D’autre part, la collecte de sperme hors saison des béliers agricoles (à savoir non détenus dans les centres d’IA), est beaucoup plus difficile que pendant la saison de reproduction.
Verrat
Le sperme est le plus facile à prélever des sangliers par la stimulation manuelle du pénis. Les VA ont été conçus pour les sangliers, mais sont moins efficaces que la méthode manuelle.
Le principal stimulus à l’éjaculation chez les sangliers est le verrouillage de la partie distale du pénis en forme de tire-bouchon dans le col en forme de spirale de la truie. Ainsi, après le montage (une truie à l’œstre ou, si dressé, un mannequin), le pénis est initialement stimulée à travers un préservatif puis, quand sailli, le gland en forme de tire-bouchon est fermement saisi par un gant chaud, lubrifié en latex, imitant le blocage du col de l’utérus. La manipulation d’autres parties du pénis doit être évitée.
Le produit éjaculé est recueilli dans un récipient isolé, réchauffé soit directement, soit par l’intermédiaire d’un entonnoir dans lequel est placé une gaze pour séparer la fraction de gel du reste de l’éjaculat. Les poussées sont vigoureuses avant le début de l’éjaculation, mais elles deviennent moins vigoureuses à moment du commencement d’éjaculation. Le sanglier commence à pousser à nouveau au moment de la production de la fraction de gel de. La fraction pré-sperme n’est pas prélevée et la fraction de gel est retenue par la gaze, afin que la fraction riche en spermatozoïdes contienne des quantités minimes de ces composants.
Fig. 50 Prélèvement du sperme chez les sangliers (http://pigbase.angrin.tlri.gov.tw/pigfarm/giltsale1EN.asp?saleid1=313)
Le prélèvement et l’évaluation du sperme chez les chiens
Le sperme peut être pris assez facilement à partir de la plupart des chiens par manipulation manuelle (masturbation). La présence d’une chienne teaser, de préférence à l’œstre, facilite les procédures. Il est généralement considéré que le sperme collecté par manipulation manuelle est de meilleure qualité et de la quantité, probablement en raison des effets délétères du latex du VA sur le sperme canin ; pour cette raison, ils ne sont plus utilisés. Une autre raison est la grande variété de races, de différentes tailles, donc la taille du vagin artificiel doit être adaptée en conséquence.
Afin d’induire l’éjaculation par la manipulation manuelle, le bulbe du gland peut être rythmiquement compressé, bien que beaucoup de chiens induisent l’éjaculation par leur propre poussée. Avant la production des fluides accessoires du pré-sperme, des poussées assez vigoureuses se produisent, mais le chien est relativement calme pendant la phase initiale de l’éjaculation. Tout d’abord, au cours de cette phase de calme, entre 0,5 et 5,0 ml de liquide fluide, pré-éjaculatoire est produit, jusqu’en période de 50 secondes. L’éjaculation de la fraction de sperme riche suit immédiatement, quand 0,5-2,0 ml le liquide épais, crémeux est produit en quelques secondes.
Le chien tente alors de tourner et de s’attacher, après quoi la fraction liquide prostatique, post-spermatozoïdes, de l’éjaculat est produite. Ce troisième composant est à nouveau aqueux, comprenant jusqu’à 30 ml de liquide, qui est éjaculé après 3- 30 minutes.
Fig.51 Prélèvement du sperme chez les chiens (Iancu M., 2014)
L’évaluation du sperme
Macroscopique
– Volume ;
– Couleur ;
– Vagues ;
– Odeur.
Microscopique
– Densité ;
– Motilité ;
– Concentration ;
– Examen morphologique.
L’évaluation macroscopique du sperme
Le volume du sperme est évalué directement dans la bouteille de collection.
Il peut être influencé par :
l’âge ;
race ;
dimensions des testicules ;
numéro des éjaculats ;
vivacité sexuelle ;
saison.
Le volume du sperme dépend du type d’insémination :
– l’insémination utérine comme chez les sangliers, les étalons et les chiens, le volume de sperme est élevée mais la concentration faible.
– l’insémination vaginale, comme chez les taureaux et les béliers, le volume de sperme est faible et le sperme est en forte concentration.
Le volume moyen de sperme chez diverses espèces domestiques est présenté ci-dessous :
étalon – 50 ml (30-250 ml) ;
âne – 40-80 ml ;
taureau – 3-4 ml (0,5 à 14 ml) ;
bélier – 0,8 à 1 ml (0,5 à 6 ml) ;
bouc – 1, 2-1, 5 ml ;
sanglier – 200-250 ml (125-1000 ml) ;
chien – 7 ml (3-30 ml)
matou – 1 ml ;
coq – 0,1 à 2 ml ;
dinde – 0,1 à 0,7 ml.
La couleur du sperme est gris blanchâtre ou blanc jaunâtre, selon les espèces, comme suit :
Chez le taureau et le bélier, la couleur est blanc-jaune laiteux ;
Chez le bouc, le sperme est blanche-jaune-vert ;
Chez l’étalon, blanc-gris ;
Chez le sanglier, blanc-jaune, avec des reflets bleutés ;
Chez le chien, blanc, légèrement nuageux.
Modifications de la couleur :
Jaune pour l’alimentation avec des aliments riches en carotène, en cas d’abcès ou lorsqu’il est mélangé avec de l’urine ;
Couleur rose rougeâtre – perte des cellules rouges ou dans le traitement avec de la phénothiazine ;
Couleur marron est due à la présence de globules rouges détruites ;
Bleu verdâtre – semble associée à une oligospermie ou si le sperme est traité avec du bleu de méthylène ;
L’apparence opaque du sperme apparaît à cause des processus inflammatoires et est donnée par l’orchite, prostatite ou spermato-cystite.
Ondes : Chez les espèces avec sperme dense – les ruminants ont un sperme blanc, crémeux avec des particules en mouvement qui sont macroscopiquement visibles dans la bouteille de collection sous forme d’ondes.
L’odeur du sperme est similaire à celle donnée par l’os frais qui a été bouilli et râpé. L’odeur anormale peut être semblable à l’urine ou aux odeurs de pourriture.
L’évaluation microscopique du sperme
Densité
Technique : Mettez une goutte de sperme sur une lame préchauffée, utilisez la lamelle, et visualisez 3-4 images.
Interprétation :
La distance dense du sperme (D) entre les cellules du sperme est plus petite que la tête du spermatozoïde – l’éjaculat contient > 1 milliard des spermatozoïdes/ml ;
La distance moyenne du sperme (M) entre les cellules du sperme = la tête du spermatozoïde – l’éjaculat contient 0,5-1 milliard de spermatozoïdes/ml ;
La distance rare ® entre les cellules du sperme est plus grand que la tête du spermatozoïde – l’éjaculat contient moins de 0,5 milliard de spermatozoïdes/ml.
Le sperme dense ou moyen est caractéristique chez les ruminants (taureau, bélier, bouc), tandis que le sperme rare est spécifique chez les étalons, les sangliers et les chiens.
Oligospermie – seulement quelques spermatozoïdes sont présents dans l’image microscopique. Le sperme est de mauvaise qualité et ne doit pas être traité, n’important pas de quelle espèce il vient.
Azoospermie – il n’y a pas de spermatozoïdes dans l’éjaculat. L’éjaculat se compose uniquement du plasma séminal. Le mâle est considéré comme stérile.
Motilité
Technique : la même lame utilisée pour l’évaluation de la densité.
Interprétation :
Utilisez le système décimal de 1,0 à 0,1 en évaluant le nombre de spermatozoïdes avec un mouvement vers l’avant et avec énergie du mouvement. Le traitement régulier est autorisé lorsque la mobilité d’au moins 0,7 est notée (70% des spermatozoïdes vivants avec le mouvement vers l’avant, au moins l’énergie modérée).
Le sperme montrant un mouvement circulaire, une vague rétrograde ou une position statique ainsi que ceux avec le mouvement très lent vers l’avant, reçoit la même évaluation comme le sperme mort.
Nécrospermie : il n’y a pas de spermatozoïdes mobiles dans l’éjaculat.
Concentration
L’évaluation de la concentration du sperme peut être effectuée par :
Chambre de comptage (méthode d’hémocytométrie, Thoma, Burker, etc.).
Photo-colorimètre ;
Equipements électroniques.
Méthode d’hémocytométrie :
aspirez le sperme dans une pipette Potain à la division 0.5 ;
aspirez une solution de chlorure de sodium à 3% pour la division 101 ;
homogénéisez le mélange ;
jetez les premières gouttes ;
ensuite, mettez une petite quantité dans l’espace de la grille entre la lame et la lamelle ;
voyez l’hémocytomètre avec un objectif de 40X ;
comptez le sperme dans 5 des carrés comme indiqué sur la figure.
Fig.52 Evaluation de la concentration utilisant la chambre de comptage (Iancu M., 2014)
Pour trouver le nombre de spermatozoïdes par ml de sperme, utilisez la formule :
Où X – nombre de spermatozoïdes par millilitre ;
N – nombre de spermatozoïdes comptés ;
S – surface d’un carré (1/400mm2)
I – hauteur de la chambre (1 / 100 mm) ;
D – hauteur de la chambre (1 / 200) ;
n – nombre de carrés dans lesquels les spermatozoïdes ont été comptés.
En substituant dans la formule, on obtient : X = N x 106
Examen morphologique
Cet examen est destiné à mettre en évidence les différents types d’anomalies dans le sperme colorié.
Il montre également le sperme immature avec la gouttelette protoplasmique, les spermatozoïdes morts et d’autres éléments cellulaires.
La détermination du taux de spermatozoïdes anormaux, du pourcentage de spermatozoïdes immatures ou morts est comparée avec le nombre total de spermatozoïdes (100-500 cellules)
Coloration avec éosine-nigrosine intravitale (méthode Hancock-Dott)
Sur une lame chauffée à 37°C mettez une goutte de sperme avec une pipette Pasteur.
Avec une autre pipette, ajoutez 2-3 gouttes de solution d’éosine 5% et mélangez.
Dans le mélange du sperme-éosine mettez 2-3 gouttes de nigrosine 10% et homogénéisez. Après 3-5 minutes, faites des frottis et examinez au microscope avec un objectif à immersion.
Sur le fond gris, on peut observer à la fois les spermatozoïdes blancs (ils étaient vivants au moment de la coloration) et les spermatozoïdes rouges (morts, parce que leur membrane en lipoprotéines était perméable à l’éosine). Les gouttelettes protoplasmiques de spermatozoïdes immatures sont facilement identifiables ainsi que les anomalies primaires et secondaires.
La dilution et la conservation du sperme
Le sperme peut être stocké sous une forme liquide, avec son activité métabolique réduite par refroidissement (réfrigération, stockage liquide) ou en le congelant à la température de l’azote liquide -196 ° C.
Réfrigération (stockage liquide)
Le processus de refroidissement de la température du corps à 5°C entraîne des dommages considérables aux cellules à moins qu’elles soient protégées contre les effets du «choc froid». Ceci est réalisé en utilisant des diluants qui contiennent normalement hydrate de carbone (habituellement du fructose), acide citrique et du Tris (abréviation pour trishydroxyméthyl aminométhane). La façon la plus efficace de protéger le sperme contre les effets néfastes de refroidissement est par l’inclusion d’un jaune d’œuf ou du lait dans le diluant. Les diluants pour le stockage réfrigéré du sperme contiennent donc habituellement = 20% jaune d’œuf plus un tampon. Le lait écrémé, le lait intégral et le lait de noix de coco ont également été utilisés avec succès bien que le jaune d’œuf est de loin l’additif le plus utilisé.
Le stockage à court terme du sperme en le refroidissant à 5°C pourrait être un moyen pas très cher et efficace pour établir un programme d’IA pour le bétail et il est valeureux pour le prélavage et l’insémination de moutons à la ferme, tandis que l’utilisation du sperme liquide de sanglier à température ambiante reste, effectivement, la base de la technique dans cette espèce. Le stockage à court terme à 5°C est également largement utilisé chez les chevaux et les chiens, car il évite la réponse imprévisible à la congélation qui caractérise le sperme de ces espèces.
Étapes de stockage liquide de sperme :
Le sperme est d’abord dilué 1 :1 avec un diluant chauffé (37C)
La deuxième dilution réalisée selon la formule :
Où :
N = nombre total de spermatozoïdes dans l’éjaculat ;
A = motilité ;
N = nombre total de dose spermatozoïde/insémination ;
Le nombre total de spermatozoïdes dans l’éjaculat est calculé en multipliant la concentration par le volume.
Le nombre total de dose spermatozoïde/insémination est présenté ci-dessous, pour chaque espèce :
taureau : 10-25 million sp./dose ;
bélier : 60 million sp./dose ;
étalon : 5-20 million sp./dose (technique d’insémination profonde) ;
250-300 million sp./dose (partie caudale du corps de l’utérus) ;
sanglier : 1-4 billion sp./dose ;
chien : 50 million sp./dose.
Congélation du sperme
La cryoconservation maintient la vie fertile du sperme presque indéfiniment, même si un grand nombre de spermatozoïdes individuels ne parvient pas à survivre aux contraintes considérables du gel et du dégel. Pour que les spermatozoïdes survivent à la congélation, ils doivent être dilués dans un diluant qui contient non seulement les substances qui les protègent contre les chocs à froid, mais aussi cryoprotecteurs, tels que le glycérol qui les protège contre les conséquences néfastes de la congélation.
À l’heure actuelle, le sperme est congelé dans l’une des deux façons principales. Le sperme dilué est emballé dans des tubes minces, en plastique de 0,25 ou 0,5 ml, et ces tubes («paillettes») sont mis en suspension dans les vapeurs d’azote liquide, ce qui est à une température de presque –l20°C, pendant environ 10 minutes. Les pailles sont ensuite plongées dans l’azote liquide. Plus récemment, un plus grand degré de contrôle de la vitesse de congélation a été exercé par l’utilisation des congélateurs contrôlés par un microprocesseur.
La procédure de congélation du sperme :
• dilution initiale 1 :1 avec diluant chauffée (37°C) ;
• diminution de la température à 4°C ;
• ajout de la deuxième dilution (dont la température est de 4°C) ;
• équilibration pendant 2 heures ;
• préparation des pailles ;
• remplissage des pailles ;
• diminution de la température jusqu’on atteint -196°C.
Le dégel
Le dégel du sperme doit être rapide, car la décongélation lente permet la recristallisation de la glace dans les cellules, causant des dommages de la membrane. Dans la pratique, le taux de dégel est rarement critique, bien que la décongélation à 30-37°C pendant 10-60 secondes soit généralement recommandée dans la plupart des espèces.
a.
b.
Fig. 53. a., b. Paillettes insémination artificielle (http://sante.lefigaro.fr/actualite/2014/04/21/22254-vers-donneur-sperme-parfait)
L’insémination artificielle chez les ruminants
Vaches
Timing
Les vaches ovulent à environ 12 heures après la fin de la période de l’œstre. Le moment idéal pour l’insémination est donc 6-24 heures avant l’ovulation. Une technique courante consiste à inséminer une vache dont l’œstre a été détecté pendant les heures du matin, l’après-midi du même jour et une vache dont l’œstre a été détecté pendant les heures de l’après-midi, le matin du jour suivant.
La technique recto-vaginale
La technique standard de l’insémination est de saisir le col à travers le rectum par la main gauche. Un cathéter, dans la pointe duquel une paillette de sperme a été insérée est ensuite introduite dans le vagin et manipulée dans et à travers le col à l’aide de la main droite ;
Les lèvres de la vulve sont ouvertes par une pression vers le bas à partir du bras dans le rectum, tandis que les plis circulaires de la muqueuse vaginale sont effacés en poussant le col vers l’avant.
Le cathéter est inséré initialement orienté vers le haut sous un angle d’environ 30° pour éviter d’entrer dans le méat urétral ou la fossette urétrale, et il est ensuite déplacé horizontalement jusqu’à ce qu’il s’engage dans l’orifice externe du col.
La main gauche comprime le vagin antérieur vers l’avant en direction caudale en saillant orifice externe du col de l’utérus, ainsi effaçant le fornix du vagin et facilitant l’entrée du cathéter dans le col de l’utérus.
L’entrée dans l’orifice externe est accompagnée d’une sensation caractéristique «graveleuse ».
Le cathéter est ensuite introduit dans le canal cervical alambiqué par la manipulation du col à travers la paroi rectale.
Un doigt est placé sur l’orifice interne du col, de sorte que la pointe du cathéter peut être palpée au moment qu’elle ressort du canal cervical.
Dès que le cathéter est sorti, le dépôt du sperme dans l’utérus commence ; le cathéter n’avance pas plus profond dans l’utérus. De cette façon, le sperme doit être réparti de manière égale entre les deux cornes utérines.
Dès que le cathéter est sorti, le dépôt du sperme dans l’utérus commence ; le cathéter n’avance pas plus profond dans l’utérus. De cette façon, le sperme doit être réparti de manière égale entre les deux cornes utérines.
L’insémination d’une corne unique a également été préconisée comme un moyen d’améliorer les taux de conception. Cette technique nécessite la palpation des ovaires pour déterminer le site de l’ovulation.
Fig.54 Insémination artificielle chez les vaches – insertion du pistolet d’insémination (http://www.infovets.com/healthycowinfo/a716.htm)
Ovins et caprins
Timing
Les brebis affichent normalement un comportement œstral seulement en présence d’un bélier. Les béliers vasectomisés ou les béliers intacts avec un tablier abdominal pour empêcher intromission sont utilisés pour détecter l’œstre. La limitation la plus importante dans l’utilisation de l’insémination artificielle chez les ovines reste dans la méthode de l’insémination, étant donné qu’il est difficile de réaliser une insémination intra-utérine, car le canal cervical de la brebis est si tortueux. Le canal cervical de chèvres est plus facile de passer à travers et par conséquent, les taux de conception sont également mieux chez cette espèce.
La technique intra-cervicale (intra-utérine)
Après le nettoyage du périnée, le vagin est ouvert avec un spéculum bec de canard et le col est localisé. Le cathéter d’insémination est ensuite inséré aussi loin que possible dans le col. La pénétration du col est généralement de 0 à 2 cm. Le taux de conception est fortement corrélé avec la profondeur de la pénétration et, par conséquent, avec la compétence technique de l’inséminateur. Les taux de conception de 65-80% sont typiques lorsque cette méthode est utilisée dans la saison de reproduction des brebis, avec un pourcentage inférieur pour les régimes de reproduction hors-saison.
L’insémination intra-utérine laparoscopique
Dans cette méthode, les brebis sont sous sédation et retenues dans un berceau. La laparoscopie est effectuée près de la mamelle. Après le gonflement de l’abdomen avec le C02, l’utérus est localisé et le sperme est injecté dans la cavité utérine par un coup de couteau. Le sperme peut être introduit dans l’utérus au moyen d’une pipette simple, soit par l’utilisation d’un équipement spécialisé d’insémination.
Truies
Timing
Le comportement œstral se manifeste le plus fortement en présence d’un sanglier. Une réaction positive au test du «contre-pression » est la meilleure indication du moment correct pour l’IA.
La technique intra-cervicale
L’insémination est réalisée par le passage d’un cathéter en caoutchouc en forme de spirale (Melrose) dans le col de l’utérus de la truie. Le cathéter est mis en rotation dans le col, jusqu’à ce que sa gorge en spirale soit verrouillée dans le canal cervical.
Le verrouillage du col empêche le cathéter de devenir délogé si la truie se déplace pendant l’insémination, et empêche la perte du volume de fluide qui doit être inséminé.
La patience, la douceur et la tranquillité de l’inséminateur contribuent beaucoup à la réussite de l’insémination.
Fig. 55 Insémination artificielle chez les petits ruminants – technique intra-cervicale (Noakes D. E. 2001)
Fig. 56 Insémination artificielle chez les petits ruminants – laparoscopie (Noakes D. E, 2001)
Fig. 57 Insémination artificielle chez les truies (Noakes D. E., 2001)
Fig.58 Cathéters d’insémination pour les truies (http://www.china-ai.com/products_view.asp?id=186&parid=227)
L’insémination artificielle chez d’autres especes
Juments
Timing
On peut observer le comportement d’une jument en présence d’un étalon teaser. Si la jument devient irritée et elle n’accepte pas le comportement de courtiser du mâle, l’insémination artificielle ne doit pas être effectuée. Si la jument accepte tranquillement la présence de l’étalon et soulève la queue, l’insémination artificielle peut être réalisée.
Les méthodes les plus précises impliquent la palpation d’un grand follicule sur l’ovaire de la jument et mesurer son diamètre par l’échographie. Un follicule est prêt à ovuler lorsque son diamètre est plus grand que 3,5 cm. L’ovulation peut en outre être contrôlée par l’administration d’hCG ou GnRH analogue lorsque le diamètre du follicule mûr est d’au moins 3,5 cm, puis en examinant les ovaires de la jument à 6-8-heures pour déterminer le moment de l’ovulation, qui aura lieu 36 ± 17 heures après traitement.
L’insémination dans la partie caudale du corps utérin
L’insémination est mieux réalisée avec les juments contenue dans des stocks (in stocks).
Après l’application d’une de bandage à la queue et le nettoyage de la zone périnéale, une main est insérée dans le vagin et on localise le col. L’index est inséré dans le col et un cathéter d’insémination passé à travers le vagin, puis le long de l’index et ainsi dans l’utérus.
La technique d’insémination utérine profonde
Un cathéter d’insémination semi-rigide ou flexible est guidé vers la partie crânienne de la corne de l’utérus ;
Le cathéter peut être guidé par voie rectale ou en utilisant l’échographie.
Chiens
Timing
L’accouplement naturel se produit généralement 12 jours après le début du saignement pré-œstral. Avec l’IA, le moment de l’ovulation est mieux prédit par la cytologie vaginale ou par l’augmentation des concentrations de progestérone plasmatique pré-ovulatoire. Les concentrations de progestérone augmentent à partir des valeurs de base à 2,0-3,0 ng/ml le jour de la poussée de LH, par la suite en augmentant à 4,0-8,0 ng/ml le jour de l’ovulation et à 10-25 ng/ml pendant les 2 jours suivant l’ovulation.
Fig.59 Insémination artificielle chez les juments (Iancu M., 2014)
La technique d’insémination
Lorsque le sperme frais ou réfrigéré est utilisé, l’insémination intra-vaginale est entreprise avec le sperme déposé le plus près possible de l’orifice externe du col.
Le sperme peut être déposé par un cathéter d’insémination bovine raccourci ce qui peut nécessiter l’utilisation d’un spéculum pour être guidé dans le site correct.
Une fois inséminée, les membres postérieurs de la chienne devraient être soulevés pendant quelques minutes, pour éviter la perte rétrograde de sperme.
L’insémination intra-vaginale avec du sperme cryoconservé donne des taux de conception faibles, donc il est nécessaire d’une voie intra-cervicale ou intra-utérine. L’insémination intra-utérine directe peut être réalisée soit par l’intermédiaire du col, soit directement par l’intermédiaire d’une intervention chirurgicale ou laparoscopie.
Fig.60 Insémination artificielle chez les chiennes (Iancu M., 2014)
La morphophysiologie de la glande mammaire
La glande mammaire est la structure sécrétant du lait, qui comprend un trayon, un système de canaux et les lobes (lobules) du tissu sécréteur drainé par le système de canaux.
Les glandes mammaires sont les glandes sudoripares modifiées qui sécrètent le lait (glande exocrine) et servent de glandes accessoires pour le système reproducteur.
VACHES
La mamelle est un organe complexe composé d’une série de systèmes, qui comprend :
Un système de soutien.
Un système sécrétoire composé de cellules épithéliales.
Un système de canaux pour le stockage et le transport du lait.
Les systèmes sanguin, lymphatique et nerveux.
La mamelle se compose de quatre quartiers séparés, chacun avec un trayon et chaque trayon possède une ouverture. Les quartiers sont entièrement séparés. Le lait de chaque quartier est vidé par le trayon. Environ 25-50% de vaches ont des trayons supplémentaires.
Polythélie
Polymastie
Le poids et la capacité de la mamelle augmente avec l’âge de la vache jusqu’à six ans. Les augmentations les plus importantes se produisent entre la première et la deuxième lactation. Il est très important pour le producteur laitier à avoir des vaches aux mamelles qui sont assez grandes pour produire un grand volume de lait et dans le même temps de ne les pas avoir trop grandes ou avec une mauvaise fixation de la mamelle.
Fig.61 Mamelle chez les vaches (http://www.webagri.fr/dossier_special/?idDoss=117&id=54988)
Le système de soutien
Un système solide de soutien (suspenseur) de la mamelle est nécessaire pour maintenir les attachements appropriés de la glande au corps. La mamelle de la vache est soutenue par deux grands groupes de ligaments.
Les ligaments suspenseurs médians (LSM) :
composé des tissus élastique et conjonctif fibreux qui proviennent de la ligne médiane de la paroi abdominale et s’étendent entre les deux moitiés de la mamelle.
les tissus élastiques de la LSM fournissent l’élasticité nécessaire requise par la mamelle car elle se remplit avec du lait en s’étendant à distance du corps.
Les ligaments suspenseurs latéraux (LSL) :
contient plus de collagène que d’élastine et ainsi fournit à la mamelle un soutien mais pas d’élasticité.
La structure des trayons
Les vaches ont quatre trayons.
La peau du trayon est caractérisée par l’absence de poils et des glandes (sudoripares ou sébacées).
La taille et la forme des trayons sont indépendantes de la taille et la forme ou la production de lait de la mamelle.
Fig. 62 Structure du trayon chez les vaches (Iancu M., 2014)
L’anatomie à l’intérieur de la mamelle
La glande mammaire est un organe complexe qui passe par les stades embryonnaires, à la gestation, allaitement et enfin régression.
La structure de la glande mammaire
Tissu conjonctif ;
Système canalaire ;
Tissu sécrétoire ;
Le tissue sécrétoire (parenchyme)
Les cellules épithéliales sécrétoires comprennent environ ½ des cellules totales dans le tissu sécrétoire pendant la lactation. Le tissu sécrétoire est disposé en lobes ayant chacun des lobules.
Chaque lobule contenant des groupes d’alvéoles (150-220 alvéoles) qui sont entourées par un réseau de vaisseaux sanguins.
Chaque alvéole a tous les composants nécessaires pour produire et livrer du lait au système de canaux. Chaque alvéole est constitué d’une seule couche de cellules épithéliales (cellules sécrétrices) entourant le lumen central dans lequel les cellules épithéliales expulsent le lait qu’elles synthétisent.
Le tissu conjonctif (stroma)
La fonction du tissu conjonctif est de soutenir les tissus canalaire et sécrétoire. Une mamelle souhaitable doit contenir une quantité minimale de tissu conjonctif (20%) et des quantités maximales de tissu sécrétoire (80%).
Il divise chaque quartier en lobes et lobules.
Le système canalaire
Le système canalaire de la glande mammaire commence aux alvéoles et se termine au niveau du canal du trayon. Aucune modification de la composition du lait ne se produit une fois qu’il est entré dans le canal.
Le lait est d’abord recueilli dans le lumen des alvéoles et dans les canalicules sécréteurs (terminaux) : Intralobulaire, interlobulaire, intralobaire, interlobaire.
Il draine ensuite dans de plus grands conduits jusqu’à ce qu’il entre dans le primaire (mammaire) conduits fixés à la citerne de la glande. La citerne de la glande est le plus grand point de collecte du lait. La citerne de la glande est reliée à la citerne du trayon. Les deux citernes sont partiellement séparées par un repli annulaire. Habituellement 10-12 canaux débouchent dans chaque citerne de la glande, mais jusqu’à 20 canaux peuvent être trouvés.
Le lait dans la citerne du trayon est empêché de fuir vers l’extérieur par un muscle du sphincter qui se contracte autour du canal du trayon à travers lequel le lait est tiré vers l’extérieur. La taille et la forme de la citerne de la glande de chaque quartier varient considérablement. La capacité de la citerne de la glande varie de 100 aux 400 ml de lait.
Fig. 63 Système canalaire chez les vaches (Iancu M., 2014)
Approvisionnement en sang
La vitesse à laquelle le sang coule dans la glande mammaire est l’un des facteurs clés dans la détermination de taux de synthèse du lait.
Il faut de 400 à 500 litres de sang qui coule à travers les glandes mammaires pour produire un litre de lait.
Le sang artériel : La plupart du sang est fourni à la mamelle par les deux artères pudendales externes (honteuses externes), une pour chaque moitié de la mamelle.
Les artères pénètrent dans la glande mammaire de la cavité abdominale à travers le canal inguinal. Lorsqu’elles entrent dans la glande mammaire, les artères forment une anse sigmoïde ce qui permet sans doute l’abaissement de la mamelle quand elle est remplie de lait.
Les branches de l’artère mammaire pénètrent dans la glande mammaire dans l’artère mammaire crânienne (alimente la partie antérieure de la mamelle) et l’artère mammaire caudale (alimente la partie arrière de la mamelle).
De nombreuses branches de ces artères fournissent le sang oxygéné à toutes les parties de la mamelle.
Les artères de la mamelle font partie de ces branches et sont connues sous le nom d’artères papillaires
Le sang veineux : Le sang de chaque moitié de la mamelle part par deux veines :
La veine honteuse externe qui finira par rejoindre la veine cave pour livrer le sang au cœur.
La veine sous-cutanée abdominale (veine du lait) – se dirige vers l’avant le long de la paroi abdominale ventrale juste sous la peau. Elle pénètre dans la cavité thoracique au niveau d’un trou appelé « puits de lait » et finalement joint à la partie antérieure de la veine cave.
Le système nerveux
L’innervation efférente de la glande mammaire est tout à fait sympathique à l’origine.
Les nerfs efférents jouent apparemment un rôle important dans l’innervation des muscles lisses dans le trayon, en particulier ceux autour du trayon pour le maintenir fermé entre les traites.
Les nerfs sensoriels (afférents) sont impliqués dans l’évacuation du lait et ils sont trouvés dans les trayons et peaux.
Il n’y a aucune innervation du système sécrétoire. Les cellules myoépithéliales se contractent en réponse à l’ocytocine et non en réponse à l’innervation directe.
Le système lymphatique
La lymphe coule de la mamelle vers le canal thoracique et est finalement évacué dans le système sanguin.
Les ganglions lymphatiques de la mamelle et les autres ganglions lymphatiques du corps sont importants pour la résistance aux maladies chez les vaches. Les ganglions lymphatiques forment les lymphocytes qui sont impliquées dans l’immunité.
En réponse à une infection bactérienne (par exemple la mammite), les ganglions lymphatiques augmenter leur production de lymphocytes qui sont transportés vers la mamelle pour compacter l’infection.
Histologie
Les cellules sécrétrices
Une cellule sécrétrice est l’unité de base de la synthèse du lait.
Les précurseurs du lait sont prélevés du sang dans la cellule à travers les membranes basale et latérale et le lait est évacué dans le lumen à travers la membrane apicale.
Les cellules individuelles sont reliées à leurs cellules voisines de tous les côtés par une structure complexe de jonction étanche située autour de la partie apicale qui constitue une barrière étanche ce qui empêche le passage des matériaux entre les cellules dans des conditions normales.
Les cellules sécrétoires sont probablement liées aux cellules adjacentes par l’intermédiaire des jonctions lacunaires, ce qui permet aux matériaux de faible poids moléculaire de passer d’une cellule à une autre. L’échange intracellulaire peut aider une alvéole donnée à synchroniser l’évacuation du lait provenant de diverses cellules sécrétrices dans le lumen.
Fig. 64 Histologie de la glande mammaire (Iancu M., 2014)
OVINS ET CAPRINS
La chèvre en lactation (nounou) et les moutons (brebis) ont chacune deux glandes, chaque drainée par un seul trayeur avec un seul canal du trayon. Ils sont situés dans la région inguinale. Les trayons varient considérablement en taille.
Les trayons et de la mamelle chez les chèvres sont généralement plus grandes que ceux chez les brebis. Les trayons sont larges à la base et font saillie de la mamelle en forme d’entonnoir (pas de point de connexion spécifique). Il y a des poils fins sur les trayons. Les systèmes sanguin et lymphatique sont semblables à ceux des vaches.
JUMENTS
Les juments ont deux glandes mammaires, chacune d’entre elles étant complètement indépendante.
Elles sont situées dans la région inguinale entre les membres postérieurs, recouvertes et protégées par la peau et les cheveux, sauf pour les trayons qui sont dépourvus de poils.
Chacune des glandes comporte un trayon mais deux systèmes canalaires distincts (certains auteurs considèrent qu’il y a en fait 4 glandes, mais une paire de glandes de chaque côté de la sortie de la ligne médiane par l’intermédiaire d’un seul trayon).
Fig.65 Glande mammaire chez les juments (Iancu M., 2014)
TRUIES
Environ 12-14 glandes complexes (6-7 paires).
Les glandes sont en deux rangées parallèles, une de chaque côté de la ligne médiane ventrale. Elles peuvent ou peuvent ne pas être appariées.
Le nombre de chaque côté peut être pair ou impair.
Chaque glande simple est séparée, le tissu sécrétoire étant indépendant de la glande adjacente.
La plupart des associations des races exigent 12 trayons fonctionnels pour enregistrer une race pure.
Chaque trayon comporte deux orifices et des canaux de trayons qui drainent deux glandes mammaires bien distinctes, avant (antérieure) et arrière (postérieure).
CHIENNES
Les glandes mammaires sont typiquement disposées en deux rangées parallèles.
Chez les chiennes il y a généralement cinq glandes mammaires de chaque côté, jointes ensemble dans une chaîne. Le nombre de trayons peut varier de 8 à 12, avec quatre à six complexes de la glande de chaque côté de la ligne médiane. Dix est le nombre le plus commun chez les grandes races, tandis que quatre paires sont plus fréquentes chez les races de taille petite.
Le nombre de canaux débouchant dans un trayon varie de 7 à 16 chez les femelles, et ceux-ci sont situés sur l’extrémité émoussée dans un motif irrégulier.
CHATTES
Les chattes ont généralement quatre paires, deux thoraciques et deux abdominales, qui sont presque équidistantes.
Le nombre de canaux débouchant sur une mamelle varie de 1 à 7, chez les chattes.
La glande mammaire evaluation clinique
Etapes :
Inspection
Palpation
Echantillonnage du lait
examen organoleptique du lait.
Identification de la mammite subclinique.
Inspection : des deux côtés et de l’arrière
Taille
Grande
Moyenne
Petite
Forme et la symétrie
Idéal – symétrique,
forme ovale
Globulaire, cubique
Conique, comme chez les chèvres
Divisée
Attachement
Etendue en avant et en arrière
Crurale (inguinale)
Baissée (pendant)
Peau
Couleur – normale = rose
rouge (congestion), bleue (nécrose)
Modifications pathologiques (blessures, fistules, éruptions, cicatrices, nécrose, fissures, papillomes, vésicules)
Vascularisation
Couverture des cheveux
Plis de la peau (réserves de lait))
Trayons
Forme et taille
Trayons supplémentaires (polythélie, polymastie)
Palpation – habituellement sur le côté droit
Palpation superficielle – avec le dos de la paume
Température
Palpation profonde – les deux mains
Sensitivité (douleur)
Consistance (normale = douce)
dure, flasque
Formations pathologiques (nodules, tumeurs, abcès, kystes, calculs)
Trayons
Ganglions lymphatiques au niveau de la mamelle (normaux = petits, mobiles, pas de douleur)
Agrandis, douloureux, fluctuants, durs, immobiles
Echantillonnage du lait
Les premiers jets sont supprimés
Utilisez un récipient transparent, propre (stérile)
Habituellement le lait est collecté dans la paume propre
Examen organoleptique
Couleur – normale = blanc mat
Rouge (sang – trauma, mammite, intoxications), jaune (régime riche en β-carotène, ictère, babésiose), bleuâtre (contenu faible en matières grasses, Pseudomonas aeruginosa)
Consistance – normale = lait aqueux
Visqueuse (normale au sevrage et après la parturition, anthrax, fièvre aphteuse), mousseuse (alimentation riche en pommes de terre, fin de la gestation), muqueuse (E.coli, Aerobacter, autre mammite), avec flotteurs (flocons) divers types de mammite
Odeur – normale = typique pour le lait
Odeur de silo, fermentée, E. coli, aromatique (anis, carvi)
Goût – normale = typique pour le lait
Amer (plantes à haute teneur en alcaloïdes, œstre, sevrage), salé (mammite subclinique), ranci (fourrages altérées).
DIAGNOSTIC DE LA MAMMITE SUBCLINIQUE
modifications de pH
Le test de la mammite de Californie (CMT)
Le test Whiteside
Sur la base du développement de la viscosité dans le lait lorsque l’hydroxyde de sodium est ajouté
Le Test de papier filtre
Le test d’ébullition
Conductivité électrique
indicateur de mammite Waikato
entre 4,0 et 5,0 mS
Nombre de cellules somatiques
Normal = sous 200.000 cellules/ml
• Le test de la mammite de Californie – CMT.
Le réactif contient du laurylsulfate de sodium, nonylphénol, polyéthylène glycol 4000 et violet bromcresole (comme indicateur de pH).
Le lait homogénéisé avec une quantité égale de réactif résulte dans la dissolution et la rupture des membranes nucléaires et cellulaires. Cela conduit à la libération des molécules d’ADN qui se connecteront et formeront un gel. La consistance du gel résulté augmente à mesure que le nombre de cellules somatiques (neutrophiles, macrophages, lymphocytes et cellules épithéliales) est plus élevé dans un quartier mammaire.
Comment effectuer le test : un petit échantillon de lait (environ 2 ml) de chaque quartier est recueilli dans une palette en plastique qui a 4 coupes marquées A, B, C et D (correspondant aux quatre quartiers mammaires). Une quantité égale de réactif CMT est ajoutée au lait. La palette est mise en rotation pour mélanger le contenu.
Dans environ 10 secondes, lisez le résultat tout en continuant à faire tourner la palette. Parce que la réaction disparaît dans les 20 secondes, le test doit être lu rapidement.
Compte tenu de la consistance du mélange réactif-lait, le résultat peut être :
Négatif (-) : le mélange reste liquide sans précipitations ; le quartier mammaire est en bonne santé.
Trace (±) : il y a un peu de précipité, la réaction disparaît en temps que la palette tourne, en 10 secondes environ ; il y a une possible infection subclinique si le précipité est présent dans un ou jusqu’à deux quartiers mammaires.
Légèrement positif (+) : il y a un précipité distinct, pas de formation de gel, la réaction peut disparaître à la rotation de la palette dans 20 secondes ; il y a une infection subclinique légère du quartier mammaire.
Positif (++) : immédiatement le mélange a une consistance de type gel qui ne disparaît pas par agitation et se dépose dans le fond de la coupe ; il existe une mastite clinique légère
Haut positif (+++) : le gel est formé, la surface augmente, avec un pic central au-dessus de la masse, cette consistance persiste à l’arrêt de la rotation de la palette ; il y a une mammite clinique claire.
En fonction de la couleur du mélange, nous avons :
Lait acide (pH = 6,3) – jaune ;
Colostrum (pH = 6,4 à 6,5) – jaune – olive ;
Lait normal (pH = 6,6-6.7) – gris – violet ;
Lait de mammite (pH = 6,8-7,2) – couleur pourpre intense.
Les résultats CMT peuvent être directement corrélées au nombre de cellules somatiques, par l’extrapolation et l’application des résultats de la CMT, basé sur le même principe et ayant une composition chimique similaire des réactifs. Donc nous avons :
négatif – 0-200.000 cellules/ml,
trace – 150.000-500.000 cellules/ml,
légèrement positif – 400.000-1.500.000 cellules/ml,
positif – 800.000-5.000.000 cellules/ml
très positif – plus de 5.000.000 cellules/ml.
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Acest articol: MIHAI CENARIU IANCU MORAR PHYSIOLOGIE DE LA REPRODUCTION Travaux pratique Discipline: Physiologie de la reproduction Ed. AcademicPres Cluj-Napoca… [308683] (ID: 308683)
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