Medicamentele Acide Si Cele Bazice
INTRODUCERE
Medicamentele acide și cele bazice pot avea comportări critice in vivo prin aceea că, în funcție de concentrație și solubilitatea lor, pot precipita în stomac sau respectiv în intestin. Testarea lor in vitro în ceea ce privește cinetica de eliberare, utilizează medii de pH care să favorizeze transformarea substanțelor active în săruri și adaosuri de tensioactivi pentru a mări solubilitatea sau chiar pentru a realiza suspensii stabile. Aceste artificii tehnice au avantajul că duc la teste reproductibile dar, de cele mai multe ori, rezultatele obținute nu sunt biorelevante (Tang și colab., 2001).
În plus concentrațiile de tensioactivi adăugati sunt de 1-2 ordine de mărime mai mari decât concentrația micelară critică (CMC) (Noushin și colab., 2005). Ori este de presupus că organismul nu face risipă de mijloace și concentrația tensioactivilor fiziologici este cât mai apropiată de CMC. La fel, volumul mediului de dizolvare și condițiile sink (Gu și colab., 2004), găsite biorelevante în cele mai multe cazuri, nu sunt biorelevante în cazul medicamentelor greu solubile.
Efectul tensioactivilor asupra cedării din forme farmaceutice au făcut obiectul a numeroase cercetări în ultimii trei zeci de ani (Dakkuri și colab., 1978; Daly și colab., 1984; Feely și colab., 1988; Shah și colab., 1989; Efentakis și colab., 1991; Efentakis, 1992; Wells și Parrott, 1992; Walderhaug și colab., 1995; Nokhodchi și colab., 2002). În ciuda unor așa de numeroase cercetări, discrepanța între obiectivele dizolvării ca metodă de control al calității producției și obiectivele dizolvărilor ce se doresc biorelevante este destul de mare și rezultatele obținute la primul tip de cercetări nu se extrapolează și la al doilea tip.
O cercetare aparte o constituie evaluarea în același timp a efectelor de pH și ale surfactanților (Jamzad și Fassihi, 2006). Lucrarea de față iși propune o astfel de abordare, în contextul corelării cu date in vivo în vederea stabilirii condițiilor cele mai biorelevante.
Corelarea iviv s-a efectuat conform cu reglementarile FDA (1997).
Lucrarea are o parte teoretică și o parte de contribuții personale.
În partea teoretică, structurată pe trei capitole, lucrarea prezintă date despre substanțe tensioactive naturale și de sinteză, influența tensioactivilor asupra proprietăților biofarmaceutice și eliberarea din formele farmaceutice solide.
Primul capitol al tezei tratează substanțele tensioactive naturale: acizii biliari, cu referire la structură și clasificare, metabolismul și rolul fiziologic al acizilor biliari, dar și tensioactivii de sinteză utilizați în farmacie: surfactanți anionici, surfactanți neionici, cu prezentarea proprietăților hidrofile și lipofile ale acestora.
Al doilea capitol al tezei tratează influența tensioactivilor asupra proprietăților biofarmaceutice prezentându-se pe de o parte influența asupra stabilității sistemelor disperse, modificarea stabilității suspensiilor de particule cu ajutorul surfactanților și stabilitatea dispersiilor solubilizate și pe de altă parte influența asupra solubilității, localizarea și orientarea moleculelor de solubilizat, factorii care influențează solubilizarea medicamentelor în micele de surfactanți.
Capitolul Eliberarea din formele farmaceutice solide prezintă în subcapitolul Cinetici de dizolvare fundamentele cineticilor de dizolvare, reprezentate de difuzie, rezolvarea ecuației difuziei dintr-un rezervor infinit și rezolvarea ecuației difuziei în membrane. Subcapitolul Modele de dizolvare prezintă procesul de dizolvare încă de la începuturi, dezvoltarea unei relații între dizolvare și biodisponibilitate și factorii ce afectează rata de dizolvare a medicamentelor (Dokoumetzidis și Macheras, 2006).
Partea de contribuții personale include trei capitole: 1. Metode de dozare a nimesulidului din apă și din medii biologice, 2. Metode de dozare a ketoconazolului din apă și din medii biologice 3. Studiul cineticii de eliberare din formele farmaceutice solide pentru substanțele greu solubile în prezența substanțelor tensioactive.
Capitolul intitulat Metode de dozare a nimesulidului din apă și din medii biologice prezintă validarea metodei analitice pentru determinarea nimesulidului și a metabolitului său activ, 4’-hidroxi-nimesulidul din probe biologice; astfel sunt descrise materialele și metoda, soluțiile standard pentru calibrare și probele de control, selectivitatea metodei, linearitatea, evaluarea acurateței și preciziei metodei analitice, randamentul de extracție și stabilitatea.
Capitolul intitulat Metode de dozare a ketoconazolului din apă și din medii biologice prezintă descrierea proprietăților fizico-chimice ale ketoconazolului și determinarea din lichide biologice.
Al treilea capitol al contribuțiilor personale prezintă studiul cineticii de eliberare din formele farmaceutice solide pentru substanțele greu solubile în prezența substanțelor tensioactive. În cadrul studiului cedării substanței active nimesulid din forme farmaceutice solide în soluții conținând 2.5%, 1.0%, 0.5%, 0.1%, 0.05%, 0.01% tween 80, s-au comparat profilele de dizolvare ale nimesulidului stabilindu-se modelul cedării acestuia. Studiile privind ketoconazolul prezintă influența pH-ului mediului de dizolvare asupra cedării ketoconazolului in vitro, influența creșterii pH-ului asupra soluțiilor de ketoconazol în prezență de tween 80, studiul cedării imediate (1h) a ketoconazolului din forme farmaceutice solide în soluții de tween 80, la diverse valori de pH, studiul cedării prelungite (6h) a ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8 în prezență de tween 80, farmacocinetica după administrarea orală, corelări in vitro – in vivo și alegerea modelului de dizolvare cel mai biorelevant.
Urmează Concluziile generale ale tezei și Bibliografia, indicii bibliografici fiind prezentați în ordine alfabetică.
PARTEA TEORETICĂ
Capitolul I. Substanțe tensioactive naturale și de sinteză
I.1.Tensioactivi naturali – acizii biliari
I.1.1. Structură și clasificare
Acizii biliari sunt acizi carboxilici C-24, având un nucleu steroid și conținând una sau mai multe grupări hidroxil. Majoritatea acizilor biliari, la mamifere, sunt derivați substituiți ai acidului 5 β-colanic (Mosbach, 1972). Structura moleculei cuprinde un nucleu ciclopentanofenantrenic saturat și un lanț lateral în poziția C-17, cu gruparea carboxil în poziția C-24. La om, joncțiunea dintre inelele A și B are configurația cis (sau 5β), iar joncțiunile dintre inelele B/C și C/D au configurația trans, în așa fel încât hidrogenii din pozițiile C-9 și C-14 sunt în α. Grupele metil din poziția C-10 și C-13 sunt orientate β, iar lanțul lateral din C-17 are aceeași orientare. Configurația în C-20 este R. Grupele hidroxilice sunt situate în poziția α și localizate la nivelul C-3, C-7 sau C-12, formând acizii mono, di sau trihidroxilați (Hofmann și colab., 1992).
Acizii biliari primari și secundari. Se cunosc două categorii de acizi biliari: acizii biliari primari, sintetizați de ficat (acidul colic: acid 3α, 7α, 12α-trihidroxi-5β-colanoic; acid chenodezoxicolic: acid 3α, 7α -dihidroxi-5β-colanoic) (figura 1) și acizi biliari secundari care iau naștere în cursul fazei intestinale a circulației enterohepatice a acizilor biliari primari (acidul dezoxicolic: acid 3α, 12α -dihidroxi-5β-colanoic și acidul litocolic: acid 3α -hidroxi-5β-colanoic) (Bjorkhem, 1985; Russell și Setchell, 1992). Individualizarea unei a treia categorii, acizii biliari terțiari, care se produc în ficat din transformarea acizilor biliari secundari nu este unanim recunoscută. Acidul ursodezoxicolic, format din transformarea hepatică a acidului 7-cetolitocolic, poate fi considerat un acid biliar terțiar.
Figura 1. Structura acizilor biliari primari
Acizii biliari liberi și conjugați. În condiții fiziologice, acizii biliari sintetizați în hepatocit nu se excretă sub formă liberă de acizi colanoici, ci sunt în întregime conjugați cu glicocol (75%) și taurină (25%) (Warren, 2006) rezultând acidul glicocolic și acidul taurocolic (figura 2). Termenul de săruri biliare, care a fost folosit pentru a desemna acizii biliari conjugați și ionizați (glicocolatul de sodiu 65 % și taurocolatul de sodiu 35 %), tinde să fie abandonat (Hofmann, 1998). Se propune ca termenul de acizi biliari să fie utilizat ca termen generic, care desemnează toți compușii acizi, care posedă nucleul colan, indiferent de starea de conjugare (Hofmann, 1977). Cu toate acestea, ambii termeni au în prezent o utilizare foarte largă.
Figura 2. Structura acizilor biliari conjugați
I.1.2. Metabolismul acizilor biliari
Cuprinde mai multe procese, care se desfășoară secvențial, fiecare constituind o verigă a circulației enterohepatice.
Biosinteza acizilor biliari la om
Precursorul acizilor biliari este colesterolul (Danielsson, 1963), iar unicul sediu al sintezei acizilor biliari primari este ficatul. Sinteza acizilor biliari primari implică parcurgerea unei serii de transformări, controlate de mecanisme enzimatice specifice, și care constau în reducerea stereospecifică a legăturii duble Δ 5- colesterolului, care asigură formarea configurației
5β- colestan a joncțiunii inelelor A și B; epimerizarea grupului 3β- hidroxil; grefarea uneia sau a mai multor grupări hidroxilice pe nucleul steroidic în poziția 7α, pe inelul B, și 12α, pe inelul C; scurtarea lanțului lateral al colesterolului și introducerea unei funcții carboxil în poziția C-24 (Mosbach, 1972). Aceste modificări asigură transformarea moleculei de colesterol, cu polaritate slabă și insolubilă în apă, într-o moleculă polară, cu solubilitate apoasă înaltă (Hofmann, 1968).
Acizii biliari sunt secretați în bilă sub formă conjugată cu glicină sau taurină. Prin interacțiunea grupării carboxilice a acizilor biliari cu gruparea aminică a glicinei sau taurinei, ia naștere o legătură amidică slabă, rezistentă la acțiunea enzimelor digestive. Din punct de vedere fiziologic conjugarea are semnificații importante. Acizii biliari conjugați au valoare pka mai joasă decât acizii biliari liberi, ceea ce le conferă rezistență la precipitare în mediu acid sau în prezența Ca2+ și au o rată joasă de difuziune neionică pasivă în intestinul subțire proximal (Hofmann, 1998). Procesul de conjugare are loc în fracțiunea solubilă și microsomală a celulelor hepatice și necesită prezența ATP, CoA și Mg2+ (Danielsson, 1963).
Grupele hidroxilice ale acizilor biliari pot fi sulfatate, producând esteri sulfați. Se consideră că procesul de conjugare cu glicină și taurină precede sulfatarea. La subiecții sănătoși, sulfatarea este un mecanism important doar pentru acizii biliari monohidroxilați (acid litocolic), dar în condițiile patologice ale colestazei, exercită un rol protector și pentru acizii biliari di- și trihidroxilați. Sulfatarea acizilor biliari modifică traiectoria lor metabolică. Esterii sulfatați sunt substanțe cu polaritate înaltă, cu slabă absorbție în intestinul subțire și care ajung astfel în proporție importantă în lumenul colic. Chiar dacă la acest nivel are loc un proces de desulfatare bacteriană, cantitatea cea mai mare de acizi biliari sulfatați se excretă ca atare în fecale (Cowen și colab., 1975).
Glucuronidarea acizilor biliari reprezintă un important mecanism protector în colestază, deși mai puțin important decât sulfatarea. Acizii biliari glucuronidați urinari, pot reprezenta 16% din totalul excreției de acizi biliari în sindroamele colestatice (Fröhling și Stiehl, 1976). Glucuronidarea determină formarea de compuși mai polari, crește solubilitatea apoasă și favorizează excreția.
Circulația enterohepatică desemnează totalitatea secvențelor metabolice ale acizilor biliari și cuprinde mai multe etape:
– biosinteza hepatică;
– excreția hepato-canaliculară;
– faza intestinală;
– faza intestino-portală;
– extracția hepatocitară;
– reexcreția hepato-canaliculară.
Ea apare ca un mecanism deosebit de eficient, care permite conservarea și reutilizarea acizilor biliari. Organizarea anatomică a acestui sistem asigură menținerea unei concentrații optime a acizilor biliari în lumenul intestinului subțire proximal (Weiner și Lack, 1968; Dowling, 1972) prin recircularea unui pool mic de 50- 100 mg/kg corp, datorită unei pierderi ce nu depășește 3-10 mg/kg corp (Small și colab., 1972).
Distribuția acizilor biliari în diferitele compartimente ale circulației enterohepatice variază în limite largi, în funcție de mai mulți factori fiziologici, dar în special în legătură cu actul alimentar. În condiții bazale, acizii biliari, care sunt secretați continuu, sunt stocați în vezicula biliară și doar o foarte mică parte trece în lumenul intestinal în funcție de tonusul sfincterului Oddi. Resorbția intestinală a acizilor biliari, asigură prezența unor cantități mici, dar măsurabile de acizi biliari în sângele portal și periferic. Postprandial are loc evacuarea veziculei biliare în intestin, unde acizii biliari își exercită rolul fiziologic cunoscut. În condiții de concentrații crescute de acizi biliari, are loc activarea fazei intestino-portale și reîntoarcerea hepatică a acestor produși. O parte din acizii biliari primari, care scapă absorbției ileale, sunt supuși proceselor de degradare bacteriană în ileonul distal, cec și colon, ceea ce le modifică proprietățile fizico-chimice, le influențează absorbția și le crește excreția fecală (Hofmann, 1999). Această fracțiune reprezintă calea catabolică majoră a excreției steroidice (Weiner și Lack, 1968). În condițiile încărcării postprandiale a circulației portale, în ciuda clearance-ului hepatic foarte eficient, care asigură extracția acizilor biliari din sângele portal, o fracțiune mai importantă trece în sângele periferic. Se realizează astfel o creștere de 2-6 ori a concentrației acizilor biliari serici. În condiții fiziologice, fracțiunea pool-ului acizilor biliari prezente în compartimentul circulației sistemice nu depășește 1% (Hofmann, 1977). După captarea hepatică acizii biliari sunt reconjugați în întregime și reexcretați în bilă. Datorită transformărilor metabolice ale acizilor biliari primari, sub acțiunea microflorei intestinale, bila apare ca un „mozaic” de acizi biliari primari și secundari. La om și la primate, nu se produce o reconversie a acizilor biliari secundari în acizi biliari primari, prin procesul de rehidroxilare.
În starea de echilibru metabolic, pool-ul acizilor biliari este menținut constant printr-o sinteză hepatică care egalează pierderile fecale. Conservarea pool-ului acizilor biliari în timpul circulației enterohepatice se datorește prezenței a trei mecanisme de transport cu înaltă eficiență: reabsorbția ileală, extracția hepatocitară și excreția biliară a acizilor biliari (Reichen, 1975).
Modelul dinamic și multicompartimental al circulației enterohepatice
Achizițiile noi de fiziologie au permis o descriere dinamică a circulației enterohepatice, care-i evidențiază forțele motrice și cuprinde, în plus față de modelul clasic, compartimentul plasmatic. În termeni mecanici, și chimici, aceasta cuprinde două rezervoare și două pompe mecanice (vezica biliară și intestinul subțire), două pompe chimice (ficatul și ileonul), și două sisteme de valve (sfincterul Oddi și valvula ileocecală) (Hofmann, 1977).
Cinetica fracțiunii steroidice a acizilor biliari, descrisă inițial ca un model unicompartimental a fost revizuită. Progresele realizate în posibilitățile de investigație și datele de fiziologie și fiziopatologie cu privire la acizii biliari au condus la imaginarea unui model multicompartimental pentru fiecare acid biliar, cuprinzând: conjugarea, deconjugarea, dehidroxilarea și reconjugarea. Pentru acidul litocolic se descrie și un al 5-lea compartiment: sulfatarea (Hofmann și Hofmann, 1974).
I.1.3. Rolul fiziologic al acizilor biliari
Capacitatea acizilor biliari de a dizolva acizii grași a fost semnalată încă din 1901 de Moore și Parker, care au sesizat importanța acestora pentru digestia și absorbția grăsimilor. Prin analogie cu detergenții ionici, acizii biliari sunt considerați „detergenții tractului intestinal” (Borgström, 1969; Hofmann, 1965). Detergenții ionici sunt substanțe amfipatice (termen care desemnează compuși care au regiuni distincte polare și nepolare și care se agregă în micelii în anumite condiții, în soluții apoase), care posedă două regiuni separate: o regiune mare, hidrofobă, și o alta mai mică, hidrofilă. Acizii biliari au atât grupe hidrofobe (-ch2-ch3), cât și grupări polare, hidrofile (-oh, -so3-, -coo-, -cooh). Caracteristic este faptul că grupările polare sunt separate spațial. Molecula acizilor biliari are o polaritate plană, grupele hidrofilice fiind situate sub ecuatorul moleculei, iar cea mai mare partea nucleului sterolic, cu grupe metil, se află deasupra (Carey și Small, 1972). Prin mobilitatea lanțului lateral, grupul său polar se așează în același plan cu grupele hidroxil, contribuind astfel la polaritatea moleculei la nivelul interfețelor. La acizii biliari conjugați, lanțul lateral este mai lung și mai polar, capătul liber având un grup polar puternic so3-coo-. Prin aceste caractere, acizii biliari diferă net în aranjamentul molecular față de detergenții ionici tipici și această disimilaritate de structură le conferă proprietăți de suprafață și de masă mult diferite (Hofmann, 1968). Structura fizico-chimică proprie acizilor biliari este responsabilă de comportarea acestora în soluții. Acizii biliari formează ca și detergenții, la o anumită concentrație, concentrație critică micelară (CMC) și la o anumită temperatură, temperatură critică, agregate polimoleculare hidratate, cu un număr de agregare de 20-24 molecule, cu o greutate moleculară de ordinul a 20000 și un diametru de 40-50 Å (Borgström, 1969; Hofmann, 1965, 1966). Regiunile hidrocarbon hidrofobe ale moleculelor se orientează înăuntrul micelei, iar grupele hidrofilice în afară (Monte și colab., 2009). În funcție de numărul de agregare se disting: micelii „primare” cu număr de agregare mic, și micelii „secundare”, cu număr de agregare mai mare de 10, care rezultă din asocierea miceliilor primare, prin legături între regiunile hidrofilice ale acizilor biliari (Carey și Small, 1972). În felul acesta, miceliile se prezintă ca un „miez” hidrofobic central, într-o fază apoasă. Această parte hidrofobă micelară prezintă proprietățile solvente pentru alte tipuri de lipide (Natalini și colab., 2007).
Soluțiile micelare ale acizilor biliari pot dizolva lipidele insolubile în apă (nepolare sau polare de diferite categorii), prin fenomenul de „solubilizare micelară”, formând cu acestea „micelii mixte” (Carey și Small, 1972). Miceliile mixte se prezintă ca aglomerări cilindrice de acizi biliari, acizi grași și monogliceride, cu dimensiuni de 100/10 Å, stratul exterior fiind format din acizi grași. Regiunea polară a acizilor biliari este orientată spre faza apoasă, iar regiunea nepolară este legată de porțiunea nepolară a lipidelor (Asworth și Lawrance, 1966). Studiile experimentale arată că un sistem format din acizi biliari și apă are eficiență mică în solvirea aditivilor nepolari, necesitând o concentrație micelară critică mare. Dacă unui astfel de sistem i se adaugă aditivi polari, lecitină, monogliceride, proprietățile sale de solubilitate pentru lipidele nepolare cresc (Hofmann, 1965, 1966), iar CMC scade (Reis și colab., 2004). Astfel, pentru sistemul acizi biliari- lecitină- apă sau acizi biliari- monogliceride- acizi grași- apă, CMC este de 2 mM/l, în timp ce concentrația acizilor biliari conjugați în jejunul proximal este de 6-10 mM/l (Hofmann, 1966, 1968; Borgström, 1969).
Funcțiile acizilor biliari în lumenul intestinal depind nu numai de concentrația lor, ci și forma chimică; acizii biliari liberi sunt incapabili să se substituie celor conjugați în procesul de formare micelară.
i.2. tensioactivi de sinteză utilizați în farmacie
Substanța tensioactivă este o substanță farmaceutică auxiliară având următoarele sinonime: agent tensioactiv, tensid, agent activ de suprafață, surfactant, surfactiv (Popovici și Lupuleasa, 2008).
În literatura internațională se utilizează frecvent termenul surfactant (o contracție în engl. surface = suprafață + active agent = agent activ): o substanță care, introdusă în concentrații mici într-un sistem dispers, prezintă proprietatea de a se adsorbi la suprafață sau la interfețele sistemului, determinând un ansamblu de proprietăți fizico-chimice sau chimice de interes practic (Rieger, 1988). Aceste substanțe auxiliare produc o activitate pronunțată la suprafața limită, de separație între două faze, având o adsorbție pozitivă, capabilă să ude suprafața, și extinzând considerabil suprafața elastică: scad tensiunea superficială (la suprafața de separare aer-lichid) sau interfacială (lichid/lichid sau lichid/solid) (Mittal, 1984, 1986, 1989).
P. A. Winsor definește surfactantul – un compus care conține în aceeași moleculă regiuni distincte, cu un caracter hidrofil și lipofil.
În soluție, moleculele de surfactant se asociază între ele, prin forțe Van der Waals, formând micele (5-30 μm), în care includ și substanța medicamentoasă greu solubilă, căreia îi măresc astfel solubilitatea.
Acest fenomen a fost denumit solubilizare micelară și este utilizat în formularea soluțiilor apoase și, mai rar, a soluțiilor lipofile.
Utilizările surfactanților în tehnologia farmaceutică se bazează pe proprietățile acestora, astfel (Debrot, 1993):
• acțiunea solubilizantă se datorează formării de micele, care leagă substanța medicamentoasă greu solubilă sau insolubilă la diferite niveluri, și permite trecerea acesteia în soluție, fără modificarea structurii chimice și a acțiunii farmacodinamice;
• solubilizarea micelară oferă protecția la hidroliză sau oxidare a substanței medicamentoase față de agenții fizici sau chimici; această protecție este dependentă de tipul de localizare a substanței în micela surfactantului;
• acțiunea dispersantă asupra particulelor solide are loc prin scăderea tensiunii superficiale, de exemplu, lichid/ lichid la emulsii sau solid/lichid la suspensii;
• surfactanții ionogeni conferă particulelor dispersate și sarcină electrică, crescând astfel stabilitatea sistemului dispers;
• prin caracterul liofil, surfactanții contribuie la formarea unui strat de solvatare (hidratare) în jurul particulelor fazei disperse (interne);
• acțiune umectantă asupra substanțelor medicamentoase puțin solubile sau hidrofobe din formele farmaceutice solide (capsule, comprimate). Prezența surfactantului într-o formulare facilitează solubilizarea substanței în fluidele biologice și, în consecinlă, favorizează procesul de absorbție.
• măresc cantitatea de principiu activ extras din plante.
Surfactanții acționează prin mărirea capacității de umectare a solvenților, influențând fenomenul de osmoză, formând complecși hidrosolubili sau solubilizând micelar alcaloizii.
Pe lângă aceste utilizări importante în realizarea formelor farmaceutice, unii surfactanți pot avea și efecte terapeutice (Pujadas, 1992):
• tensidele cationice se folosesc ca antiseptice locale în forme farmaceutice administrate pe piele, țesuturi și mucoase sau ca dezinfectante pentru materialele medico-chirurgicale; surfactanții umectează bine suprafețele tisulare și, în plus, au proprietăți detergente (de curățare), keratolitice și emulgatoare;
• introduse în formula unui medicament, pot modifica viteza de penetrare a substanței medicamentoase prin piele și mucoase, influențează viteza și durata efectului terapeutic, cât și toxicitatea: colire, unguente, supozitoare, comprimate, pulberi;
• surfactanții pot crește eficacitatea unui medicament, dar pot avea și un efect invers.
Deși sunt foarte diferite din punct de vedere chimic, substanțele tensioactive au un caracter comun: structura amfifilă (Chavrolin, 1994).
Molecula individuală a substanțelor tensioactive, în general mică (micromoleculă), este formată din două regiuni: o grupare apolară lipofilă și o grupare polară, hidrofilă și uneori ionizabilă; aceste grupări prezintă afinități diferite față de apă, și anume :
• gruparea polară (liofilă, mai exact hidrofilă), puternic hidratată, care oferă moleculei în ansamblu o afinitate parțială față de apă;
• gruparea apolară (liofobă, mai concret hidrofobă), reprezentată de lanțul hidrocarbonat, fără afinitate față de apă sau solvenți apoși, care determină o mică solubilitate în apă.
Pentru a avea afinitate față de apă, gruparea trebuie să aibă un caracter polar, de exemplu, un ion sau o grupare cu un dipol permanent mare. O astfel de moleculă se numește amfipatică sau amfifilă.
Această structură amfifilă conferă substanței tensioactive introduse în apă capacitatea de a se dispersa coloidal. Ambele grupe sunt necesare pentru activitatea de suprafață, gradul relativ de polaritate determinând tendința de acumulare la interfață. Natura dublă a structurii substanțelor tensioactive este deci responsabilă de proprietățile caracteristice ale acestora. În funcție de natura grupărilor hidrofile, agenții tensioactivi se clasifică în patru grupe:
• anionactivi sau anionici: compuși care disociază în soluție apoasă și se încarcă cu sarcină electrică negativă;
• cationactivi sau cationici: compuși care conțin în molecula lor un cation cu lanț lung, ca săruri de amine sau N4+ ; în soluție apoasă disociază și se încarcă cu sarcină electrică pozitivă;
• amfoteri sau amfolitic: compuși care conțin în moleculă un cation și un anion; în soluția apoasă, molecula lor există sub formă de zwitterion; în funcție de pH se comportă ca un anion sau ca un cation;
• neionogeni sau neionici: compuși care nu disociază în soluție și nu poartă sarcină electrică.
I.2.1. Proprietățile hidrofile și lipofile ale surfactanților. Valoarea HLB
Variația în polaritatea sau nepolaritatea relativă a unui surfactant simplifică influența privind comportarea acestuia la interfață.
Valorile polarității sau nepolarității sunt utilizate drept criteriu de clasificare a surfactanților. Această clasificare este cea mai folosită și permite prevederea domeniului de utilizare a fiecărui tensioactiv. Sistemul de clasificare a fost propus de W.C. Griffin în 1949.
S-a ales să se numească valoarea HLB (HydrophileLipophile Balance = balanța hidrofil-lipofilă) numărul pentru fiecare tensioactiv care indică raportul între grupările hidrofile și lipofile (HLB este o valoare numerică). Valoarea HLB a fost concepută inițial pentru tensioactivii neionici și reprezintă masa procentuală a grupărilor hidrofile divizate cu 5 (pentru a reduce mărimea valorii).
De exemplu, o moleculă cu 100% parte hidrofilă are valoarea HLB = 20.
Astfel creșterea lanțului polioxietilenic mărește polaritatea și deci valoarea HLB; prin creșterea lanțurilor de alchil sau a grupelor de acizi grași scade polaritatea și deci valoarea HLB. Un avantaj imediat al acestui sistem de clasificare este că se poate aprecia rapid, prin comparare, un tip de surfactant cu altul, cu grupe polare sau nepolare diferite.
Valorile HLB pentru surfactanții neionici sunt calculate pe baza proporției lanțurilor de polioxietilen prezente; totuși, pentru a determina valorile altor tipuri de surfactanți este necesar să se compare proprietățile fizico-chimice, care reflectă polaritatea, cu acelea ale unui surfactant cu valoare HLB cunoscută.
În acest scop au fost utilizate relațiile între HLB și fenomene ca: solubilitatea în apă, tensiunea interfacială și constanta dielectrică.
Numărul mare al valorii HLB indică hidrofilia; numărul este mic dacă molecula este mai mult lipofilă decât hidrofilă.
Scara cifrică a valorilor HLB (scara Griffin) a fost stabilită între 1 și 40; punctul de echilibru la care hidrofilia este egală cu lipofilia fiind 10.
Surfactanții au masa moleculară relativă Mr > 200 și valoarea HLB între 1 și 50; substanțele a căror Mr < 200 au molecule prea mici, pentru a avea doi poli bine separați. Substanțele cu HLB sub 1 sau peste 50 sunt fie solubile în ulei, fie solubile în apă, fără a prezența proprietăți tensioactive.
Valoarea numerică HLB a fiecărei substanțe tensioactive determină domeniul de utilizare. Astfel scara HLB ne indică proprietățile solubilizante, emulgatoare, antispumante, detergente ale surfactanților.
Condițiile pe care trebuie să le îndeplinească surfactanții cu rol solubilizant (Thadros, 1984):
– să nu fie toxici și nici iritanți pentru calea de administrare;
– să fie miscibili cu sistemul de solvenți utilizați;
– să fie compatibili cu substanțele asociate în formula produsului;
– să nu aibă gust și miros neplăcut;
– să nu fie volatili;
– să nu reacționeze cu recipientele de condiționare.
Cei mai folosiți surfactanți sunt cei neionici, de tipul polisorbaților (eteri polioxietilenici ai esterilor anhidrici ai sorbitolului cu acizi grași superiori), cremoforilor (esteri ai acizilor grași cu macrogoli) sau esterilor de zaharoză. Pentru uz extern se mai pot folosi: surfactanți anionici, de tipul săpunurilor sau surfactanți amfoteri (Leidreiter și colab., 1997).
I.2.2. Surfactanți anionici
Se utilizează – săpunurile, compuși amfifili la care partea activă este anionul au gruparea carboxil; sunt săruri ale acizilor grași superiori saturați sau nesaturați cu lanț de C12 – C18.
Se prepară în general prin:
– saponificarea grăsimilor animale sau vegetale cu soluții concentrate de hidroxizi alcalini;
– neutralizarea directă a acizilor grași liberi cu alcalii.
Consistența săpunurilor este determinată de:
– natura și proporția de acizi grași continuți;
– de grăsimile folosite (săpunurile obținute din uleiuri vegetale sunt moi);
– de hidroxizi alcalini folosiți: cu hidroxidul de sodiu se obțin săpunuri tari, iar cu hidroxidul de potasiu, săpunuri moi.
Valoarea săpunului este apreciată după spuma persistentă pe care o face și după puterea detergentă de spălare. Capacitatea de spumificare este mărită prin adaos de colofoniu, saponine, acizi grași superiori (lauric, cetilic sau oleic), iar puterea de albire crește prin asociere cu perborați sau persulfați. Dimpotrivă, alcoolul scade puterea de spumificare. Acizii tari descompun săpunul în acizi grași și sarea respectivă. Metalele grele formează săpunuri insolubile. Se utilizează în general pentru uz extern ca: emulgatori la prepararea emulsiilor, linimentelor, unguentelor, pentru a favoriza absorbția (penetrarea) substanțelor medicamentoase, și supozitoare cu efect purgativ.
• Săpunul de potasiu este utilizat ca emulgator al uleiurilor volatile și fixe; el are acțiune degresantă și de curățare a pielii. Datorită acțiunii keratolitice și exfoliante este folosit ca decapant în psoriazis, eczeme uscate. Prescrierea lui în linimente este justificată de mărimea capacității de alunecare prin fricționare, când produce hiperemie, fapt care-1 indică în tratamentul artritelor, tendinitelor, reumatismului muscular.
Datorită excesului de alcali pe care-i conține afânează învelișul de chitină al acarienilor, al insectelor, făcându-1 permeabil pentru diferite substanțe medicamentoase: se asociază în linimente și unguente antiscabie sau alte parazitoze.
• Săpunul medicinal (săpunul de sodiu) este un bun agent de emulsionare pentru uz extern. Se recomandă pentru emulsionarea uleiurilor volatile sau fixe când se pot emulsiona cu 1g săpun 20- ulei volatil, respectiv 40- ulei fix. Săpunul pulverizat se aduce într-un recipient uscat, se adaugă uleiul și se agită, adăugând apoi apa treptat. După realizarea emulsiei se adaugă celelalte substanțe asociate (Carrol, 1993). Săpunul medicinal are o acțiune laxativă prin iritarea ușoară a mucoasei intestinale și acțiune detergentă. Se folosește, dizolvat în apă, sub formă de clisme.
Săpunul de stearină sau stearatul de sodiu intră în compoziția pastelor de dinți și este și un bun agent emulgator de tipul L/H.
Ca solubilizanți, în apă, se utilizează săpunurile alcaline de cationi monovalenți: Na+, K+, NH4+, solubile în apă.
CH3-(CH2)14-COONa CH3-(CH2)14-COO-Na+
stearatul de sodiu parte grup contraion
nepolară polar
Gradul de solubilitate în apă este influențat de lungimea lanțului alchil și de prezența legăturilor duble.
• derivați sulfatați: sărurile de sodiu ale esterilor sulfurici cu acizi grași, cu formula:
R–O–SO3 Na
Produșii sunt solubili în apă și pot hidroliza cu formare de alcool cu lanț lung, de aceea este foarte important de controlat pH-ul soluției. Cel mai cunoscut este laurilsulfatul de sodiu:
CH3- (CH2)11-SO4Na CH3 – (CH2)11 -SO4- + Na+
grup grup contraion
nepolar polar
I.2.3. Surfactanți neionici
Aceștia sunt cei mai utilizați agenți tensioactivi din tehnologia farmaceutică, datorită avantajelor de a fi stabili, compatibili cu cele mai multe substanțe medicamentoase, solubili în apă sau insolubili.
Se clasifică în diferite grupe, în funcție de structura chimică. Ca solubilizanți se utilizează polisorbații, esteri de sorbitan polioxietilenați, comercializați sub denumirea de tween-uri, solubili în apă; pentru mediul lipofil se utilizează esterii de sorbitan, cu denumirea de span și arlacel (Shiau și colab., 1994).
Span-urile sunt esteri ai acizilor cu Mr mare și produși de deshidratare ai sorbitolului (1,5 – anhidro – sorbitol, 1 – 4 – anhidrosorbitol și 1, 4, 3, 6 – dianhidrosorbitol). Se fabrică: lauratul, palmitatul, stearatul, oleatul și trioleatul de sorbitan. Toți derivații sunt insolubili în apă, cu HLB = 3-5, cu numeroase grupe hidrofobe, fapt ce îi face să fie folosiți pentru solubilizarea substanțelor hidrofile în solvenți lipofili. Sunt lichide uleioase, colorate în galben-brun până la roșu-brun, cu miros caracteristic și gust leșios (Shick, 1987).
Pentru prepararea esterilor de acizi grași folosiți ca surfactanți se utilizează sorbitanul, care este un amestec de mai multe anhidride ce provin din deshidratarea sorbitolului (polialcool format prin hidrogenarea glucozei). Amestecul este format din: 1, 5 sau 1, 4 – anhidrosorbitol, acesta din urmă fiind sub forma unui dianhidrosorbitol.
În funcție de catena acidului gras și de numărul și lungimea catenei de polioxietilen se obțin sorturile (Kunleda, 1985):
HLB
Tween 20 polioxietilenglicolsorbitan monolaurat 16,7
Tween 40 polioxietilenglicolsorbitan monopalmitat 15,6
Tween 60 polioxietilenglicolsorbitan monostearat 14,9
Tween 65 polioxietilenglicolsorbitan tristearat 10,5
Tween 80 polioxietilenglicolsorbitan monooleat 15
Tween 85 polioxietilenglicolsorbitan trioleat 11
FR X înscrie numai tween-ul 80 (polisorbat 80, sorbimacrogoli oleas 300).
Polilsorbații sunt utilizați ca agenți solubilizanți în apă și unor substanțe lipofile sau polare insolubile, ca agenți de suspensie, umectanți și emulgatori tip L/H, adjuvanți penrru supozitoare și comprimate.
Tween-urile au valorile HLB cuprinse între 9,6-16,7.
Sunt lichide vâscoase, uleioase, de culoarea galben-citrin la brun-roșcat, cu miros caracteristic și gust amar neplăcut și senzație de căldură, pe limbă. Soluțiile apoase au un pH = 6.8 aproape neutru.
Diferența dintre diferitele sorturi de tween apare în solubilități.
Tween-ul 20 nu este solubil în solvenți nepolari în timp ce tween 60 și 80 sunt solubili în majoritatea solvenților polari și nepolari.
Pentru solubilizarea unei substanțe se utilizează cantități fixe de surfactant, prin tatonări, urmărind ca soluția să fie clară, limpede; dacă soluția se tulbură, cantitatea de surfactant este insuficientă (Trapani, 1995).
Cantitatea de surfactant necesară solubilizării unei substanțe insolubile se poate calcula după formula (Popovici și Lupuleasa, 2008):
, în care
g = masa de surfactant în grame %;
c = concentrația la % a substanței medicamentoase greu solubile;
i = coeficient de solubilitate în apă a substanței greu solubile;
m = raportul dintre cantitatea de substanță solubilizată și cantitatea de surfactant utilizat pentru solubilizare, determinat experimental.
La folosirea surfactanților cu rol solubilizant din grupa polisorbaților, trebuie să se țină seama de următoarele:
– au dezavantajul de a comunica soluțiilor apoase pentru administrare orală gust și miros neplăcute, greață, vărsături, ceea ce limitează folosirea lor și necesită corectori de gust (aromatizanți, edulcoranți etc.);
– aplicate pe piele și mucoase pot produce iritații locale, fenomene alergice și unele efecte secundare;
– în cazul folosirii în soluții injectabile sunt necesare teste farmacologice și clinice pentru evitarea în special a acțiunii hemolitice;
– surfactanții nu sunt complet inerți din punct de vedere fiziologic, putând avea efecte toxice sau cronice.
Toxicitatea surfactanților depinde de structura moleculei și de cantitatea utilizată, de asocierea cu unii conservanți (parabeni, clorhexidină, hexaclorofen), pe care-i inactivează.
În general, DL50 a surfactanților administrați oral variază între limitele:
0,05-0,50 mg/kg/corp pentru surfactanții cationici;
2-8 mg/kg/corp pentru surfactanții anionici;
5-50 mg/kg/corp pentru surfactanții neionici.
În concentrații până la 3g% soluțiile de polisorbați se pot folosi în preparatele de uz intern. Acestea nu au gustul și mirosul modificat și nu irită mucoasa gastrică.
În soluțiile injectabile pot fi utilizați în concentrații până la 10 g%, iar pentru uz extern până la 20 g%.
Un alt dezavantaj este faptul că soluțiile de surfactanți spumifică, cu cât concentrația este mai mare, ceea ce produce dificultăți în tehnologia de fabricare-condiționare a soluțiilor la: dizolvare, filtrare, umplerea recipientelor.
În general, cantitatea de surfactant utilizat pentru solubilizare trebuie atent calculată. O cantitate în exces nu este dorită, din cauza efectelor toxice posibile, cât și a producerii de spumă în timpul preparării formelor lichide. De asemenea, o cantitate în exces poate reduce biodisponibilitatea substanței medicamentoase, datorită unei adsorbții prea puternice a acesteia în interiorul micelei surfactantului. O cantitate insuficientă de surfactant nu solubilizează întreaga cantitate de substanță medicamentoasă sau poate produce precipitarea substanței în timpul depozitării ori a diluării ulterioare a produsului.
Mult utilizați sunt surfactanții neionici, deoarece prezintă toxicitatea cea mai mică. Aceștia solubilizează: vitamine liposolubile, steroizi, uleiuri volatile și parfumuri.
Din cauza problemelor puse de surfactanții utilizați ca agenți solubilizanți, în sistemele disperse solubilizate sunt necesare și alte substanțe auxiliare, diferiți aditivi ca:
• edulcoranți,
• aromatizanți.
Sistemele disperse solubilizate pot fi invadate de microorganisme și fungi, astfel încât necesită asocierea de conservanți; dar unii dintre aceștia pot fi inactivați de către surfactanți. Se folosesc aceiași conservanți ca și pentru soluții.
Pentru asigurarea stabilității fizico-chimice a soluțiilor micelare, cu substanțe solubilizate se pot asocia diferiți stabilizanți antioxidanți.
Concentrațiile mici de surfactant cresc absorbția, ca urmare a unui contact prelungit al substanței active cu membranele biologice, în timp ce concentrațiile mai mari decât CMC nu produc efecte adiționale sau cauzează scăderea absorbției. În cel de-al doilea caz, substanța medicamentoasă nu trebuie să fie inclusă în micele, deoarece concentrația disponibilă pentru absorbție va fi redusă.
Surfactanții ca sărurile acidului colic îmbunătățesc absorbția gastrică pentru: antibiotice, peptide, antitumorale.
Unor substanțe solubilizate ca: anestezice, unele antibiotice, surfactanții le diminuează efectul terapeutic. Unii surfactanți neionici pot forma cu substanțele medicamentoase ce conțin azot în moleculă complecși greu solubili și săruri cu efect terapeutic limitat.
Capitolul II. Influența tensioactivilor asupra proprietăților biofarmaceutice
II.1. Influența substanțelor tensioactive asupra stabilității sistemelor disperse
II.1.1. Stabilitatea dispersiilor solubilizate
În formularea sistemelor disperse solubilizate se va ține seama de posibilul efect protector sau catalitic al micelelor formate asupra stabilității substanței medicamentoase, cât și a dispersiei coloidale.
În general, solubilizarea are un efect de modificare a vitezei de hidroliză a substanței medicamentoase, și anume o întârzie în cele mai multe cazuri.
Viteza de degradare a substanței medicamentoase solubilizate variază în funcție de: natura surfactantului, natura mediului de dispersie cu localizarea în micelă și este diferită dacă solubilizatul se află inclus în micele sau este liber în faza apoasă (Good și van Oss, 1992).
Astfel, componentele nepolare solubilizate în nucleul lipofil hidrocarbonat al unei micele normale (sferice) sunt mai bine protejate la atacul speciilor hidrolizante decât componentele polare, localizate mai aproape de suprafața micelei (Adamson și Gast, 1997).
De exemplu, hidroliza alcalină a benzocainei și homatropinei este întârziată în prezența unor surfactanți neionici, dar benzocaina, mai puțin polară și datorită includerii în nucleul lipofil al micelei, prezintă o stabilitate mai mare ca homatropina.
Un factor important îl are natura ionică a surfactantului. În multe cazuri acțiunea catalitică a micelelor ionice se explică prin considerente electrostatice: micelele cationice cresc viteza de reacție a anionilor nucleofili cu compușii fără sarcină electrică, în timp ce micelele ionice o retardează prin cataliza reacțiilor în care intervin cationii.
Micelele cationice pot accelera hidroliza esterilor, totuși acest efect poate varia cu concentrația de surfactant din formulare.
De exemplu, bromura de hexadeciltrimetilamoniu, în concentrație mare, inhibă hidroliza alcalină a unor esteri ca benzocaina.
Pentru bazele care catalizează hidroliza, micelele anionice, încărcate negativ, oferă o protecție mărită, datorită respingerii la atacul grupărilor OH, încărcate tot negativ. Pentru micelele cationice, efectul este invers: protecția mărită se datorează posibilității încărcării cu sarcini electrice pozitive a capetelor grupelor polare, care țin legate grupele de HO- și astfel blochează pătrunderea în interiorul micelei.
pH-ul mediului, influențează de asemenea efectul micelelor ionice asupra stabilității solubilizatului; de exemplu, bromura de cetiltrimetilamoniu, tensid cationic, catalizează degradarea cefalexinei în mediu neutru, dar în mediu acid reduce degradarea diferitelor peniciline. Pe de altă parte, laurilsulfatul de sodiu, surfactant anionic, favorizează degradarea penicilinelor.
Micelele neionice sau amfotere pot să nu afecteze sau să protejeze solubilizatul inclus în ele, față de hidroliza acidă sau alcalină.
De exemplu, constanta de degradare a indometacinului scade în prezență de pluronic (copolimer al oxidului de polioxietilen – polioxipropilen); acest copolimer protejează solubilizatul prin frânarea hidrolizei.
De asemenea, sistemele disperse solubilizate oferă și o protecție contra oxidării.
Unele substanțe medicamentoase pot avea activitate de suprafață. Asemenea substanțe pot forma micele prin autoasociere și astfel se crește stabilitatea în soluție.
De exemplu, o soluție micelară de penicilină G este de 2,5 ori mai stabilă la hidroliză decât soluția cu monomeri, în aceleași condiții de pH și forță ionică.
Prezența impurităților în mică proporție poate afecta stabilitatea reologică a unei forme farmaceutice, deoarece poate provoca transformări de fază (tranziție de fază) ale tensioactivului. Astfel se poate cita tranziția între faza lichido-cristalină și soluția micelară a bromurii de cetiltrimetilamoniu, datorată reacțiilor induse de lumină asupra moleculelor solubilizate, la concentrații sub 1%. Aceste reacții pot modifica concentrația preparatelor, deoarece vâscozitatea sistemelor lichido-cristaline este mult mai mare, comparativ cu cea a micelelor. De aceea, pentru a garanta că proprietățile reologice caracteristice ale formulărilor nu variază cu timpul, trebuie efectuate studii pentru a determina temperatura la care se produce tranziția de fază, cât și numărul de cuante de lumină necesare acestor transformări ale micelelor în agregate mai complexe (lichido-cristaline).
Formarea de micele se poate utiliza în designul promedicamentelor (engl. prodrugs), atât pentru a crește solubilitatea substanței medicamentoase, cât și pentru a o proteja de hidroliză.
B.D. Anderson și colab. (1985) au sintetizat semiesteri de metilprednisolonă care formează micele, crescând solubilitatea metilprednisolonei.
Grupările ester sunt protejate de hidroliză „in vitro” prin includerea în micele și nu mai sunt expuse în mediul apos, permițând stabilitatea într-o formulă injectabilă. După administrarea prodrug-ului, acesta este metabolizat când are loc eliberarea substanței.
Alt factor care intervine și influențează stabilitatea sistemelor solubilizate îl constituie existența sarcinilor electrice care încarcă micela (stratul lui Stern format de contraioni, în cazul micelelor, ionice); acestea împiedică agregarea micelelor, prin forțe de respingere electrostatice.
Vâscozitatea. În cazul soluțiilor de coloizi micelari, valorile vâscozității prezintă diferențe mici față de cele ale mediului de dispersie, astfel încât acest parametru nu constituie un factor de stabilitate pentru sistemele disperse solubilizate.
II.1.2. Modificarea stabilității suspensiilor de particule cu ajutorul surfactanților
Stabilitatea suspensiilor coloidale este un fenomen important în multe industrii cum ar fi cea a vopselurilor, a tușurilor, a farmaceuticelor etc. Sedimentarea particulelor care destabilizează suspensia este deseori cauzată de ecranarea sarcinilor de pe suprafața particulelor care are ca rezultat coagularea și implicit sedimentarea. S-a descoperit că adăugarea de agenți stabilizatori cum ar fi surfactanții ionici, mărește stabilitatea particulelor. Totuși, uneori efectele sinergistice ale amestecurilor de surfactanți ionici și neionici măresc mai mult stabilitatea particulelor când sistemul are tărie ionică ridicată.
Studiile despre cinetica adsorbției surfactanților la interfața solid-lichid sunt limitate față de cele pentru interfața lichid-lichid. Studii despre cinetica adsorbției sau desorbției surfactanților din apă la suprafața solidă hidrofilă, au fost făcute folosind în special oxid de siliciu, deoarece acest model de suprafață hidrofilă este bine caracterizat. Cinetica adsorbției pe bumbac, pe hârtie de filtru și pe cărbune activ au fost de asemenea studiate. Natura suprafeței solide, adică interacțiile hidrofobe, hidrofile și electrostatice, joacă un rol important în cinetica adsorbției surfactanților la interfața solid-lichid.
Biswas și Chattoraj (1998) au studiat adsorbția surfactanților cationici la interfața apă- silice la diferite concentrații, pH-uri, tării ionice, temperaturi și electroliți. S-a demonstrat că adsorbția urmează o lege de viteza de ordinul întâi în doi pași, cu două constante de viteză diferite.
Paria și Khilar (2004) au studiat cinetica de adsorbție a surfactanților anionici, cationici și neionici la interfața apă–celuloză. S-a demonstrat că viteza de adsorbție a surfactanților cationici este foarte mare și cantitatea de surfactant adsorbită este mai mare decât în cazul surfactanților anionici și neionici la interfața apă – celuloză.
Ordinea vitezei de adsorbție este: cationic> anionic ~ neionic.
Viteza medie de adsorbție a surfactanților a fost determinată din pantă la t1/2 (jumătate din timpul necesar atingerii echilibrului) a curbei de adsorbție. Deoarece suprafața de celuloza este încărcată negativ în mediu apos, surfactantul cationic este adsorbit preferențial.
Biswas și Chattoraj (1998) au arătat de asemenea că viteza de adsorbție crește cu temperatura.
Cinetica adsorbției surfactanților neionici pe silice a fost studiată prin tehnica elipsometriei și prin absorbție UV. Viteza inițială de adsorbție crește cu creșterea concentrației de surfactant. Modelul cinetic de adsorbție al surfactanților neionici pe silice hidrofile a fost dezvoltat considerând cele trei procese care au loc în soluție: dispersia monomerului, dispersia micelelor și disocierea micelelor. Se presupune că micelele nu sunt adsorbite. Adsorbția e descrisă ca un proces în doi pași, primul fiind dispersia din soluție spre o sub-suprafață, iar al doilea, transportul din sub-suprafață la suprafața și adsorbția concomitentă. Stratul staționar din afara suprafeței a fost considerat ca fiind finit datorită convecției cauzate de amestecare. S-a observat că adsorbția este controlată de difuzie și concentrația în imediata vecinătate a suprafeței este determinată de un echilibru local în regiunea sub-suprafeței. Se presupune că micelele contribuie la adsorbție doar prin eliberarea de monomer în timpul transportului prin difuzie și nu prin adsorbție directă. Creșterea inițială a adsorbției este aproximativ liniară în funcție de timp. Viteza de adsorbție în regiunea liniară pentru soluțiile premicelare indică concentrația critică de agregare la suprafață, grosimea stratului staționar și coeficientul de difuzie al monomerului. Relații asemănătoare s-au găsit și pentru concentrații mai mari decât concentrația critică micelară (CMC). Pe măsură ce cantitatea adsorbită se apropie de cantitatea de echilibru, viteza de adsorbție scade până la 0. Brinck și colab. (1998) au extins acest model la sisteme mixte de surfactanți, prevăzând comportamentul cinetic al unui amestec binar de surfactanți neionici la suprafața apa – silice.
În ultimii ani, microscopia de forță atomică () a fost folosită în mod direct pentru a vizualiza surfactantul adsorbit la suprafața lichid-solid. În general, a fost folosită în modul de contact în care vârful atinge substratul pentru vizualizarea suprafețelor solide, dar acesta este inadecvat pentru vizualizarea straturilor de surfactant adsorbit. Agregatele de surfactant sunt fragile, deci măsurătorile de contact vor distruge morfologia stratului adsorbit. În modul fără contact, forța repulsivă a stratului dublu electric asociată cu specia adsorbită este folosită pentru a genera informații despre stratul adsorbit. Grafitul este deseori folosit ca substrat pentru datorită structurii sale cristaline netede care este necesară pentru studii de . Au fost studiate diferite morfologii ale agregatelor de surfactanți pe mică pentru surfactanți cationici și amfionici; pe grafit pentru surfactanți anionici, cationici, neionici și amfionici; pe silice pentru surfactanți cationici, neionici și amfionici.
II.2. Influența substanțelor tensioactive asupra solubilității
II.2.1. Solubilitatea
Solubilitatea definește proprietatea unei substanțe de a se dizolva într-o altă substanță (solvent) sau într-un amestec de solvenți, formând un sistem fizic omogen. Dizolvarea este o operație fizică ce constă în divizarea substanței la starea moleculară și transferul ei (difuzia)
într-un solvent; ea depinde de solubilitatea substanței și conduce la o fază unică, omogenă numită soluție.
Prin amestecarea a două componente apare o modificare a entropiei ΔS, care duce la o modificare a entalpiei libere ΔG.
Pentru un amestec ideal:
ΔG = -TΔS (1),
în care:
ΔG = variația entalpiei libere (mărime termodinamică de stare, exprimată prin suma între energia internă a unei substanțe și produsul dintre presiune și volum);
T = temperatura termodinamică;
ΔS = variația entropiei (mărime de stare, care se exprima prin suma raporturilor dintre cantitățile de căldură primite sau cedate de un sistem în cursul transformărilor reversibile și temperaturile absolute corespunzătoare) (Kenneth, 2002).
Modificarea entalpiei libere a fiecărei componente, rezultă în cazul unui amestec ideal din compoziția cantitativă și temperatura absolută:
ΔG1 = n1 . R . T . ln x1 (2) și
ΔG2 = n2 . R . T . ln x2 (3)
dacă ΔG = ΔG1 + ΔG2 (4),
atunci: ΔG = n1 . R . T . ln x1 + n2 . R . T . ln x2 (5)
Deoarece cantitatea de substanță este totdeauna un număr subunitar, trebuie ca această ecuație să fie negativă, la un amestec ideal ΔG. Aceasta înseamnă că starea amestecului este stabilă din punct de vedere termodinamic.
În procesul de dizolvare, componenta dizolvată (substanța solidă) este deci desfăcută, divizată, dispersată, sub acțiunea solventului, până la cea mai mică unitate chimică: moleculă sau ioni.
Un solut se dizolvă într-un solvent când forțele de atracție (interacțiune) dintre moleculele sau ionii solventului sunt inferioare forțelor de atracție dintre aceste entități și, respectiv, dintre moleculele de solvent. Mecanismul dizolvării constă în desfacerea legăturilor chimice care mențin moleculele sau ionii unui solut, separarea moleculelor solventului și stabilirea unor noi legături solut – solvent prin apariția forțelor de interacțiune.
Acest proces are loc cu consum de energie și absorbție de căldură în cazul desfacerii legăturilor inițiale și cu degajare de căldură în cazul interacțiunii solut-solvent:
ΔH = ΔHsolut + ΔHsolvent – ΔHsolut-solvent (6)
Forțele de interacțiune care se întâlnesc pot fi clasificate după cum se manifestă între: ioni, dipoli permanenți și dipoli induși:
– ionii se formează prin pierdere sau acceptare de electroni (ioni pozitivi și ioni negativi);
– dipolul permanent are la origine o legătură covalentă între doi atomi diferiți.
În cazul în care electronii se află mai aproape de atomul mai electronegativ, centrul pozitiv al sarcinii electrice nu corespunde cu centrul negativ.
Dizolvarea unei substanțe solide cristalizate se produce printr-o dezorganizare la interfața solid/lichid (asemănătoare unei reacții chimice) urmată de o difuziune a moleculelor sau ionilor desprinși de la suprafața solidului în interiorul soluției.
Ca orice reacție care implică mai multe stadii consecutive, viteza totală a transportului de masă ce se produce în timpul dizolvării va fi determinată de viteza celui mai lent din cele două stadii.
În absența unei reacții chimice între solvat și solvent, (care ar face ca cel mai lent proces să fie desprinderea moleculelor de solut din cristal), cel mai încet stadiu este cel al difuzării moleculelor dizolvate, prin stratul limită (reprezentat de soluția saturată formată în jurul particulelor de substanță solidă), în toată masa de solvent.
Solubilitatea substanțelor medicamentoase diferă foarte mult, dar o anumită substanță are o solubilitate constantă într-un anumit solvent la o temperatura dată.
Solubilitatea se poate exprima diferit:
– procentaj în masă (%): grame de substanță în de soluție;
– procentaj în volum (% în volum): mililitri substanță în 100 ml de soluție;
– procentaj masă-volum (% m/v): grame de substanță în 100 ml de soluție;
– concentrație molară (M): 1 mol de substanță în 1000 ml de soluție;
– concentrație molală: 1 mol de substanță în de soluție;
– concentrație normală (N): 1 echivalent de substanță în 1000 ml de soluție;
– termeni aproximativi: exemplu ușor solubil de la 1-10 părții solvent pentru a dizolva o parte substanță (Farmacopeea Română X, 2008) etc.
Se consideră ca aducerea în soluție a substanțelor greu solubile, operație denumită „solubilizare”, este diferită de dizolvare. Prin „dizolvare” se înțelege mecanismul prin care solventul și solvatul tind în mod natural să-și micșoreze diferențierile dintre proprietățile lor intrinsece pentru a forma o soluție, în timp ce solubilizarea (aducerea în soluție a substanțelor greu solubile) este un fenomen care presupune intervenția operatorului, prin adaus de substanțe intermediare sau prin alte artificii care modifică mecanismul de trecere în soluție (Sanghvi, 2006).
Termenul de solubilizare a fost introdus de McBain și Hutchinson (1965) pentru a defini un mod particular de dispersare a substanțelor care sunt insolubile într-un anumit mediu. Acest termen are avantajul de a nu se restrânge la solubilizarea unor compuși organici insolubili sau foarte puțin solubili în apă, în condițiile adăugării unui surfactant adecvat, ci include și posibilitatea prezenței altor tipuri de sisteme coloidale în afara micelelor de asociație directe, ale căror agregate pot încorpora substanțe insolubile în mediul de dispersie (Jain și Yalkowsky, 2007).
Definiția dată de Attwood și Florence (1993) fenomenului de solubilizare este mai generală și se referă la „prepararea unei soluții izotrope și termodinamic stabile a unei substanțe care este foarte puțin solubilă într-un solvent prin adăugarea unui compus amfifilic”.
În momentul de față, în cadrul fenomenului de solubilizare, se studiază atât încorporarea de substanțe insolubile/foarte puțin solubile în apă în micele de asociație formate în soluții diluate de surfactanți, cât și în alte tipuri de agregate (cristale lichide liotrope) formate în soluții concentrate de surfactanți.
Solubilizarea cu tensioactivi (solubilizarea micelară) este considerată de unii autori adevărata solubilizare; celelalte metode (formarea de săruri, introducerea de grupări hidrofile în molecula solvatului, formarea de complecși sau de asociații moleculare), sunt artificii al căror rezultat este de obicei o soluție adevărată, moleculară, reprezintă deci aplicații ale dizolvării clasice.
Prin solubilizare micelară se înțelege o îmbunătățire a solubilității prin legături active la suprafață, care sunt capabile să transfere substanțe active greu solubile sau insolubile în apă în soluții apoase clare sau cel mult opalescente, fără ca prin acest proces să se modifice structura chimică a substanței medicamentoase.
Solubilizarea micelară se aplică atât substanțelor polare (acizi grași, alcooli, amine cu lanț hidrocarbonat) cât și celor nepolare (hidrocarburi) (Yalkowsky, 1999).
Ca agenți de solubilizare (considerați de McBain și Hutchinson un tip important de mediatori de dizolvare) se folosesc substanțe tensioactive, substanțe bipolare, în molecula cărora se găsește cel puțin un grup activ care are afinitate pentru solvenți polari (gruparea polară) și un radical care prezintă afinitate pentru solvenți apolari (gruparea apolară).
Raportul dintre gruparea polară și cea apolară a moleculei este dat de balanța hidrofil-lipofilă (HLB), valoare cifrică stabilită de Griffin (1949, 1954). Acesta a alcătuit o scară a valorilor raportului stoechiometric dintre porțiunea hidrofilă și cea lipofilă a moleculelor bipolare, de la l la 40, înșiruind substanțele tensioactive de interes farmaceutic în ordinea crescândă a HLB. Pe măsură ce valoarea HLB crește, se mărește și hidrofilia substanței bipolare. Punctul de echilibru (la care hidrofilia este egală cu lipofilia) s-a fixat la cifra 10.
Pentru a avea efect solubilizant, o substanță tensioactivă trebuie să aibă balanță hidrofil-lipofilă între 15 și 18. Capacitatea de solubilizare a tensidelor se bazează pe formarea agregatelor moleculare, sau micelelor (nume provenit de la mica – micella = părticică, firimitură).
Micelele se formează în soluția de substanță tensioactivă peste o anumită concentrație, denumită „concentrație micelară critică” (cmc) care este diferită, ca valoare pentru fiecare agent tensioactiv în parte.
Cel care a constatat pentru prima oară fenomenul și a dat denumirea de micelă a fost McBain (1913). Formarea micelelor rezidă în însăși structura amfifilă (bipolară) a moleculelor acestor substanțe. Gruparea polară, cu mare afinitate pentru apă, se hidratează și tinde să tragă moleculele spre interiorul fazei. Gruparea nepolară se opune acțiunii grupării hidrofile, căutând să tragă molecula spre aer (faza mai puțin polară). Acțiunea ei depinde de lungimea catenei și de gradul de nesaturare. La o anumită concentrație, contrabalansarea dintre energia de atracție Van der Waals a lanțurilor hidrocarbonate și energia de repulsie coulombiană a grupelor polare determină formarea de micele.
La concentrația micelară critică odată cu apariția micelelor are loc o modificare esențială a proprietăților fizice ale soluției apoase (conductibilitatea, presiunea osmotică, scăderea punctului de congelare, tensiunea superficială, vâscozitatea, indicele de refracție ș.a.) (McBain și Marsden, 1948).
Problema formei, mărimii și structurii micelelor a fost și este încă mult dezbătută, pentru că particulele de acest tip suferă modificări importante sub diferite acțiuni exterioare (Qiu și colab., 2009).
McBain a studiat micelele folosind o soluție de săpun (substanță tensioactivă anionică) și a imaginat diferite forme de micele funcție de concentrație.
Conform ipotezei lui McBain micela are la o concentrație puțin peste CMC o structură sferică, iar cu creșterea concentrației are loc o trecere spre structura cilindrică sau elipsoidală și în final apar structuri laminare (McBain și Marsden, 1948).
După Hartley (1936), micelele au o forma sferică, punct de vedere împărtășit și de alți autori.
Din măsurători cu raze Röengen reiese o structură stratificată, de forma unor benzi sau a unor baghete (bețișoare) modele preconizate de Debye și Anacker (1951). Nici cu metodele electronoptice nu s-a reușit până acum elucidarea clară a structurii micelelor.
Micelele se formează spontan, iar sistemele micelare sunt stabile din punct de vedere termodinamic (Lasic, 1992).
Facilitatea de a forma micele depinde de tipul de surfactant și scade în ordinea:
surfactant neionic > surfactant amfoter > surfactant ionic
Fenomenul de solubilizare a substanțelor relativ insolubile începe la concentrația micelară critică, prin orientarea lor unitară în micele și în funcție de structura chimică se localizează la suprafață (cele hidrofile), în interior (cele lipofile) sau în stratul palisadic al micelelor (substanțele, amfifile) (Kim, 2004).
Substanțele care pătrund în interiorul micelei sunt protejate de reacțiile de degradare în special prin hidroliză. Cele înglobate în zona palisadică sau adsorbite la suprafață se pot desprinde mai ușor de sistem (efectul de solubilizare este mai redus) și sunt mai expuse la acțiunea factorilor externi (oxigen, lumină).
Deoarece solubilizarea se produce după momentul atingerii concentrației micelare critice, mărime care este proprie fiecărei substanțe tensioactive, este indicat, pentru a se reduce la minim cantitatea de agent de solubilizare necesar, să se aleagă un tensioactiv cu o concentrație micelară critică cât mai mică.
Pentru exprimarea cantitativă a fenomenului de solubilizare se utilizează noțiunea de concentrație maximă de aditiv (CMA) definită ca fiind cantitatea maximă de solubilizat care poate fi încorporat într-un sistem la o concentrație dată de surfactant. În studiile farmacologice se utilizează o metodă simplă de determinare a valorii , metodă care constă în prepararea unei serii de probe conținând cantități variabile de substanță care trebuie solubilizată în soluții de surfactanți de concentrație dată. Probele sunt agitate și lăsate în repaus până la atingerea echilibrului. Valoarea este stabilită prin observarea formării unor soluții omogene pe cale vizuală sau turbidimetrică.
Multe dintre substanțele medicamentoase care pun probleme de solubilizare sunt utilizate în forme farmaceutice care conțin surfactanți. Solubilitatea scăzută în apă a derivaților steroidici ridică probleme în prepararea formulărilor farmaceutice de uz oftalmic. Aceste preparate farmaceutice au ca cerințe de farmacopee claritatea optică, ceea ce exclude folosirea soluțiilor uleioase sau a suspensiilor. Problema solubilizării steroizilor a fost rezolvată folosind solubilizarea în soluții micelare de polisorbați sau de eteri sorbitanici polietoxilați.
Fenomenul de solubilizare în micele de surfactanți neionici polietoxilați este utilizat și pentru prepararea soluțiilor injectabile de vitamine insolubile în apă (vitaminele A, D, E și K).
Solubilizarea medicamentelor în agregate de surfactanți rămâne și în momentul de față un subiect de interes, deoarece prezența în vectorii medicamentoși moderni a unor cantități apreciabile de surfactanți duce la menținerea posibilității unei interacții semnificative cu moleculele de medicament.
II.2.2. Localizarea și orientarea moleculelor de solubilizat
În cadrul studiului interacțiilor dintre moleculele de surfactant și cele ale substanței care trebuie solubilizată, câteva aspecte prezintă o importanță aparte:
– localizarea și orientarea moleculelor de solubilizat în agregatul supramolecular de surfactant;
– efectul prezenței solubilizatului în sistem asupra proprietăților de autoasociere ale surfactantului (modificarea concentrației la care are loc asocierea, modificarea structurii asociatului);
– efectul procesului de solubilizare asupra proprietăților solubilizatului (modificarea activității biologice specifice, modificarea proprietăților de transport prin organismul viu).
Locul în care are loc solubilizarea, respectiv unde sunt localizate moleculele de surfactant în cadrul agregatelor supramoleculare de surfactanți este un aspect deosebit de important care influențează în continuare interacțiile care apar între moleculele de solubilizat și cele de surfactant și conduce la modificarea unor proprietăți ale agregatului de surfactant sau ale solubilizatului.
Cele mai multe aplicații ale procesului de solubilizare în tehnica farmaceutică se referă la solubilizarea în micele de asociație directe, celelalte tipuri de agregate supramoleculare de surfactanți având încă o utilizare relativ redusă.
În afara concluziei simplificate că moleculele de solubilizat se localizează în acea parte a micelei față de care prezintă afinitate de polaritate (moleculele cu caracter nepolar se solubilizează în miezul nepolar al micelei, cele polare interacționează cu grupele polare exterioare, iar cele amfifile este de așteptat să formeze micele mixte) există multe cazuri particulare care demonstrează că procesul de solubilizare este unul mult mai complex și mai nuanțat.
Calitățile deosebite privind biodegradabilitatea avansată și toxicitatea redusă a surfactanților neionici față de cei ionici, care impun pe aceștia pe primul plan în utilizarea farmaceutică, necesită însă cunoașterea foarte precisă a particularităților de comportare a acestor surfactanți. Prezența în molecula lor a grupelor polietilenoxidice (PEO) sau polipropilenoxidice (PPO) face ca în asociatele micelare să apară mai multe posibilități de localizare a moleculelor de solubilizat față de micelele ionice. S-au postulat câteva moduri de solubilizare în micelele de surfactanți neionici în funcție de tipul de substanță solubilizată (Schick, 1986):
– pentru moleculele cu caracter puternic nepolar solubilizarea are loc în miezul micelei;
– pentru moleculele cu caracter polar solubilizarea poate avea loc cu lanțurile hidrocarbonate în zona palisadei (palisada este zona de separare între miezul hidrocarbonat al micelei și mantaua de grupe PEO sau PPO) și cu grupele hidrofile în zona apoasă a periferiei micelei;
– pentru substanțele solubilizate care nu prezintă o solubilitate acceptabilă nici în apă, nici în hidrocarburi nepolare, se poate întâlni o solubilizare prin adsorbție la suprafața micelei;
– dacă surfactantul conține grupe PEO sau PPO poate avea loc solubilizarea prin fixare în manta, mai aproape sau mai departe de palisadă, în funcție de polaritatea solubilizatului.
Ca și pentru surfactanții ionici, prezența în soluția apoasă de surfactant neionic a moleculelor substanței care trebuie solubilizată, atrage după sine modificări ale masei micelare și compoziției micelei.
Într-un studiu asupra proprietăților de micelizare a esterilor polietoxilați ai sorbitanului în prezență de n-decan și n-decanol solubilizate, Nakagawa (1960) concluzionează că masa micelară crește atât prin încorporarea moleculelor de solubilizat, cât și prin creșterea numărului de agregare a surfactantului.
II.2.3. Factori care influențează solubilizarea medicamentelor în micele de surfactanți:
Solubilizarea substanțelor greu solubile în soluția unui surfactant este influențată de o serie de factori (Attwood și Florence, 2008):
a) tipul de surfactant;
b) natura surfactantului;
c) concentrația în surfactant;
d) natura substanței medicamentoase (a solubilizatului);
e) temperatură;
f) pH;
g) adaos de electroliți și neelectroliți;
h) diferiți adjuvanți;
i) amestec de surfactanți.
a) Tipul de surfactant (anionic, neionic, cationic) are o influență diferită asupra capacității de solubilizare. În general, pentru surfactanții anionici, cantitatea de substanță medicamentoasă solubilizată este proporțională cu lungimea catenei hidrocarbonate a acestora. Introducerea în molecula surfactantului a unei legături duble sau a unei catene ramificate micșorează capacitatea lui de solubilizare în mediu apos. Natura cationului surfactantului anionic are o importanță secundară.
În cazul surfactanților cationici, de exemplu, sărurile de cetil-piridiniu, capacitatea solubilizantă scade în ordinea: bromură > clorură > sulfat > acetat.
Pentru surfactanții neionici, lanțul hidrocarbonat influențează puțin capacitatea solubilizantă; se observă o ușoară creștere a solubilizării la mărirea catenei hidrocarbonate. Dacă surfactantul are catena polioxietilenică, mărimea ei trebuie corelată cu substanța de solubilizat; introducerea unui nucleu de sorbitan mărește solubilizarea.
b) Natura surfactantului
Este dificil să se facă o generalizare în privința modului în care structura chimică a surfactantului influențează capacitatea de solubilizare, deoarece în primul rând aceasta e influențată de aria unde are loc fixarea substanței care trebuie solubilizată. În cazul solubilizării substanțelor cu caracter nepolar în interiorul micelelor directe este de așteptat ca să se producă o creștere a capacității de solubilizare cu creșterea lungimii lanțului hidrocarbonat al surfactantului (Ismail, 1970). Capacitatea de solubilizare crește pentru toți derivații barbiturici cu creșterea lanțului hidrocarbonat de la C12 pentru polisorbat 20, la C18 pentru polisorbat 80.
Rezultate asemănătoare au fost obținute și pentru solubilizarea derivaților barbiturici în micele directe de surfactanți neionici de tip eteri polietoxilați cetomacrogolici. Pentru această categorie de surfactanți neionici s-a observat însă o limită a creșterii capacității de solubilizare produsă de creșterea lanțului hidrocarbonat. Arnarson și Elworthy (1980) semnalează că la surfactanții cetomacrogolici cu lanțuri între C16-C22 în ciuda creșterii dimensiunii micelelor nu se observă și o creștere corespunzătoare a capacității de solubilizare.
Capacitatea de solubilizare în cazul surfactanților neionici polietoxilați depinde de asemenea de localizarea solubilizatului în micelă.
c) Concentrația în surfactant
O cantitate dată de surfactant nu poate solubiliza decât o anumită cantitate de substanță medicamentoasă insolubilă, concentrație aditivă maximă (CMA); valoarea CMA este dependentă de natura substanței de solubilizat, de polaritatea și configurația moleculei acesteia. De exemplu, pentru o serie omoloagă, cantitatea de substanță medicamentoasă solubilizată:
– scade odată cu creșterea lungimii lanțului;
– prezența unei catene laterale are un efect limitat;
– prezența unei legături duble și a ciclizării favorizează în general solubilizarea substanțelor simple.
d) Natura solubilizatului
A fost investigată o gamă largă de posibile relații între cantitatea maximă de substanță solubilizată și diverse proprietăți fizico-chimice ale moleculelor de medicamente (volum molar, polaritate, coeficient de partiție apă/octanol, etc.).
Nu s-au putut stabili corelații simple, putând fiind formulate doar câteva reguli specifice pentru serii particulare de substanță solubilizată. De exemplu, se constată că gradul de solubilizare al hormonilor steroidici în soluții micelare de dodecil sulfat de sodiu crește în seria progesteron < testosteron < deoxicorticosteron, serie în care substituenții la C17 sunt respectiv
–COCH3, –OH și –COCH2OH. Introducerea unei grupări –OH în poziția ciclurilor aromatice conduce la creșterea capacității de solubilizare a medicamentului în micelele de surfactant indiferent de natura acestuia (anionic, cationic sau neionic).
Majoritatea studiilor farmacologice se referă la relații între lipofilicitatea substanței care trebuie solubilizată, exprimată prin coeficientul de partiție apă/octanol, Poctanol și gradul de solubilizare. Collett și Koo (1975) au găsit o variație liniară a coeficientului de partiție apă/octanol și capacitatea de solubilizare în micele de tween unor derivați de acid benzoic substituiți. O relație asemănătoare a fost găsită și pentru solubilizarea derivaților steroidici în surfactanți neionici polietoxilați (Tomida și colab., 1978).
e) Temperatura
O serie de substanțe medicamentoase care au în moleculă o parte hidrofilă și una hidrofobă pot prezenta proprietăți tensioactive și se agregă formând micele, în general cu număr de agregare mai mic decât surfactantul.
Agregarea substanțelor prezintă interes în formularea de forme lichide, deoarece este însoțită de o creștere semnificativă a solubilității.
În multe cazuri formarea de micele depinde de temperatură; la surfactanți, formarea de micele începe de la CMC.
S-a constatat ca mărimea micelelor și cantitatea de substanță solubilizată cresc, în general, odată cu creșterea temperaturii. Dar o creștere prea ridicată a temperaturii poate duce la apariția unui punct de tulbureală.
O serie de substanțe medicamentoase sunt puțin solubile la temperatura camerei și nu ating CMC la această temperatură, de la care se formează micele de substanță, numită temperatura lui Krafft (Tk). Tk crește cu creșterea numărului de atomi de carbon ai părții hidrofobe și scade cu ramificarea sau nesaturarea într-o serie omoloagă de surfactanți ionici (Gu și Sjeblom, 1992) De aceea este necesar să se utilizeze căldura pentru a aduce un surfactant în soluție. După trecerea substanței în soluție, se poate răci amestecul de surfactant-apă-substanță (solubilizat), la temperatura camerei, fără a se produce precipitarea.
S-a constatat că printre cei mai mulți surfactanți, în special cei neionici, cantitatea de substanță solubilizată crește odată cu temperatura. Aceasta se datorează creșterii dimensiunii micelelor și în consecință crește capacitatea acestora de a include substanța medicamentoasă.
Temperatura intervine uneori nefavorabil asupra stabilității soluției de surfactant. Prin încălzirea unei soluții de surfactant la o anumită temperatură, numit punct de tulbureală, aceasta se tulbură. Peste această temperatură se separă două faze, iar sub această temperatură se dizolvă și se agregă în micele. Punctul de tulbureală este definit ca temperatura peste care surfactantul precipită din soluție. Fenomenul este atribuit deshidratării lanțurilor polare ale surfactantului, ce diminuează hidrofilia și valoarea HLB. Surfactantul devine mai puțin hidrofil și în consecință va avea o tendință mare la agregare. Micelele cresc în dimensiune și se deshidratează până la un punct, în care devin prea lipofile și precipită. Se apreciază că punctul de tulbureală a micelelor cu masă moleculară și număr de agregare mari, mai lipofile, se produce la temperaturi inferioare.
Punctul de tulbureală este important pentru un surfactant deoarece el este implicat în solubilizarea și emulsionarea unor substanțe medicamentoase. Trebuie să se evite ca surfactanții să precipite la temperatura la care se va prepara dispersia (Kjellin, 2002).
f) pH-ul
Un alt factor care influențează formarea de micele este pH-ul mediului, care determină predominanța speciilor neionizate mai puțin solubile în apă sau a celor ionizate, solubile, ceea ce duce la atingerea CMC, când începe asocierea în micele a moleculelor (Rosen, 2004).
Este posibilă și asocierea substanței medicamentoase cu formarea de micele mixte, cu specii de molecule ionizate și neionizate. Suprafața micelelor posedă sarcini electrice, ceea ce mărește solubilizarea în apă. Efectul pH-ului constă în modificarea echilibrului ionic al substanței medicamentoase. În general, speciile neionizate, mai lipofile, au afinitate mai mare pentru micelele neionice, decât pentru cele ionice, mai polare.
Influența pH-ului asupra solubilizării substanțelor medicamentoase amfotere depinde de natura micelei.
g, h) Asocierea de adjuvanți, electroliți, neelectroliți, edulcoranți, izotonizanți etc.
O serie de substanțe medicamentoase și adjuvanți pot scade punctul de tulbureală. Astfel, sorbitolul, în concentrație de 25%, mult utilizat în formele farmaceutice lichide administrate oral, scade punctul de tulbureală al polisorbatului 80, de la 83oC la 64°C.
Adăugarea de electroliți, care se utilizează, de exemplu, pentru izotonizarea unor soluții injectabile sau colire, diminuează solubilitatea și poate produce turbiditatea soluțiilor. Aceasta se datorează faptului că adaosul de ioni neutralizează parțial sarcina electrică a micelelor ionice ale substanțelor medicamentoase. Dar această sarcină electrică superficială este fundamentală în stabilitatea particulelor colidale.
Alteori, adăugarea de săruri anorganice la soluția unui surfactant bipolar este însolită de o reducere a sarcinilor electrice între capetele polare ale surfactantului, deci are loc o relaxare a nucleului micelei, oferind un volum mai mare de solubilizare unor substanțe antiseptice de tip fenolic sau iodate.
Edulcoranții și alți aditivi din unele formulări pot modifica dimensiunea micelelor, dar și solubilizarea substanței medicamentoase.
Glicerolul reduce dimensiunea micelelor de dodeciloctoetilenglicol monoeter; la rândul său, sorbitolul crește dimensiunea micelelor de polisorbat 80.
Capacitatea solubilizantă a surfactanților neionici crește în prezența poliolilor: glicerol, sorbitol ca urmare a formării legăturilor de hidrogen în straturile palisadice, însoțită de reticularea micelelor, fenomen cunoscut sub denumirea de cosolubilizare.
În cazul în care scade CMC, efectul este important, deoarece va fi necesară o cantitate mai mică de surfactant pentru a solubiliza substanța, prin formarea de micele, ceea ce are consecințe favorabile asupra reducerii toxicității. Sorbitolul scade CMC surfactanților neionici.
În alte cazuri se pot produce modificări în structura rețelei. crescându-se astfel capacitatea de solubilizare. Astfel este cazul indometacinului, care, în prezența sau absența sorbitolului, produce restructurarea micelelor de polisorbat 80, făcându-le mai simetrice și mai hidratate, ceea ce favorizează dispersarea unei cantități mai mari de substanță medicamentoasă.
i) Amestecuri de surfactanți
În multe formulări se utilizează mai mult decât un surtactant: amestecurile formate dintr-un tensid anionic și altul neionic facilitează solubilizarea, datorită unei interacțiuni favorabile între straturile polare ale ambilor surfactanți (Myers, 2006).
Solubilizarea variatelor componente ale unei formulări se poate micșora dacă acestea au afinitate pentru aceeași zonă a micelei.
capitolul III. Eliberarea din formele farmaceutice solide
iii.1.Cinetici de dizolvare
III.1.1. Fundamentele cineticilor de dizolvare
Difuzia
Difuzia este un proces al transferului de masă al moleculelor individuale ale unei substanțe, antrenate de mișcarea dezordonată moleculară și asociată cu un gradient de concentrație. Difuzia este principalul mod de transfer al substanțelor medicamentoase prin membranele biologice, adică al absorbției în circulația generală, după ce a avut loc cedarea (dizolvarea) lor din formele farmaceutice administrate pe diferite căi de administrare.
Fluxul moleculelor printr-o barieră cum este o membrana polimerică permite studiul difuziei. Traversarea barierei se poate face prin trecerea moleculelor sau prin deplasarea prin pori sau canale. Difuzia moleculară sau permeabilitatea prin medii neporoase depinde de dizolvarea moleculelor în masa membranei, în timp ce al doilea proces poate implica trecerea unei substanțe prin porii umpluți cu solvent ai unei membrane. Se folosesc termenii de membrană și barieră.
Membrana este un film care separă fazele, pe care substanța îl străbate pasiv sau activ. Bariera reprezintă o regiune (sau mai multe regiuni) care opune rezistență trecerii materialului care difuzează.
Legea care guvernează fenomenul difuziei este legea întâi a lui Fick: cantitatea (grame sau moli) de material care se deplasează printr-o secțiune egală cu unitatea (cm2), a unei bariere în unitatea de timp, t (sec), se numește flux și se exprimă în g/cm2/sec. Ecuația are semn negativ și arată că difuzia se manifestă în direcția opusă cu cea a creșterii concentrației. Difuzia are loc în direcția scăderii concentrației substanței care difuzează. Fluxul este totdeauna o cantitate pozitivă.
Constanta de difuzie D sau difuzivitatea se poate schimba la concentrații mari, sau este influențată de temperatură, presiune, proprietățile solventului, natura chimică a substanței care difuzează. De aceea se numește în mod obișnuit coeficient de difuzie și nu constantă.
Uneori se dorește să se examineze viteza cu care se schimbă concentrația substanței care difuzează într-un punct în sistem. Ecuația care redă transportul de masă care exprimă schimbarea concentrației cu timpul într-un loc definit și nu doar masa care difuzează pe unitatea de suprafață a barierei se cunoaște ca legea a doua a lui Fick (Martin, 1993).
Concentrația C într-un compartiment donor de un volum dat se schimbă numai ca rezultat al fluxului net al moleculelor care difuzează în interiorul sau în afara regiunii date.
Ecuația legii a doua a lui Fick arată că schimbarea concentrației în timp într-o regiune particulară este proporțională cu schimbarea în gradientul de concentrație în acel punct al sistemului.
Prima lege a lui Fick descrie fluxul sau viteza de difuzie pe unitatea de suprafață în starea staționară a curgerii. Legea a doua a lui Fick arată o schimbare în concentrația substanței care difuzează, în timp, la orice distanță, adică într-o stare nestaționară a curgerii. Starea staționară poate fi însă descrisă și cu legea a doua a lui Fick. Dacă substanța se găsește în soluție în compartimentul donor separat printr-o barieră de compartimentul receptor în care se găsește doar solvent, substanța va difuza în compartimentul receptor. Soluția din compartimentul receptor se înlocuiește continuu cu solvent spre a menține condiția „sink”. După un timp suficient, concentrația substanței din compartimentul donor a scăzut, iar în cel receptor a crescut și se realizează un echilibru. Concentrația în ambele compartimente devine constantă, dar nu egală.
Rezolvarea ecuației difuziei dintr-un rezervor infinit
Problema aceasta apare de exemplu la eliberarea substanței active dintr-un comprimat cu matriță inertă într-un mediu de volum mare, în care concentrația substanței active rămâne aproximativ constantă, fiind puțin influențată de aportul substanței eliberate.
Se pune problema evoluției în timp a profilului concentrației în forma farmaceutică, în special în vederea proiectării acesteia altfel încât să se asigure o cedare controlată pe o perioadă de timp cât mai mare.
Vom trata în continuare numai problema rezolvării matematice a ecuației difuziei în aceste condiții. Considerăm o matriță sau membrană de grosimea în care substanța activă are la momentul inițial concentrația c1, eliberarea făcându-se într-un mediu în care aceasta are concentrația constantă c0.
Ecuația difuziei care trebuie rezolvată este dată de legea a doua a lui Fick:
, (7),
Facem schimbarea de variabilă . După cum se poate verifica ușor, avem:
și respectiv și înlocuind în ecuația lui C se obține că îndeplinește aceeași ecuație:
, (8),
dar cu condițiile inițiale și pe frontieră modificate:
Căutăm o soluție sub forma unui produs între o funcție numai de x și o funcție numai de t, metoda numită „metoda separării variabilelor”:
, (9)
Înlocuind în ecuația difuziei se obține:
, (10),
ecuație pe care o mai scriem sub forma:
, (11),
unde cu am notat valoarea comună a celor două rapoarte. Sistemul este echivalent cu două ecuații diferențiale. Prima din acestea este cu variabilele separate și se integrează imediat:
, (12),
obținându-se unde ln a este o constantă de integrare. T se poate explicita ca funcție de t:
, (13)
A doua ecuație , comportă soluții generale de forme diferite după semnul lui .
, (14),
Impunem acum soluției să satisfacă condițiile inițiale:
, deci
și dat fiind că , iar , vom avea și
, (15),
și deoarece nici paranteza și nici exponențiala de t nu pot fi zero, rămâne să luăm . Avem deci ca , soluția banală.
În acest caz soluția generală are forma:
, (16),
Impunem iarăși satisfacerea condițiilor inițiale și la limită:
, deci
, (17).
Și deoarece exponențiala nu poate fi nulă va trebui să luam
, (18),
de unde rezultă că și deci , ceea ce se traduce în practică printr-o condiție impusă a lui :
, (19).
Avem astfel pentru fiecare n o soluție care îndeplinește condițiile la limită. Scriem soluția generală ca o combinație liniară a acestor soluții particulare și impunem satisfacerea condiției inițiale
, (20),
, (21).
Înmulțim ambii membrii cu și integram între 0 și :
, (22).
Deoarece cu excepția cazului în care n = m, din toată suma va rămâne numai termenul „m”
(23)
Termenul din paranteză este nul pentru m par și egal cu -2 pentru cazul m impar. Am obținut în concluzie soluția:
, (24).
Un caz particular deosebit de important este acela când numit cedarea în condiții sink de la termenul englez sink = a cădea la fund, a drena ape uzate. Situația se referă la cazurile când, urmare a volumului foarte mare a fluidului în care se face cedarea, concentrația în aceasta este practic nulă. Putem de exemplu considera aceasta ca fiind sângele care circulă și îndepărtează permanent substanța activă de la locul cedării. De reținut că în biofarmacie, ca regulă generală, experimentele de cedare precum și cele de dizolvare se desfășoară în condiții sink.
Rezolvarea ecuației difuziei în membrane
Considerăm transferul unei substanțe farmacodinamic active dintr-o formă farmaceutică în care aceasta se află în concentrație foarte mare, concentrație care se poate considera constantă pe perioada experimentului. Considerăm că cedarea se face printr-o membrană de control al transferului, într-un mediu fluid, în care difuziunea se face cu viteză mult mai mare decât viteza de difuzie în membrană. Dacă în plus vom considera că volumul acestui fluid este foarte mare se poate face aproximația că în acesta concentrația substanței active este constantă. Într-o reprezentare schematică avem cazul din figura de mai jos (figura 3) (Mircioiu și colab., 2008).
mediul de cedare
membrana
t = 0
rezervor
Figura 3. Distribuția printr-o membrană biologică
Ne punem problema de a calcula distribuția concentrației în membrana de transfer. Pentru a simplifica condițiile inițiale și la limită (cazul cel mai ușor de rezolvat fiind cel în care acestea sunt cele mai multe nule), introducem variabila ajutătoare :
, (25).
După cum se poate verifica ușor, avem:
, (26),
și respectiv (27), și înlocuind în ecuația lui C se obține că se îndeplinește aceeași ecuație: (28),
dar cu condiții inițiale și pe frontieră modificate:
Încercăm să găsim o soluție de forma unui produs în funcție numai de t și o altă funcție numai de x (metoda separării variabilelor):
, (29)
Impunând soluției să satisfacă ecuația de difuzie și primele două condiții pe frontieră, se obține:
, (30), și , (30)
Impunem ca soluția aceasta să îndeplinească și a treia condiție:
, (31)
Înmulțim ambii membri cu și integrăm între 0 și :
(32)
Deoarece , (33), cu excepția cazului în care n = m, din toată suma va rămâne numai termenul „m”:
(34)
Am obținut deci soluția:
, (35).
Un caz foarte important prin aceea că este cazul cel mai întâlnit în cadrul determinărilor de cedare „in vitro”, se referă la cedarea în condiții sink.
Astfel de condiții se realizează practic și in vivo, prin aceea că sângele „spală” locul de administrare îndepărtând foarte rapid substanța activă cedată. Problema se reduce foarte ușor la problema anterioară prin înlocuirea lui c0 cu 0.
III.1.2. Cinetici de dizolvare din pulberi
Considerăm, pentru ușurința calculelor (dar fără reducerea generalității problemei) cazul „unidimensional” al dizolvării unei substanțe solide (figura 4). Fixăm originea la suprafața solidului. În acest punct, concentrația substanței active va fi egală cu solubilitatea ei în lichidul de dizolvare (Mircioiu și colab., 2008).
S
c
h
Figura 4. Dizolvarea unei substanțe solide
S – solubilitatea substanței (concentrația substanței la suprafața cristalului);
c – concentrația în „larg”;
h – grosimea „stratului de difuziune”;
J – fluxul substanței active de-a lungul stratului de difuziune;
A – aria supusă dizolvării;
m – masa de substanță dizolvată.
Cu notațiile de mai sus, pe baza unor considerente de chimie-fizică, se ajunge la concluzia ca fenomenul poate fi descris de legea I-a a lui Fick:
(36).
Aproximând că dependența concentrației de distanță este liniară, gradientul de concentrație se poate înlocui cu și se obține o primă ecuație aproximativă:
(37).
Ecuația se poate rearanja și rescrie numai în termeni de concentrație dacă împărțim în ambii membri ai ecuației cu volumul fluidului în care se face dizolvarea.
(38).
Legea în această formă a fost dedusă experimental în urmă cu peste 100 ani și este cunoscută sub numele de legea Noyes-Whitney (Noyes și Whitney, 1897; Hamlin și colab., 1965).
Soluția acestei ecuații diferențiale cu variabile separabile este:
, (39), sau (40).
Dezvoltând în serie logaritmul și păstrând numai primul termen se obține, pentru valori mici ale lui c/S (:
, (41), sau , (41),
ecuație foarte des aplicată în practică, dar cu neglijarea verificării condiției pentru care aceasta are sens ( .
Deci, ca o caracterizare fenomenologică a ecuației (41), putem spune că atunci când dizolvarea se face cât mai aproape de condiții sink și solubilitatea substanței active este mare, concentrația în mediul de dizolvare ca funcție de timp este o dreaptă.
În practică s-au constatat două tipuri de abateri de la aceste legi.
Ecuația (40) se poate rezolva în raport cu c:
(42)
și, dacă înmulțim cu volumul mediului de dizolvare V și notăm VS= m și cV=m obținem:
(43).
Ecuația (42) a fost de multe ori verificată în practică, dar în unele cazuri curba de dizolvare ori are forma de S, ori datele inițiale au o creștere foarte abruptă și deci modelul nu mai corespunde. Pentru astfel de situații s-a propus o funcție mai generală – „funcția Weibull”
, (43), care se verifică empiric în toate cazurile (Langenbucher, 1972; Pradeep și colab., 1996). Observăm că ultima ecuație se poate rescrie sub forma:
, (44).
Când <1 avem de fapt o funcție de tip radical, deci crește mai repede decât t în intervalul [0,1], iar când > 1, curba este o funcție putere și are formă de S.
Un alt tip de lege de dizolvare
m= m k1tn, (45),
este aplicabilă în special cedării din forme farmaceutice este întâlnită în multe cazuri, unul special fiind cel al legii Higuchi, când n = -0,5.
Dizolvarea unui cristal sferic. Legea rădăcinii cubice
Plecând din nou de la legea Noyes-Whitney:
(46) și notând cu M masa cristalului rămasă nedizolvată avem:
(47), și considerând cazul în care experimentul decurge în condiții în care
(S – c) poate fi considerat constant, legea ia forma:
, (48).
Considerând particula sferică A=4R2, V=4R3/3 și deci A = V2/3 = m2/3 unde m este masa cristalului, considerat ca având densitate constantă.
În acest fel ținem cont de faptul că prin dizolvarea cristalului masa și implicit suprafața lui se micșorează.
, (49), și integrând în condițiile inițiale M(0)=M0
, (50).
III.2. Modele de dizolvare
III.2.1. Începuturile în cercetarea dizolvării
În 1897, Noyes și Whitney au condus primele experimente de dizolvare și au publicat un articol intitulat „the rate of solution of solid substances in their own solution" (Noyes și Whitney, 1897). Arthur A. Noyes (1866 – 1936) împreună cu Willis R. Whitney au studiat dizolvarea a doi compuși puțin solubili acid benzoic și clorură de plumb. Materialele au fost așezate în jurul cilindrilor de sticlă care au fost scufundați în vase conținând apă. Cilindrii au fost rotiți cu o viteză constantă și la o temperatură constantă. Autorii au observat că rata dizolvării este proporțională cu diferența dintre concentrația instantanee, C la timpul t și solubilitatea la saturație, Cs. Această afirmație poate fi formulată matematic după cum urmează:
, (51)
unde k este constant. Configurarea experimentului a asigurat că suprafața materialelor a fost menținută constantă în timpul dizolvării deoarece materialele erau în exces față de cantitatea necesară pentru a satura mediul. Autorii au atribuit mecanismul dizolvării unui strat de difuzie subțire care este format în jurul suprafeței solide și prin care moleculele difuzează spre faza apoasă voluminoasă.
Erich Brunner și Stanislav von Tolloczko au publicat la Gottingen un articol în 1900 bazat pe o serie de experimente care au extins condițiile în care are loc ecuația (51) și de asemenea arată că rata dizolvării depinde de suprafața expusă, de rata agitării, temperatură, structura suprafeței și aranjarea aparatului (Brunner și Tolloczko, 1900). Modelul propus a fost derivat din ecuația (51) prin înlocuirea lui k cu k1S.
, (52)
unde S este aria suprafeței. De asemenea, Brunner în publicat o lucrare, bazată pe lucrarea de doctorat, care a studiat problema mai departe încercând să găsească relații specifice între constantele implicate (Brunner, 1904). Această lucrare a fost publicată împreună cu lucrarea teoretică a lui Walter Nernst (1864 – 1941), (Nernst, 1904). Rezultatul principal al acestei publicații în două părți a lui Nernst și Brunner în 1904, care s-a bazat pe conceptul stratului de difuziune și a doua lege a lui Fick, a fost ceea ce este cunoscut ca ecuația Nernst – Brunner, care a derivat din ecuația (52) prin folosirea:
k1= :……… , (53)
unde D este coeficientul de difuziune, h este grosimea stratului de difuziune și V este volumul mediului de dizolvare.
În 1931 Hixson și Crowell au exprimat suprafața S a ecuației (52) în funcție de greutate, w, lăsând S să fie proporțional cu w2/3, ceea ce face ecuația (52) aplicabilă obiectelor compacte dizolvabile (Hixson și Crowell, 1931). Luând aceasta în considerare, ecuația (52), când integrăm obținem o ecuație care leagă timpul de rădăcina pătrată a greutății și în cazul special al condițiilor de scufundare, unde concentrațiile mici sunt considerate și diferența (CS -C) poate fi considerată constantă, legea rădăcinii pătrate ia o formă simplă:
w01/3 – w1/3 = k2t, (54)
unde w0 este greutatea inițială, k2 o constantă. În lucrarea lor, Hixson și Crowell precizau că ecuația Noyes- Whitney, în forma ei originală și fără alte detalii despre mecanismul procesului, fusese suficient validată cu o largă varietate de experimente opuse explicațiilor mecanice variate care apăruseră, nici una din ele satisfăcătoare.
Modalitățile anterioare pot fi categorisite ca și expresii variate ale modelului de strat de difuziune, ca o explicație fizică pentru procesul de dizolvare, unde pasul limită a fost considerat difuziunea moleculelor printr-o peliculă constantă de lichid în jurul suprafeței solide. Până în anii 1950, două alte explicații alternativ erau disponibile după cum le prezenta Higuchi (1961).
Modelul de barieră interfacială considera că transportul interfacial, mai mult decât difuziunea prin peliculă, este pasul care limitează datorită unui nivel înalt de energie activată pentru cel anterior. Acest model a fost propus pentru prima dată de Wilderman (1909) și luat în considerare de Zdanovskii (1946), dar nu a fost studiat în detaliu și o descriere matematică explicită pentru cinetica dizolvării nu este disponibilă (Miyamoto, 1933).
Al treilea model pentru dizolvare este modelul Danckwerts care a apărut în 1951 (Danckwerts, 1951). Potrivit acestuia, părțile macroscopice de solvent, constant reînoite, ajung la suprafața solidă și absorb moleculele, eliberându-le în soluție. Combinații ale acestor modele sunt, de asemenea, luate în seamă. Lucrarea lui Levich a îmbunătățit modelul teoretic al experimentului dizolvării folosind discuri rotative, luând în considerare forța centrifugă a difuziei (Levich, 1962).
În ciuda progreselor în dizolvarea in vitro în științele ingineriei chimice, în științele farmaceutice, conceptul nu a fost foarte folosit până în anii 1950. Până atunci se credea că disponibilitatea in vivo a medicamentelor este determinată singular de dezintegrarea tabletei, ignorând procesul de dizolvare. Au fost sugerate la un anumit timp multe proceduri de determinare in vitro a dezintegrării în timp a tabletelor, unele dintre ele revizuite de Morrison și Campbell (1965).
Primul test oficial de dezintegrare a tabletelor a fost publicat în Pharmacopeea Helvetica în 1934 care a folosit apă la ca mediu și agitare periodică, în timp ce în Pharmacopeea Statelor Unite testul de dezintegrare a fost introdus în a 14-a ediție, în 1950. Alte metode, dezvoltate mai târziu, au încercat să introducă condiții mai realiste, folosind, de exemplu fluide gastrice simulate ca și medii pentru experimentele de dezintegrare. Unul dintre cele mai sofisticate a fost metoda Filleborn, care a fost publicată în anul 1948 și care a introdus un stomac artificial cu simularea condițiilor in vivo, incluzând nivelul de pH, peristaltism și prezența mâncării (Filleborn, 1948). La începutul anilor 1950, era clar că dezintegrarea ca atare nu poate fi răspunzătoare pentru disponibilitatea fiziologică a medicamentelor și în multe cazuri rata dizolvării a fost, contrar, pasul limitativ (Dokoumetzidis și Macheras, 2006).
III.2.2. Dezvoltarea unei relații între dizolvare și biodisponibilitate
După cei mai cunoscuți autori, Edwards în fost primul care a apreciat că la sfârșitul administrării orale a formelor de dozare solide, dacă procesul de absorbție a medicamentului de la tractul gastrointestinal este rapid, atunci rata dizolvării acelui medicament poate fi pasul care îi controlează apariția în corp. De fapt el postulează că dizolvarea unei tablete de aspirină în stomac și intestine ar fi durata procesului ce controlează absorbția aspirinei în sânge (Edwards, 1951). Cu toate acestea, Nelson în fost primul care a stabilit explicit relația dintre nivelurile sanguine ale sărurilor de teofilină administrate oral cu rata de dizolvare in vitro (Nelson, 1957). El a folosit o peletă pentru medicamente nedezintegrabile (montată pe latura sticlei astfel încât numai partea superioară să fie expusă) plasată pe fundul unui vas de 600 ml cu cioc, în așa fel încât să nu se rotească când mediul de dizolvare a fost agitat cu 500 rpm.
De la mijlocul anilor ’60 până la prima jumătate a anilor ’70 au apărut numeroase studii ce demonstrează efectul dizolvării asupra biodisponibilității unei varietăți de medicamente. Două rapoarte au fost publicate în 1963 și 1964 atrăgând atenția asupra lipsei efectului clinic total pentru două branduri de tolbutamidă comercializate în Canada (Campagna și colab., 1963; Levy și colab., 1964). S-a arătat că aceste tablete au timpi de dezintegrare mari cât și caracteristici slabe de dizolvare (Levy, 1964). O mică schimbare în formularea experimentală a unui preparat de tolbutamidă a demonstrat că produce niveluri sanguine semnificativ mai scăzute și efect hipoglicemic (Vaarley, 1968). În 1968, Martin și colab. (1968) a raportat diferențe semnificative în biodisponibilitatea dintre diferite mărci de difenilhidantoină de sodiu, cloramfenicol și sulfisoxazol. Macleod și colab. (1972) a raportat o diferență mai mare de 20% la concentrația maximă și aria de sub curba concentrației serice în funcție de timp pentru trei produse de ampicilină.
În a doua jumătate a anilor ’60 s-a realizat că diferențele în formularea produsului ar putea conduce la diferențe mari în viteză, intensitate și durata de răspuns a medicamentului. La acel moment, termenul „biodisponibilitate" a fost desemnat să descrie nivelul la care un anume medicament este utilizat farmaceutic sau mai strict, fracțiunea dozei ce ajunge în circulația generală. Cele mai dramatice exemple de biodisponibilitate au fost cu digoxină în UK și USA în 1971 și fenitoină în Australia și Noua Zeelandă în 1968.
În primul caz, formulări diferite ale digoxinei au produs până la de șapte ori diferențe în nivelurile digoxinei în ser (Lindenbaum și colab., 1971). Aceste observații au îndemnat FDA în colaborare cu John Wagner să continue studii de dizolvare detaliate pe 44 loturi de la 32 fabricanți de tablete de digoxină de 0,25 mg disponibile pe piața americană în 1972 (Shelly, 1988). Studiile au dezvăluit diferențe extraordinare între profilele de dizolvare ale produselor digoxinei și substanțializează viziunea conform căreia fie de la lot la lot, fie între branduri bioechivalența își are originile în diferențele din ratele de dizolvare. Studiile de dizolvare adiționale realizate în alte laboratoare confirmă aceste cifre (Fraser și colab., 1972).
Toxicitatea fenitoinei a apărut la un mare număr de pacienți când fabricantul a înlocuit sulfatul de calciu cu lactoza în eliberarea imediată a tabletelor de fenitoină (Tyrer și colab., 1970). Inițial, gradul redus de absorbție al fenitoinei în prezența sulfatului de calciu a fost atribuit formării unei sări insolubile de calciu – fenitonă, (Bochner și colab., 1972). Cu toate acestea, Chapron și colab. (1979) nu au găsit nici un efect când au studiat influența calciului asupra biodisponibilității fenitoinei administrând gluconat de calciu înainte, cu și după o singură doză de 300 mg de fenitoină. Aceste teste au indicat că hidrofilicitatea mai mare a lactozei comparată cu sulfatul de calciu, a promovat rata de dizolvare a fenitoinei rezultând biodisponibilitate mai mare și în consecință o concentrație mai mare de fenitoină în plasmă, depășind domeniul terapeutic limitat de 10-20 μg/ml. O decadă mai târziu, lipsa controlului atacului de apoplexie apărută la un pacient pe fenitoină a fost legată de schimbarea caracteristicilor de dizolvare cauzate de schimbări fizice ale capsulelor de fenitoină (Cloyd și colab., 1980).
Inițierea testelor de dizolvare oficiale
Toate preocupările anterioare privind biodisponibilitatea au dus la introducerea cerințelor de dizolvare la tablete și capsule. De o semnificație egală a fost și recunoașterea unei valori imense a testării dizolvării ca o unealtă de control a calității. Astfel, echivalența în comportamentul dizolvării a fost căutată atât din punct de vedere al biodisponibilității, cât și al considerațiilor privind controlul calității de-a lungul ultimilor 35 de ani.
După cum s-a menționat mai sus, un număr de studii, în principal în SUA, de-a lungul unei perioade de 20 de ani 1950-1970 și-au direcționat atenția asupra importanței ingredientelor și proceselor farmaceutice cu privire la relația dizolvare – biodisponibilitate. Ca un rezultat al acestor dezvoltări, testul „backet-stirred-flask” (aparatul USP 1 cu coșulețe) a fost adoptat ca un test de dizolvare oficial în 6 monografii ale Pharmacopeei Statelor Unite (USP) și ale National Formulary (NF) în 1970. Datorită interesului continuu cu privire la dizolvare și absorbția gastrointestinală s-a observat o explozie a numărului de monografii privind cerințele dizolvării în ediții USP/NF. Printre evenimentele remarcabile în timpul acestei evoluții se numără adoptarea metodei „paddle” (aparatul USP 2 cu palete) în 1978, publicarea unui capitol general despre Eliberarea Medicamentelor în USP 21 (1985), prezența a 23 monografii pentru forma de dozare cu eliberare modificată în USP 22 – NF 18 (1990), adoptarea „reciprocating cylinder” (aparatul USP 3 cilindru reciproc), pentru produse cu eliberare extinsă în 1991 și adoptarea pentru produsele cu eliberare extinsă în „flow-through cell in” (aparatul USP 4 solvent cu flux continuu).
Ar trebui de asemenea notat că primele ghidări în testarea dizolvării formelor de dozare solide au fost publicate în 1981 ca un raport atașat Secțiunii pentru Laboratoarele Oficiale și Serviciile de Control al Medicamentelor și Secțiunea Farmaciștilor Industriali ai FIP (FIP, 1981).
III.2.3. Factorii ce afectează rata de dizolvare a medicamentelor
În timpul stadiilor de început în cercetarea dizolvării medicamentelor (1950 -1960) și în mod special după ce dizolvarea a fost considerată un factor important în biodisponibilitatea anumitor medicamente, studiul detaliat al factorilor ce afectează rata de dizolvare s-a extins considerabil.
Gradul de agitare este unul din factorii importanți ce determină dizolvarea. În general, viteze mai înalte de agitare au ca rezultat viteze de dizolvare mai mari. Aceasta a fost studiată și cantitativ împreună cu apariția câtorva publicații care au oferit dovada experimentală a unei relații cu putere de lege între rata dizolvării și rata de agitare (Wurster și Taylor, 1965). În anumite condiții, această lege a eșuat într-o relație aproape liniară.
Rata de dizolvare depinde de asemenea, în mod direct de solubilitate, după cum sugerează ecuația Noyes –Whitney (ecuația 51). Aceasta a devenit de o importanță particulară deoarece influența solubilității asupra biodisponibilității s-a considerat ca provenind în primul rând, din influența ei asupra dizolvării și nu din saturația fluidelor gastrointestinale. Aceasta se întâmpla deoarece condițiile „sink” se considera că prevalează în interiorul intestinelor, cel puțin pentru medicamentele cu un înalt grad de permeabilitate (Wurster și Polli, 1961; Gibaldi și Feldman, 1967). S-a realizat de asemenea, că solubilitatea poate fi afectată de prezența agenților de solubilizare în mediul de dizolvare fie prin divizarea medicamentului în particule de surfactant sau complexarea medicamentului cu unul sau mai multe substanțe.
Articolele lui Bates și colab. (1966) despre dizolvarea griseofulvinei, Toa și colab. (1974) despre dizolvarea colesterolului în soluțiile sărate ale bilei pot fi considerate studii inițiatice despre dizolvarea medicamentelor în soluții micelare. De asemenea, în 1968 publicarea cărții „solubilizarea prin agenți activi de suprafață și implicațiile ei în chimie și științele biologice“ a marcat dezvoltarea foarte rapidă a noului domeniu (Elworthy și colab., 1968). O metodă numită „formularea dispersiei solide“ a fost de asemenea dezvoltată cu scopul de a spori rata dizolvării compușilor solubili disparați. Medicamentul este dispersat într-un „carrier” hidrofilic inert care promovează dizolvarea medicamentului prin gradul ridicat de umidificare. Dispersia cloramfenicolului în uree este unul din exemplele clasice (Chiou, 1971).
Un alt factor care influențează rata de dizolvare este suprafața expusă în solvent. Aceasta este în mod primar afectată de mărimea particulei, ceea ce înseamnă că, cu cât particulele sunt mai mici și prin urmare mai mari ca număr, cu atât este mai mare suprafața lor de expunere prin comparație cu particulele mai mari, dar mai puține ale aceleiași mase totale. Efectul este în mod special dramatic în cazul compușilor puțin solubili, cum ar fi, de exemplu, digoxinul care a demonstrat 100% creștere a biodisponibilității cănd mărimea particulelor sale a fost redusă de la 100 μm la aproximativ 10 μm (Jounela și colab., 1975). Studiile despre efectul mărimii particulelor au fost revizuite de Levy (1963). Cu toate acestea, relația dintre mărimea particulei – suprafață – rata de dizolvare nu este întotdeauna directă. Finholt (1974) a demonstrat în mod clar că dacă medicamentul este hidrofobic și mediul de dizolvare are slabe proprietăți de umidificare, reducerea mărimii particulelor poate conduce la o suprafață efectivă mai mică și o viteză de dizolvare mai înceată. Finholt (1974) a raportat că atunci când granulele conținând fenacetină în mărimi diferite ale particulelor erau pregatite folosind gelatina ca și diluent hidrofilic rata dizolvării creștea pe măsură ce mărimea particulei descreștea. În mod contrar, când particulelor simple de fenacetină li se testa dizolvarea în 0.1N HCl, rata dizolvării a crescut pe măsură ce mărimea particulei a crescut. Situația s-a schimbat prin întoarcerea la normalitate, când un agent activ de suprafață tween fost adăugat mediului de dizolvare. Comportamentul anormal a fost atribuit umidificării mai bune a particulelor mai mari în comparație cu particulele mai mici, care plutind în mediu au expus o suprafață mai mică mediului. Adăugarea agentului activ de suprafață restabilește situația normală prin îmbunătățirea umidificării particulelor. Rezultate similare au fost obținute cu fenobarbitalul și aspirina (Finholt, 1974).
În această perioadă o contribuție importantă la modelarea matematică a curbelor dizolvării a fost publicată de Langenbucher (1972). El a observat că dacă se stabilește relația cantitativă -ln(1- m) față de timp într-o reprezentare log – alog, unde m este fracțiunea acumulată a materialului dizolvat, curba arată liniar și se poate dezvolta o regresie liniară. Aceasta este echivalentă cu potrivirea unei ecuații Weibull la datele de dizolvare:
, (55)
unde t este timpul, T este întârzierea de timp, a o constantă a scării, b constanta formei.
Dizolvarea – instrument pentru dezvoltarea și evaluarea formulărilor de eliberare susținută
Prima menționare a unei medicații orale cu eliberare constantă este citată într-un patent britanic cu aproximativ 70 de ani în urmă (Lipoviski, 1934). În 1952 Smith Kline și French au introdus primul medicament cu eliberare în timp, Dexedrine (sulfat de dextroamfetamină). A fost comercializat și folosit într-o formă nouă de furnizare a medicamentelor – Spansule (Blythe și colab., 1959). De atunci, termenul susține că eliberarea este o uzanță comună pentru a descrie produsele administrate oral care modulează durata de timp a concentrației medicamentului în corp prin eliberarea medicamentului în perioade de timp extinse. Selectarea unui medicament pentru a beneficia de un design ce implică sistemul de eliberare susținută depinde de diferite criterii: un scurt timp de înjumătățire biologică (t½), index terapeutic limitat, absorbție gastrointestinală eficientă, doze zilnice mici, beneficii de piață. Theeuwes și Bayne au fost primii care în 1977 au derivat o relatie între t½, nivelul optim în sânge, Cmax – Cmin, și intervalul de dozare, T, un model pretențios cu un compartiment cu injecții intravenoase repetate la un stadiu pseudostabil (Theeuwes și Bayne, 1977).
, (56).
Cinetica eliberării medicamentelor
Începând cu a doua jumătate a anilor 1970, dezvoltarea sistemelor de furnizare a eliberării susținute s-au dezvoltat rapid. Cerința de bază a acestor sisteme este că ele eliberează medicamentul in vivo cu o viteză predictibilă. Cinetica eliberării medicamentului urmează mecanismul de eliberare operativ al sistemului, de exemplu difuziunea prin matrița inertă, difuziunea prin membrane sau gelul hidrofilic, ozmoza, schimbul de ioni, etc. De departe, difuziunea este mecanismul de eliberare principal, de vreme ce în afară de sistemele de difuzie controlată, difuziunea are loc în grade diferite atât în sistemele controlate chimic sau prin umflare.
Modele de eliberare singulare au precedat dezvoltarea de sisteme de furnizare a medicamentelor cu multi ani în urmă. De fapt, modelarea matematică a eliberării medicamentelor de la sistemele ce controlează difuziunea se bazează pe modelul Higuchi publicat în 1961 (Higuchi, 1961). El a analizat cinetica eliberării de la un unguent presupunând că medicamentul este dispersat omogen în matrița plană și mediul în care este eliberat se comportă ca o perfectă scufundare (sink) în condiții pseudostabile. Higuchi a derivat ecuația (7) pentru cantitatea cumulativă q(t) de medicamente eliberate la timpul t.
, (57)
unde q∞ este cantitatea cumulată de medicamente eliberate la timpul infinit și K este o constantă compozită cu dimensiunea timp-1/2 legată de matricea difuzională a medicamentului cât și de caracteristicile de design ale sistemului. Datorită naturii aproximative a ecuației (57), folosirea ei pentru analiza datelor de eliberare este recomandată numai pentru primele 60 procente ale curbei de eliberare (q(t)/q∞ ≤ 0.60).
În ultimii ani ai anilor 1960, Wang și colab. a publicat un articol care poate fi considerat ca și inițiatorul realizării în care două mecanisme de transport aparent independente, o difuzie Fickian și un transport de caz II, contribuie în cele mai multe cazuri la eliberarea totală a medicamentului (Wang și colab., 1969). Primul mecanism este guvernat de legea lui Fick în timp ce al doilea reflectă influența relaxării în mișcarea moleculelor în matrice (Enscore și colab., 1977). Câțiva ani mai târziu, Fu și colab. (1976) a folosit un model mecanic pentru a studia eliberarea unui medicamennt omogen distribuit într-un cilindru. În realitate, Fu și colab. a rezolvat ecuația celei de a doua legi a lui Fick presupunând geometria cilindrică constantă și nici o interacțiune între moleculele medicamentului.
În 1985, o dată care marchează faza inițială a creșterii sistemului de furnizare, Peppas (1985) a introdus o ecuație semi-empirică (așa numita lege a puterii) să descrie eliberarea de medicamente de la procedeele polimerice într-o modalitate generalizată.
, (58)
unde K1 este o constantă reflectând caracteristicile structurale și geometrice ale sistemului de furnizare exprimate în unități de timp–n și n este un exponent de eliberare a cărui valoare este legată de mecanismele de bază ale eliberării de medicamente (Ritger și Peppas, 1987). Estimari valide penru K1 și n pot fi derivate din potrivirea ecuației (58) la primele 60% ale datelor de eliberare experimentale. Literatura prezintă discuții detaliate ale presupunerilor derivărilor ecuațiilor (57) și (58) în relație cu aplicațiile valide la datele reale (Siepmann și Peppas, 2001; Macheras și Iliadis, 2006). În timp ce ecuațiile (57) și (58) se bucură de o largă aplicabilitate în analiza studiilor de eliberare a medicamentelor, ar trebui manifestată precauție în folosirea lor în relație cu elucidarea mecanismelor de eliberare (Rinaki și colab., 2003b).
De-a lungul anilor, au fost publicate în literatură o mulțime de modele de eliberare mecanică (Siepmann și Peppas, 2001; Macheras și Iliadis, 2006). Cu toate că modelele mecanice sunt mai realiste din punct de vedere fizic, complexitatea lor matematică este principalul dezavantaj al unei largi utilizări. În perioada recentă, simulările Monte Carlo urmând munca de pionierat a lui Bunde și colab. (1985) erau folosite pentru studiul eliberării medicamentelor de la spațiile Euclidiene (Siepmann și colab., 2002, 2004; Kosmidis și colab., 2003b) sau spații „fractal” (Kosmidis și colab., 2003a). Lucrarea lui Kosmidis și colab., 2003a a demonstrat că funcția Weibull (ecuația (55)) este unealta cea mai puternică pentru descrierea cineticilor de eliberare fie în spațiile euclidiene sau fractale. Bazat pe aceste descoperiri, s-a dezvoltat o metodologie (Papadopoulou și colab., 2006) pentru elucidarea mecanismelor de eliberare folosind întregul set de date și estimarea pentru exponentul b al timpului.
Considerații in vivo in vitro
Obiectivul major în crearea unei formulări de eliberare controlată orală este să se realizeze un efect mic sau nici un efect al mediului gastrointestinal asupra vitezei de eliberare a medicamentului. Acesta este un scop destul de dificil de vreme ce formularea traversează un mediu variabil: de la un pH aproape de 1 în stomac spre duoden (pH 4-5) și un pH intestinal în creștere graduală atingând regiunea alcalină în regiunea distală a tractului intestinal. În paralel aceste formulări pot fi dozate atât în prezența sau absența mâncării cât și schimbări fiziologice dramatice, de exemplu pH, bilă și secrețiile pancreatice pot influența rata eliberării medicamentelor. În general acest mediu gastrointestinal heterogen are un mai mare impact asupra dizolvării medicamentelor pentru formulările cu eliberare controlată decât cel observat cu prepratele convenționale. Bazându-se pe aceasta realizare, s-a adoptat un capitol general Eliberarea medicamentelor (724) în USP 21-NF 16 în 1985 oferind metodologia și criterile de acceptare pentru produsele cu eliberare extinsă sau produsele cu eliberare întârziată.
Dilantin®, un produs cu eliberare extinsă de la Parke Davis a fost primul care a avut o specificare de dizolvare aprobată atașată ca o condiție de aprobare de catre FDA. Shah și colab. (1983) a propus o cale de dizolvare în timp pentru a face distincția între două tipuri de formulări Dilantin®(100 și 300mg) și să asigure o bioechivalență de la lot la lot. În același timp, două formulări de gluconat de chinidină, Quinaglute Duratabs® (Innovator brand, Berlex) și un produs comercializat și neaprobat, s-a descoperit că au caracteristici de dizolvare similare în ciuda faptului că erau bio-neechivalente (Prasad și colab., 1982). Similaritatea profilelor de dizolvare a fost justificată în 0.1N HCl cât și în 0.1N HCl pentru prima oră și apoi în pH 7.4 pentru alte șapte ore. Alte studii de dizolvare (Skelly și colab., 1986) într-o largă varietate de valori pH (1.0-7.4) a demonstrat diferențe semnificative în profilele de dizolvare la valori de pH intermediare (2.6-5.8) când procentul s-a stabilit ca o funcție a pH-lui și timp într-o reprezentare 3D (caracterizarea topografică a dizolvării).
La începutul anilor 1980, câteva rapoarte în literatură (Pedersen, 1981; Lagas și Jonkman, 1983; Pedersen și Moller-Pedersen, 1984; Hendeles și colab., 1985) indicau că mâncarea induce schimbări în absorbția teofilinei dintr-un număr de formulări cu eliberare controlată care se comercializau. Aceste schimbări de absorbție erau asociate cu formulări ce afișau caracteristici de dizolvare fie dependente de pH fie independente de pH în timp ce conținutul de grăsime al mesei era considerat ca un determinant major al așa numitei „doză –dumping“. De atunci, termenul „efectul mâncării” s-a încetățenit și importanța sa este reflectată în cererea expresă în evaluarea bioechivalenței formulărilor cu eliberare controlată (FDA, 2002). La acel moment, o varietate de metodologii bazate pe teste de dizolvare folosind medii cum ar fi acidul oleic, deoxicolatul de sodiu și lapte erau folosite pentru prezicerea „efectului mâncării” în condiții in vitro (Wearley și colab., 1985; Maturu și colab., 1986; Macheras și colab., 1987, 1989).
Absorbția de medicamente este un proces complex dependent de proprietățile medicamentului cum ar fi solubilitatea și permeabilitatea, factori de formulare și variabile fiziologice incluzând printre altele diferențele de permeabilitate regionale, pH, enzime luminale și mucozale, mobilitate intestinală. În ciuda acestei complexități, variate abordări calitative și cantitative au fost propuse pentru estimarea absorbției medicamentelor (Macheras și Iliadis, 2006).
În 1985, Amidon și colab., folosind un model de pseudoechilibru, a făcut un pas important în analiza teoretică a absorbției orale a medicamentelor când solubilitatea și doza au fost luate în considerare pentru estimarea potențialului de absorbție (AP) a unui medicament, în afară de parametrii de pH ipotetici (lipofilicitate și grad de ionizare) (Dressman și colab., 1985). Patru ani mai târziu o versiune cantitativă a conceptului referitor la potențialul de absorbție a fost publicată (Macheras și Symillides, 1989) și a făcut posibilă estimarea fracțiunii dozei absorbite ca o funcție a AP. Cu toate acestea, modelul microscopic bazat pe considerațiile de echilibru ale masei și publicat în 1993 poate fi considerat o piatră de temelie în istoria absorbției orale a medicamentelor de vreme ce a evidențiat cei trei parametrii fundamentali, anume, dizolvarea, absorbția și dose numbers care controlează mărimea absorbției orale a medicamentelor (Oh și colab., 1993). De fapt, două ecuații diferențiale, exprimate în variabile fără dimensiune au fost folosite să descrie dizolvarea particulelor de medicamente și uptake-ul medicamentului dizolvat.
Această lucrare a creat pentru Amidon și colab. (1995) posibilitatea de a se dezvolta în lucrarea publicată în 1995 un Sistem de Clasificare Biofarmaceutic (BCS). În conformitate cu BCS o substanță este clasificată pe baza solubilității sale în apă și a permeabilitătii intestinale în patru clase de medicamente: solubilitate crescută/permeabilitate crescută (Clasa I), solubilitate scăzută/permeabilitate crescută (Clasa II), solubilitate crescută/permeabilitate scăzută (Clasa III), solubilitate scăzută/permeabilitate scăzută (Clasa IV). Proprietățile substanțelor din medicamente au fost combinate cu caracteristicile de dizolvare ale produsului medicamentos și au fost menționate predicțiile cu privire la corelațiile in vitro in vivo pentru fiecare clasă de medicamente. Aceste progrese au stârnit interesul evident al oamenilor de știință în ceea ce privește importanța testelor de dizolvare ca și predictori ai absorbției orale pentru Clasa II de medicamente. Într-o încercare de a stabili corelații între rezultatele testelor de dizolvare și datele referitoare la absorbția in vivo, fluide artificiale, au fost dezvoltate condiții de stimulare gastrică și intestin mic în stare de nemâncare (Dressman și colab., 1998). De asemenea, au fost propuse medii ce mimează starea de hrană în fluidul intestinal uman (Dressman și colab., 1998; Galia și colab., 1998; Kostewicz și colab., 2002; Persson și colab., 2005). În unele cazuri (Pedersen și colab., 2000; Kostewicz și colab., 2002; Persson și colab., 2005) rata de dizolvare in vitro cu o solubilitate slabă în medii simulate în stare de nemâncare nu se corelează întotdeauna cu rata de dizolvare în fluide intestinale aspirate.
Deși, toate aceste studii contribuie la o selecție a mediilor importante ce mimează mediile gastrice și intestinului mic, simularea condițiilor hidrodinamice in vivo rămâne un obstacol imposibil de depășit. Aceasta se prezintă astfel, de vreme ce studii recente bazate pe dinamica fluidului (Mc Carthy și colab., 2003, 2004; D’Arcy și colab., 2006) au dezvăluit nu numai complexitatea fluxului de fluid în utilizarea zilnică a metodelor de dizolvare cu coșulețe și palete, dar și aspectele haotice ale hidrodinamicii (D’Arcy și colab., 2006). Aceste rezultate în strânsă legătură cu complexitatea (i) fenomenelor de absorbție gastrointestinală (Macheras și Argyrakys, 1997) și (ii) condițiile in vivo heterogene (Weitschies și colab., 2005) indică că ne aflăm departe de simularea hidrodinamicii in vivo și de modelul real al unui test de dizolvare cu valoare de prognosticare.
FDA quidance (FDA, 2000) cu privire la BCS instituită în 2000 oferă beneficiu regulator pentru medicamentele înalt permeabile care sunt constituite în formulări solide cu eliberare imediată și cu dizolvare rapidă. FDA quidance clasifică o substanță ca fiind cu solubilitate crescută când puterea cele mai mari doze este solubilă în 250 ml sau mai puțin în medii apoase în intervalul de pH 1-7.5, în timp ce un produs medicamentos se definește ca dizolvându-se rapid când nu mai putin de 85% din doză se dizolvă în 30 de minute folosind aparatul USP I la 100 rpm într-un volum de 900 ml în 0.1N HCI, la fel ca și în ph 4.5 și soluții tampon cu ph 6.8. Astfel autorii pot cere bioexceptarea pentru substanțe cu permeabilitate crescută – solubilitate crescută (Clasa I) formulate în doze cu eliberare imediată care dovedesc dizolvare rapidă in vitro după cum s-a specificat mai sus.
Referirea FDA quidance în mod exclusiv la puterea celei mai mari doze pentru definirea medicamentelor înalt solubile arată că un medicament este întodeauna clasificat într-o singură clasă indiferent de performanța diferită posibilă cu referire la solubilitatea dozelor mai mici folosite în practică. Cu toate acestea, aceasta nu este în acord cu dependendența de doza (tipul non-Michaelian) al absorbției orale a medicamentelor, care a fost demonstrată în studiile timpurii (Dressman și colab., 1985; Macheras și Symillides, 1989) și recente (Boxenbaum, 1999; Sanghvi și colab., 2001; Willmann și colab., 2003, 2004; Faassen și Vromans, 2004; Rinaki și colab., 2004). Cu atât mai mult, criteriile de dizolvare ale FDA quidance au fost caracterizate drept conservative (Kaus și colab., 1999; Yu și colab., 2002) și sugestii pentru lărgirea lor au fost menționate (Polli și coab., 2004). Într-un mod similar definiția solubilității crescute a FDA quidance în BCS a fost criticată de Yazdanian și colab. (2004) ca prea strictă pentru medicamentele acide și ei, de asemenea, citează „o inerentă limitare a clasificării solubilității este aceea că ea se bazează pe determinarea echilibrului solubilității, care este static și nu ia în considerare natura dinamică a absorbției“. Remarcile lor se bazau pe faptul că unele medicamente antiinflamatoaare non-steroidiene dovedesc o absorbție extinsă în ciuda clasificării lor în Clasa II a BCS. Aceste observații experimentale au fost explicate de Rinaki și colab. (2004) utilizând simulările pentru dizolvarea in vivo a medicamentelor și permeabilitatea peretelui intestinal. Cu toate acestea, două studii (Kasim și colab., 2004; Lindenberg și colab., 2004) oferă rezultate ale clasificării provizorii a medicamentelor conținute în lista medicamentelor esențiale WHO și lista a 200 de medicamente de top din Statele Unite, Marea Britanie, Spania, Japonia și sugerează că pentru mai mult de 60% din produsele cu eliberare orală imediată ce se află astăzi pe piață, bioechivalența poate fi reglată pe baza testului de dizolvare.
Trebuie precizat că specificațiile de dizolvare ale FDA quidance nu sunt corelate cu solubilitatea medicamentelor/dose ratio care s-a demonstrat că controlează rata dizolvării medicamentelor (Rinaki și colab., 2003a). Lansky și Weiss (1999) au fost cei care au ridicat această problemă pentru prima dată în 1999 și curând după doza a fost încorporată explicit în relațiile fundamentale folosite în dizolvare (Rinaki și colab., 2003a; Dokoumetzidis și colab., 2006). Aceste progrese sunt importante pentru aspectele cantitative ale clasificării biofarmaceutice a medicamentelor (Rinaki și colab., 2003c), de asemenea, metodele de dizolvare in vivo folosite să interpreteze absorbția crescută a Clasei II de medicamente (Rinaki și colab., 2004). Importanța dizolvării medicamentelor este fie direct sau indirect asociată solubilității asumând modelul stratificat de difuziune (Dokoumetzidis și colab., 2006). Aceste descoperiri au un interes atât practic cât și teoretic de vreme ce ele indică că datele dizolvării conțin informații explicite referitoare la solubilitatea medicamentului și astfel poate să fie folosit ca indicatori singulari pentru clasificarea biofarmaceutică a medicamentelor.
CONTRIBUȚII PERSONALE
Capitolul IV. Metode de dozare a nimesulidului din apă și din medii biologice
IV.1. Validarea metodei analitice pentru determinarea nimesulidului și a metabolitului său activ, 4’-hidroxi-nimesulidul din probe biologice
IV.1.1 Materiale
A. Instrumente
Principalele echipamente necesare realizării dozării nimesulidului și metabolitului său activ 4’-hidroxi-nimesulidul, sunt prezentate în tabelul 1.
Tabel 1: Instrumentele utilizate pentru determinarea nimesulidului și a metabolitului său activ
B. Reactivi
Toți solvenții și toți reactivii folosiți au avut puritate HPLC și au provenit de la diferiți producători, enumerați în continuare. Apa de puritate HPLC, purificată printr-un sistem Millipore, a fost folosită pentru eluția cromatografică precum și pentru prepararea probelor. Substanțele utilizate pentru analiză sunt prezentate în tabelul 2.
Tabel 2: Reactivii utilizați în analiză
C. Soluții stoc
– Se dizolvă 20,0 mg de nimesulid (căntărit cu o precizie de 0,1 mg) în 100 ml metanol. Această soluție corespunde unei concentrații de 200 µg/ml de nimesulid în metanol.
– Se dizolvă 10,0 mg de metabolit 4’-OH-nimesulid (cântărit cu precizie de 0,1 mg) în
100 ml metanol. Această soluție corespunde unei concentrații de 100 µg/ml de 4’-OH-nimesulid în metanol
– Se dizolvă 10,0 mg de 4-hidroxi-2-fenoxi-metansulfonanilida (4-HFMS) (căntărită cu precizie de 0,1 mg) în 25 ml metanol. Această soluție corespunde unei concentrații de 100 µg/ml 4-HMFS în metanol.
Din această soluție se prelevă 10 ml se aduc într-un balon cotat de 100 ml și se completează la volum cu metanol. Această soluție are o concentrație de 10 µg/ml și reprezintă soluția de standard intern.
IV.1.2. Metoda
A. Metoda cromatografică
Faza staționară: Octadecil silicagel modificat chimic
Coloana: Microsorb-MV 100-5 C18 (Varian)
Precoloana: ODS Cat no. CP28186
Lungimea coloanei: 150 mm
Diametrul intern al coloanei: 4,6 mm
Temperatura coloanei: 35°C
Faza mobilă: Solvent A: tampon fosfat 0.025M, pH 7.0
Solvent B: Acetonitril
Toți solvenții au puritate HPLC
Compoziția fazei mobile: Solvent A: Solvent B= 60:40
Debit: 0.9 ml/min
Detecție: UV, = 404 4 nm
Volum de injecție: 100 µl
Tip de injecție: Automată
B. Metoda de prelucrare a probelor:
– Se prelevă din probele de plasmă 300 µl în recipiente de 10 ml;
– Se adaugă 100 µl de standard intern (soluție metanolică de 4-HFMS 10 µg/ml);
– Se adaugă 200 µl solutie tampon fosfat 0,2M pH 4.5;
– Se adaugă 2.5 ml clorura de metilen;
– Se agită circular 30 minute la 120 rpm;
– Se transferă probele într-o fiolă cu fund conic. Se lasă pentru separare 1 minut;
– Se prelevă 2,5 ml din stratul organic inferior într-un recipient de testare;
– Se evaporă în atmosferă de azot la 45°C;
– Se preia reziduul solid cu 200 µl fază mobilă;
– Se injectează 100 µl în sistemul cromatografic;
IV.1.3. Soluții standard pentru calibrare și probe de control
A. Standarde de calibrare
S-a preparat o soluție stoc diluată (SD) de nimesulid și 4’-OH-nimesulid, conținând
50 μg/ml nimesulid și 25 μg/ml 4’-OH-nimesulid, prin diluția a câte 2.5 ml din soluțiile stoc ale celor doi compuși la 10 ml, cu plasma, într-un balon cotat de capacitate corespunzătoare. Din această soluție au fost preparate, prin diluții succesive, probele standard utilizate pentru a genera curba de calibrare pentru nimesulid și metabolitul său.
B. Probe de control
Aceste probe au ca rol principal verificarea preciziei și acurateței metodei analitice, atât în cadrul validării pre-studiu, cât și în timpul desfășurării studiului analitic. În afară de parametrii mai sus menționați, în practică ele sunt utilizate și pentru studiul stabilității analiților în diverse condiții.
Probele de control se prepară având trei concentrații diferite, una mică, una medie, iar ultima mare, concentrații incluse în domeniul de linearitate definit de concentrațiile minimă și maximă ale standardelor de calibrare. Prepararea lor s-a realizat pornind de la soluția SD, preparată separat de cea folosită pentru curba de calibrare. În tabelul 3 este prezentat modul de preparare al acestor probe.
Tabel 3: Probe de control
IV.1.4. Selectivitatea metodei
Prezentare:
Selectivitatea este proprietatea metodei analitice de a diferenția analitul în prezența altor compuși din probă. Selectivitatea demonstrează capacitatea metodei cromatografice de a separa nimesulidul, 4’-OH-nimesulidul și 4-HFMS (standard intern) de componentele din matricea plasmatică.
Descriere: 6 probe blanc și o soluție standard conținând toți compușii din probă (nimesulid, 4’-OH-nimesulid și 4-HFMS) se prelucrează simultan și se injectează în sistemul cromatografic.
Criterii de acceptare: fiecare analit trebuie să nu prezinte în probele de plasmă interferențe ce ar putea impiedica cuantificarea lui.
IV.1.5. Linearitatea
Este o operație destinată măsurării capacității atât a metodei de preparare a probelor cât și a metodei cromatografice, de a produce rezultate aflate într-o relație de linearitate cu concentrațiile analiților din probele plasmatice.
Din punct de vedere practic, au fost prelucrate câte trei probe din fiecare dintre standardele de calibrare (probele de la S1 la S7 conținând cantități descrescătoare din cei doi analiți, proba zero neconținând analiți, dar având standard intern și proba blanc fiind plasma umană fără nici un adaos), și apoi injectate în sistemul cromatografic în ordinea crescătoare a cantităților de analit (deci începând cu blanc-ul și terminând cu S1).
Pentru fiecare cromatogramă rezultată se integrează picurile, se calculează aria medie a deviația standard corespunzătoare. Calculele se realizează raportând ariile picurilor corespunzătoare pentru nimesulid și pentru metabolit la ariile picurilor corespunzatoare standardului intern.
Se calculează parametrii de statistică din fiecare ecuație de regresie liniară în conformitate cu următoarele formule:
Covarianța:
Deviația standard pentru populația x
Deviația standard pentru populația y
Coeficientul de corelație
Panta de regresie liniară
Ordonată la origine a regresiei liniare
de dispersie a populației y
de dispersie a valorii B
de dispersie a valorii A
Un interval de variație A t * Sa
B interval de variație B t * Sb
Limita de identificare
Criteriul de acceptare: coeficientul de corelație pentru nimesulid și pentru metabolitul său trebuie să fie mai mare decât 0,99.
Rezultatele testării linearității metodei analitice pentru nimesulid și 4’-OH-nimesulid sunt prezentate în cele ce urmează (tabelele 4,5,6,7 și figurile 5,6):
Tabel 4: Calibrare nimesulid
Figura 5. Curba de calibrare pentru nimesulid
Tabel 5: Parametrii calibrării nimesulidului
Tabel 6: Calibrare 4’-OH-nimesulid
Tabel 7: Parametrii calibrării pentru 4’-OH-nimesulid
Figura 6. Curba de calibrare pentru 4’-OH-nimesulid
IV.1.6. Evaluarea acurateții și preciziei metodei analitice:
Prezentare: acuratețea metodei analitice descrie apropierea de media rezultatelor test obținute de metodă, față de valoarea reală (concentrația) a analitului.
Precizia metodei analitice descrie apropierea măsurătorilor individuale ale analitului când procedura este aplicată repetat la multiple analize ale mai multor probe omogene de matrice biologice.
Acuratetea și precizia se determină atât intra-secvență (când probele se analizează în cadrul aceleiași secvențe analitice), inter-secvența (probele sunt analizate pe parcursul unor secvențe de lucru diferite).
Criterii de acceptare:
Valoarea medie a acurateței trebuie să fie în intervalul ± 15% față de valoarea reală, exceptând limita de cuantificare (LLOQ) unde poate să varieze cu până la 20%.
Precizia determinată la fiecare nivel de concentrație, coeficientul de variație netrebuind să depășească 15%, exceptând LLOQ limita este de 20%.
Descriere și rezultate:
Pentru testarea acurateții și preciziei metodei analitice s-au utilizat probele de control (QC1, QC2 si QC3). Pentru evaluarea acurateții și preciziei intra-secvența se realizează analiza succesivă a câte cinci probe pentru fiecare dintre cele trei niveluri de concentrație. În cazul testelor inter-secvența, câte un set de probe de control (QC3,QC2 și QC1) este analizat în decursul a cinci secvențe de lucru diferite (o secvență reprezentând o perioadă de timp în care nu se modifică nici un parametru al analizei cromatografice, iar sistemul funcționează fără întrerupere).
Acuratețea se evaluează după formula:
Acuratete % = Cexp/Cth x 100 unde:
Cexp reprezintă concentrația experimentală, obținută în urma interpolării curba de calibrare;
Cth reprezintă concentrația reală de analit în proba de control.
Precizia metodei se exprimă prin intermediul coeficientului de variație, CV, definit ca raportul între deviația standard și valoarea medie a concentrației.
Rezultatele evaluării acurateții și preciziei sunt prezentate în tabelele 8, 9, 10 și 11:
Tabel 8: Evaluarea preciziei și acurateții intra-secvență pentru nimesulid
Tabel 9: Evaluarea preciziei și acurateții intra-secvență pentru 4’-OH-nimesulid
Tabel 10: Evaluarea preciziei și acurateții inter-secvență pentru nimesulid
Tabel 11: Evaluarea preciziei și acurateții inter-secvență pentru 4’-OH-nimesulid
IV.1.7. Randamentul de extracție:
Pentru testarea acurateții și preciziei metodei analitice s-au utilizat probele de control (QC1, QC2 si QC3) și un set de probe standard de concentrații egale celor din probele de control, cu deosebirea că prepararea lor s-a facut prin diluție cu faza mobilă în loc de plasmă. Probele de control au fost extrase conform metodei prezentate anterior, în timp ce diluțiilor în faza mobilă li s-a adăugat doar standard intern, fiind apoi injectate direct în sistemul cromatografic.
Dupa analiza ambelor tipuri de probe (extrase și neextrase), s-a realizat compararea răspunsului detectorului pentru probele de aceeași concentrație, evaluarea randamentului de extracție s-a realizat prin raportarea ariei picului din proba extrasă la aria picului din proba neextrasă de concentrație egală, și aplicând un factor de corecție de 1.2, corespunzător concentrației probei prin extracție. Gradul de recuperare pentru fiecare dintre compușii determinați este prezentat în tabelele 12, 13, 14:
Tabel 12: Gradul de recuperare din plasmă al nimesulidului:
Tabel 13: Gradul de recuperare din plasmă al 4’-OH-nimesulidului:
Tabel 14: Gradul de recuperare din plasmă al 4-HFMS (standardul intern):
IV.1.8. Stabilitatea:
Stabilitatea soluției stoc:
Stabilitatea soluției stoc de analit și de standard intern trebuie evaluată la temperatura ambiantă pentru cel puțin 24 ore. Dacă soluțiile stoc sunt păstrate la frigider pentru o perioadă determinată, stabilitatea trebuie documentată.
După trecerea timpului determinat de stocare, stabilitatea trebuie testată comparând răspunsul instrumentului cu răspunsul instrumentului pentru soluțiile proaspete.
Stabilitatea soluțior stoc de analiți și standard intern a fost testată după 24 de ore de menținere la temperatura ambiantă, dar și după menținerea timp de 1 săptămână în frigider. Rezultatele testelor (tabelele 15, 16 și 17) au demonstrat stabilitatea tuturor produșilor pe întreaga perioadă testată.
Tabel 15: Stabilitatea soluției stoc de nimesulid
Tabel 16: Stabilitatea soluției stoc de 4’-OH-nimesulid
Tabel 17: Stabilitatea soluției stoc de 4-HFMS
Stabilitatea post-preparativă:
Pentru testarea stabilității probelor procesate au fost utilizate patru seturi de probe de control. Acestea au fost prelucrate și analizate la momente diferite: primul set a fost analizat imediat după preparare, cel de-al doilea după 3 ore, cel de-al treilea după 6, iar cel de-al patrulea după 24 ore. Rezultatele testului (tabelele 18 și 19) au demonstrat că probele procesate sunt stabile cel puțin 24 ore.
Tabel 18: Stabilitatea nimesulidului în probele procesate
Tabel 19: Stabilitatea 4’-OH-nimesulidului în probele procesate
Stabilitatea la cicluri de îngheț-dezgheț:
Stabilitatea nimesulidului și a metabolitului său a fost studiată după trei cicluri de îngheț-dezgheț. Pentru aceasta s-au utilizat probe la două nivele de concentrații, mic și mare (respectiv
s-au folosit QC3 și QC1). Au fost efectuate inițial câte trei analize pentru fiecare nivel de concentrații (probe proaspete), apoi probele au fost supuse la trei cicluri de îngheț-dezgheț. După cel de-al treilea, au fost efectuate încă trei analize pentru fiecare nivel de concentrație luat în lucru. Prin compararea rezultatelor s-a demonstrat că atât nimesulidul cât și 4’-OH-nimesulid sunt stabile la înghețări și dezghețări repetate (tabelele 20 și 21).
Tabel 20: Stabilitatea nimesulidului la trei cicluri de îngheț-dezgheț
Tabel 21: Stabilitatea 4’-OH-nimesulid la trei cicluri de îngheț-dezgheț
Stabilitatea pe termen scurt:
Testul se referă la testarea stabilității în timp a probelor neprocesate. Pentru realizarea sa au fost utilizate probele de control (QC1, QC2 și QC3). Un prim set de probe a fost procesat imediat după preparare, apoi probele neprocesate au fost menținute la temperatura camerei. După 1, 6 și respectiv 24 ore, un al doilea, al treilea și al patrulea set de probe au fost procesate și analizate. Testul a demonstrat stabilitatea nimesulidului și a metabolitului său cel puțin 24 ore în probe menținute la temperatura camerei. Rezultatele analizei sunt prezentate în tabelele 22 și 23.
Tabel 22: Stabilitatea nimesulidului în probele neprocesate
Tabel 23: Stabilitatea 4’-OH-nimesulidului în probe neprocesate
Stabilitatea pe termen lung:
Aceasta a fost evaluată prin păstrarea de probe de control în aceleași condiții cu probele reale, și analiza lor cu trei ocazii diferite pe parcursul studiului (la început, la mijloc și la sfârșit), și după 6 luni de păstrare la -20°C. Rezultatele (tabelele 24 și 25) au demonstrat stabilitatea analiților pe toată perioada studiului.
Tabel 24: Stabilitatea pe termen lung a nimesulidului
Tabel 25: Stabilitatea pe termen lung a 4’-OH-nimesulidului
Capitolul V. Metode de dozare a ketoconazolului din apă și din medii biologice
V.1. Descrierea proprietăților fizico-chimice ale ketoconazolului
Denumirea chimică: cis 1-acetil-44-(2,4-diclorofenil)-2(1H imidazol-1-metil) 1,3 dioxolan-4-il metoxi fenil piperazina (Clarke, 2003).
Denumiri comerciale: Nizoral, Fungarest, Fungoral, Ketoderm, Orifungal M, Panfungol, Sebizole, Terzolin.
Formula chimică: C26H28Cl2N4O4531.4
Solubilitate: practic insolubil în apă, solubil 1:54 în etanol, 1:9 în metanol.
Coeficient de partiție: 1.5 (Poelma și colab., 1991) (în octanol/apă), 3.73 (Walter și Kurz, 1988) (în octanol/tampon fosfat pH=7,4).
Solubilitatea ketoconazolului și activitatea antimicotică sunt dependente de procentajul protonării grupului piperazinic. Acestea scad drastic până când pH-ul mediu este mai mare decât pH-ul izoelectric al grupării piperazinice, acest lucru justificând importanța pH-ului gastric. O mare varietate de propietăți fizico-chimice ale ketoconazolului au fost studiate, pornind de la schimbările de polimorfism cauzate de procesele de fuziune sau de recristalizare în solvenții comuni folosiți în industria farmaceutică. Schimbările proprietăților fizico-chimice au fost măsurate prin calorimetria dinamică diferențială (DSC), infraroșu (IR), raze X, cromatografie de înaltă performanță (HPLC). Studiile DSC au arătat diferențe între vârfurile de temperatură și punctele de topire ale diferitelor mostre de ketoconazol recristalizat în diferite sisteme de solvenți. Cele mai mari variații corespund cristalelor formate în alcool etilic (137.3C). În concordanță cu studiile anterioare schimbarea cu mai mult de două grade a vârfului de temperatură sunt asociate de obicei cu noi forme de cristalizare sau cu schimbări extreme în păstrarea aceleiași forme cristaline. Este bine cunoscut în literatura farmaceutică că rata evaporării în solvent poate afecta modul de cristalizare. Până acum totuși inechivalenții posibili în produs nu au fost studiați pe deplin. Aceata ar fi putut fi parțial cauzată de posibila diferență a formei de cristalizare a ketoconazolului și poate avea efect asupra proprietăților sale fizico-chimice și a bioechivalenței. Spre deosebire de substanțele anorganice, multe molecule organice există în mai mult de o formă cristalină, importanța biofarmaceutică și tehnologică a acestui fapt depinde de tipul de cristal format, de principiul activ, pentru că el determină proprietățile sale fizice. Polimorfismul poate rezulta din condițiile diferite folosite în prepararea formelor farmaceutice ducând la recristalizarea accidentală după fuziune sau disoluție.
V.2. Determinarea din lichide biologice
Se realizează în cele mai multe cazuri folosind metodele lichid cromatografice. Se utilizează fie detecția UV, fie detecția fluorescentă.
Metodele de prelucrare a probelor sunt și ele variate: se utilizează fie metodele utilizând extracția lichid-lichid în solvenți organici (hexan: alcool izoamilic) (Moltke și colab., 1996) sau cele folosind precipitarea proteinelor (utilizând sulfat de cupru și acetonitril) (Khantri și colab., 2001).
Spectrul UV
Spectrul IR
Biodisponibilitatea:
– ketoconazolul este incomplet absorbit după o administrare orală și extrem metabolizat la metaboliți inactivi;
– aproape 13% din doză este excretată în urină în 4 zile și 57% este eliminată în fecale în aceeași perioadă.
Concentrația terapeutică
După doze de 200 și 400 mg administrate la 6 pacienți, media picului concentrației serului este de 3.6 și 6.5 mg/L care se atinge în 2 și 3 ore (Daneshmend și Warnock, 1983).
Distribuția în sânge. Raportul plasma: sânge total este de 1.6 (Daneshmend și colab., 1981).
Legarea de proteinele plasmatice: în plasmă circulă legat în procent de 99% de proteinele plasmatice.
V.2.1. Materiale
A. Coloana HPLC: Separările au fost efectuate folosind o coloană cu fază inversă: Kromasil 100-5C18, (Akzo Nobel), dimensiunea particulelor 5 µm; octadecil silicagel modificat chimic ca fază stationară, dimensiunea particulelor 5 µm; dimensiunea porilor 100 Ǻ;
Seria Nr. E23784 (K16).
B. Substanțele necesare:
Ketoconazol (Farmacopeea Europeană, Lot: 1)
Glibenclamid (Mikromol, Lot 08.0003.01)
V.2.2. Metoda
Metoda cromatografică – parametrii de funcționare:
Faza staționară: Octadecil silicagel modificat chimic; dimensiunea particulelor 5 µm; dimensiunea porilor 100 Ǻ
Coloana: Kromasil 100-5C18 (Akzo Nobel)
Serial No. E23784
Lungimea coloanei: 150 mm
Diametrul intern al coloanei: 4,6 mm
Temperatura coloanei: 50°C
Faza mobilă: Solvent A: soluție tampon, pH 5.7
Solvent B: acetonitril: metanol 9:1
Toți solvenții au puritate HPLC
Debit: 1.2 ml/min
Detecție: Fluorescență, ex = 235 nm; em = 354 nm
Volum de injecție: 100 µl
Tip de injecție: automată
V.2.3. Probe de control și prelucrarea probelor
A. Probe de control:
Aceste probe au ca rol principal verificarea preciziei și acurateței metodei analitice, atât în cadrul validării pre-studiu, cât și în timpul desfășurării studiului analitic. În afară de parametrii mai sus menționați, în practică ele sunt utilizate și pentru studiul stabilității analiților în diverse condiții.
Probele de control se prepară având trei concentrații diferite, una mică, una medie, iar ultima mare, concentrații incluse în domeniul de linearitate definit de concentrațiile minimă și maximă ale standardelor de calibrare. Prepararea lor s-a realizat pornind de la soluția SD, preparată separat de cea folosită pentru curba de calibrare. În tabelul 26 este prezentat modul de preparare al acestor probe.
Tabel 26: Probe de control
B. Metoda de prelucrare a probelor:
– Se prelevă din probele de plasmă 500 µl în recipiente de 10ml;
– Se adaugă 50 µl de standard intern (25 µg/ml soluție metanolică de glibenclamid);
– Se adaugă 550 µl agent de deproteinizare;
– Se agită la vortex 1 minut pentru omogenizare;
– Se centrifughează 10 minute la 4000 rpm;
– Se prelevă 500 µl din soluția supernatant;
– Se injectează o parte alicotă de 100 µl în sistemul cromatografic.
V.2.4. Selectivitatea metodei
Selectivitatea este proprietatea metodei analitice de a diferenția analitul în prezența altor compuși din probă. Selectivitatea demostrează capacitatea metodei cromatografice de a separa ketoconazolul și glibenclamidul (standard intern) de componentele din matricea plasmatică.
Descriere:
6 probe blanc de plasmă umană de diferite origini;
Se prepară probele ca mai sus;
Se injectează proba de plasmă blanc în coloană folosind parametrii operaționali cromatografici descriși mai sus;
Se injectează o probă apoasă de lucru conținând ketoconazol (9.0 µg/ml concentrație nominală a analitului) și glibenclamid (1.0 μg/ml concentrație nominală);
Înregistrarea cromatogramelor. Suprapunerea cromatogramelor obținute după injectarea probei apoase de lucru cu fiecare din cromatogramele care rezultată din probele blanc;
Se observă dacă există vreun pic în cromatogramele probei martor suprapus cu picurile obținute pentru ketoconazol sau glibenclamid.
Criterii de acceptare:
Nici un pic din cromatogramele obținute din probele de plasmă blanc nu ar trebui să interfereze cu picurile ketoconazolului sau glibenclamidului.
Concluzii: Metoda cromatografică este selectivă față de separarea de ketoconazol și glibenclamid a componentelor matricei reziduale.
V.2.5. Linearitatea
Este o operație destinată măsurării capacității atât a metodei de preparare a probelor cât și a metodei cromatografice, de a produce rezultate aflate într-o relație de linearitate cu concentrațiile analiților din probele plasmatice.
Criteriul de acceptare:
Coeficienții de corelație calculați pentru cele două dependențe funcționale ar trebui să fie mai mari de 0.99.
O abatere de maxim 20% din concentrația nominală pentru limita de cuantificare (LLOQ). O deviere de maxim 15% din concentrația nominală de probe standard, altele decât LLOQ, pentru cel puțin 2/3 din probele de calibrare.
Rezultate: curba de calibrare și parametrii statistici sunt prezentate în figura 7 și tabelul 27:
Figura 7. Curba de calibrare pentru ketoconazol
Tabel 27: Parametrii calibrării ketoconazolului
V.2.6. Evaluarea LLOQ
Cel mai mic standard pe curba de etalonare trebuie să fie acceptat ca limită de cuantificare, dacă sunt îndeplinite următoarele condiții:
răspunsul analitului la LLOQ ar trebui să fie de cel puțin 5 ori mai mare față de răspunsul probei martor;
picul analitului (răspuns) ar trebui să fie ușor de identificat, discret, și reproductibile cu o precizie de 20% și acuratețe de 80-120%.
Descriere:
Se iau șase eșantioane LLOQ, se pregătesc așa cum este descris în subcapitolul V.1.3.B (concentrația plasmatică a ketoconazolului 0.1 μg/ml), și se analizează;
În cromatogramele rezultate se integrează picul aparținând ketoconazolului;
Se compară fiecare arie a picului cu analitul care ar putea fi găsit în probele martor ale curbelor de calibrare cu valoarea medie a ariei picului LLOQ în conformitate cu următoarea formulă:
Aria picului asemănătoare analitului în probe martor x 100
Aria medie a picului analitului în LLOQ
Se calculează precizia medie a ariilor picurilor ketoconazolului LLOQ (CV% = raportul dintre deviația standard a datelor și media acelorași date);
Se calculează media acurateței concentrațiilor de ketoconazol calculate, estimate pe curbele de calibrare ce se desfășoară împreună, în conformitate cu următoarea formulă:
Media concentrațiilor picului măsurat x 100
Concentrație
Tabel 28: Evaluarea acurateței și preciziei medie
Cth reprezintă concentrația reală de analit în proba de control;
ND* nedisponibil (pic nedetectabil în proba blanc).
Concluzie: Media preciziei și acurateței ale concentrațiilor de ketoconazol LLOQ se încadrează în limitele cerute.
V.2.7. Evaluarea acurateții și preciziei metodei analitice:
Acuratețea metodei analitice descrie apropierea de media rezultatelor test obținute de metodă, față de valoarea reală (concentrația) a analitului. Acuratețea se determină prin analize repetate ale probelor conținând cantități cunoscute de analit. Acuratețea se măsoară prin intermediul a cinci determinări per concentrație.
Criterii de acceptare:
Valoarea medie a acurateței trebuie să fie în intervalul ± 15% față de valoarea reală, exceptând limita de cuantificare (LLOQ) unde poate să varieze cu până la 20%. Abaterea mediei de la valoarea reală servește ca măsură a acurateței.
Evaluarea acurateței within-run:
Descriere și rezultate:
a. Se face proba nr.1 de control din ketoconazol având concentrația de 9.0 µg/ml, prin diluarea a 0.9 ml din soluția stoc de ketoconazol diluată la 10 ml cu plasmă blanc, într-un balon cotat corespunzător;
b. Se face proba nr.2 de control din ketoconazol având concentrația de 3.0 µg/ml, prin diluarea a 0.3 ml din soluția stoc de ketoconazol diluată la 10 ml cu plasmă blanc, într-un balon cotat corespunzător;
c. Se face proba nr.3 de control din ketoconazol având concentrația de 0.75 µg/ml, prin diluarea a 2.5 ml din proba de control nr. 2 la 10 ml cu plasmă blanc, într-un balon cotat corespunzător;
d. Din fiecare proba de plasmă injectată se iau cinci alicote de 500 µl;
e. Pe aceste porțiuni, se aplică metoda de preparare a eșantioanelor descrise în subcapitolul V.1.3.B;
f. Pe probele care rezultă se aplică metoda cromatografică descrisă în subcapitolul V.1.2.;
g. Se injectează probele în ordinea inversă a concentrațiilor lor;
h. Din cromatogramele rezultate după injectarea de probe se integrează picurile aparținând ketoconazolului și glibenclamidului. Se calculează concentrația de analit în fiecare probă. Calculele trebuie să fie întotdeauna efectuate pe aria picului analitului indicând valorile ariilor picurilor standardului intern.
i. Se face calculul acurateței pentru fiecare analit la fiecare concentrație, folosind formula:
Acuratete % = Cexp/Cth x 100 unde:
Cexp se calculează în funcție de regresii liniare determinate de mai sus;
Cth reprezintă concentrația reală de analit în proba de control.
Pentru ketoconazol:
Conc.(μg/ml) = (Aria medie a picului +0.0039)/ 0.1830
j. Se calculează acuratețea medie pentru cromatogramele rezultate după injectarea de probe care aparțin de aceeași concentrație a analiților.
Concluzii:
Acuratețea within-day a metodei cromatografice cu privire la ketoconazol îndeplinește cerințele în conformitate cu criteriile de acceptare.
Evaluarea acurateței between-run
a. În timpul etapelor experimentale diferite (în mod normal, o zi distanță), se repetă operațiunile efectuate de mai sus (f-h).
b. Se face calculul acurateței pentru fiecare analit la fiecare concentrație, folosind formula:
Acuratete % = Cexp/Cth x 100 unde:
Cexp calculat în conformitate cu regresii liniare stabilite în aceeași sesiune analitică;
Cth reprezintă concentrația pentru fiecare analit în probele de control.
c. Se calculează acuratețea medie pentru cromatogramele rezultate după injectarea de probe care aparțin aceleiași concentrații a analiților.
Concluzii Acuratețea between-day a metodei cromatografice cu privire la ketoconazol îndeplinește cerințele în conformitate cu criteriile de acceptare.
Evaluarea preciziei metodei analitice
Precizia metodei analitice descrie apropierea măsurătorilor individuale ale analitului când procedura este aplicată repetat la multiple analize ale mai multor probe omogene de matrice biologice. Precizia se măsoară prin intermediul a cinci determinări per concentrare de la trei concentrații în intervalul de concentrații.
Precizia este subîmpărțită în termen within-run, precizie intra-secvență și repetabilitate, care evaluează precizia în cadrul aceleiași secvențe analitice, și between-run, precizie
inter-secvență sau de repetabilitate, în care probele sunt analizate pe parcursul unor secvențe de lucru diferite.
Criterii de acceptare:
Precizia determinată la fiecare nivel de concentrație, coeficientul de variație netrebuind să depășească 15% din coeficientului de variație, CV, exceptând LLOQ unde limita este de 20% din CV.
Precizia within-day a metodei cromatografice cu privire la ketoconazol a îndeplinit cerințele în conformitate cu criteriile de acceptare.
Evaluarea preciziei between-run a metodei cromatografice cu privire la ketoconazol a îndeplinit cerințele în conformitate cu criteriile de acceptare.
Tabel 29: Evaluarea preciziei și acurateții intra-secvență
Tabel 30: Evaluarea preciziei și acurateții inter-secvență
V.2.8. Recuperarea din plasmă
Această procedură este desemnată pentru a estima recuperarea ketoconazolului și glibenclamidului din matricea plasmatică.
Descriere:
1. probele de plasmă:
a. Se face o soluție stoc de ketoconazol având concentrație de 100 μg/ml, prin dizolvarea a 10,0 mg de ketoconazol (cântărit cu precizie de 0,1 mg) la 100 ml cu metanol, într-un balon cotat corespunzător;
b. Se face proba nr.1 de control din ketoconazol având concentrația de 9.0 µg/ml, prin diluarea a 0.9 ml din soluția stoc de ketoconazol diluată la 10 ml cu plasmă blanc, într-un balon cotat corespunzător;
c. Se face proba nr.2 de control din ketoconazol având concentrația de 3.0 µg/ml, prin diluarea a 0.3 ml din soluția stoc de ketoconazol diluată la 10 ml cu plasmă blanc, într-un balon cotat corespunzător;
d. Se face proba nr.3 de control din ketoconazol având concentrația de 0.75 µg/ml, prin diluarea a 2.5 ml din proba de control nr.2 la 10 ml cu plasmă blanc, într-un balon cotat corespunzător;
e. Din fiecare proba de plasmă se iau cinci alicote de 500 µl;
f. Pe aceste porțiuni, se aplică metoda de preparare a eșantioanelor descrise în subcapitolul V.I.3.B;
g. Pe probele care rezultă se aplică metoda cromatografică descrisă în subcapitolul V.I.2.;
h. Se injectează probele în ordinea inversă a concentrațiilor lor;
i. Din cromatogramele rezultate după injectarea de probe se integrează picurile aparținând ketoconazolului și glibenclamidului și se calculează aria medie pentru fiecare analit.
2. Probele neextrase:
a. Se face o soluție stoc de ketoconazol având concentrație de 100 μg/ml, prin dizolvarea a 10,0 mg de ketoconazol (cântărit cu precizie de 0,1 mg) la 100 ml cu metanol, într-un balon cotat corespunzător.
– Se fac probe de lucru ale ketoconazolului cu precizarea că diluția la 10 ml se face cu faza mobilă:
– Din fiecare proba de plasmă se iau cinci alicote de 500 µl;
– Pe aceste porțiuni, se aplică metoda de preparare a eșantioanelor descrisă în subcapitolul V.1.3.B;
– În cromatogramele rezultate integrăm picurile aparținând ketoconazolului și glibenclamidului;
– Se calculează recuperările probelor din plasmă, prin compararea ariilor medii pentru analiți în probele de plasmă de control cu ariile corespunzătoare probelor apoase de lucru.
Rezultatele acestor experimente sunt date în tabelele 31 și 32:
Tabel 31: Gradul de recuperare din plasmă al ketoconazolului:
Tabel 32: Gradul de recuperare din plasmă al glibenclamidului:
Concluzii:
matricea plasmatică influențează modul de legare de proteine a ketoconazolului și glibenclamidului. Valorile medii de recuperare sunt în jur de 109% atât pentru analit cât și pentru standardul intern. Această valoare este satisfăcătoare pentru a permite determinarea concentrațiilor plasmatice de nivel inferior ale analitului.
V.2.9. Stabilitatea
Stabilitatea soluției stoc:
Stabilitatea soluției stoc de analit și de standard intern trebuie evaluată pentru întreaga perioadă de depozitare în frigider. După trecerea timpului determinat de stocare, stabilitatea trebuie testată comparând răspunsul instrumentului cu răspunsul instrumentului pentru soluțiile proaspăt preparate.
Ketoconazol:
– Se face o soluție stoc de ketoconazol având concentrație de 100 μg/ml, prin dizolvarea a 10,0 mg de ketoconazol (cântărit cu precizie de 0,1 mg) la 100 ml cu metanol, într-un balon cotat corespunzător;
– Se face o soluție stoc de glibenclamid având concentrație de 100 μg/ml, prin dizolvarea a 10,0 mg de glibenclamid (cântărit cu precizie de 0,1 mg) la 100 ml cu metanol, într-un balon cotat corespunzător;
– Se face o soluție stoc de glibenclamid având concentrație de 25 μg/ml, prin dizolvarea a
25 mg de soluție stoc glibenclamid la 100 ml cu metanol, într-un balon cotat corespunzător.
Se fac probe de lucru ale ketoconazolului:
a. Se face o probă de lucru din ketoconazol având concentrația de 9.0 µg/ml, prin diluarea a 0.9 ml din soluția stoc diluată la 10 ml cu metanol, într-un balon cotat corespunzător;
b. Din fiecare proba de lucru se iau cinci alicote de 500 µl;
c. Pe prima porțiune se aplică metoda de preparare a probelor descrise în subcapitolul V.I.3.B și se injecteză în sistemul cromatografic;
d. Se păstrează alicotele rămase în frigider;
e. Se prepară și injecteză a doua porțiune după 2 zile, a treia după 15 și a patra după 17 zile:
f. Se compară aria picului dintre soluția proaspăt preparată și cea obținută după analiza aceleași soluții la 2, 15 și 17 zile.
Tabel 33: Stabilitatea soluției stoc de ketoconazol
Tabel 34: Stabilitatea soluției stoc de glibenclamid
Stabilitatea post-preparativă:
Stabilitatea probelor prelucrate, inclusiv timpul de ședere în autosampler, ar trebui să fie determinată. Stabilitatea medicamentelor ar trebui să fie evaluată în perioada de funcționare anticipată pentru mărimea setului în probe de validare prin determinarea concentrațiilor pe bază de standarde de calibrare originale.
Tabel 35: Stabilitatea ketoconazolului în probele procesate
Concluzie: ketoconazol: probele de plasmă prelucrate sunt stabile timp de cel puțin 48 de ore la temperatura camerei.
Stabilitatea la cicluri de îngheț-dezgheț:
Stabilitatea analitului ar trebui să fie stabilită după cicluri îngheț-dezgheț.
Cel puțin trei porțiuni, la fiecare dintre concentrațile mici și mari trebuie să fie depozitate la temperatura recomandată pentru cel puțin 12 ore și dezghetate la temperatura camerei. Atunci când sunt complet decongelate, probele trebuie să fie recongelate în aceleași condiții. Ciclul îngheț-dezgheț ar trebui să fie repetat de două ori, apoi analizate pe al treilea ciclu.
Tabelul 36: Stabilitatea ketoconazolului la trei cicluri de îngheț-dezgheț
Concluzie: analitul este stabil după trei cicluri îngheț-dezgheț.
Stabilitatea la temperatură pe termen scurt:
Trei porțiuni de plasmă ar trebui să fie dezghețate la temperatura camerei și se păstrează la această temperatură 1- 24 ore (probele vor fi păstrate la temperatura camerei pe parcursul studiului) și analizate.
Tabel 37: Stabilitatea ketoconazolului în probe neprocesate
Concluzie: Alicotele plasmatice neprelucrate ale ketoconazolului sunt stabile timp de cel puțin 24 de ore la temperatura camerei.
Stabilitatea pe termen lung:
Timpul de păstrare într-o evaluare a stabilității pe termen lung ar trebui să depășească perioada de timp dintre data primei colecții și data ultimei analize. stabilitatea pe termen lung ar trebui determinată prin stocarea alicotelor în aceleași condiții ca probele de studiu. Concentrațiile tuturor probelor de stabilitate ar trebui să fie în comparație cu media valorilor calculate pentru standardele la concentrațiile corespunzătoare din prima zi de teste de stabilitate pe termen lung.
Tabel 38: Stabilitatea pe termen lung a ketoconazolului
Concluzie: stabilitatea probelor plasmatice de ketoconazol depășește perioada de timp dintre data primei colecții și data de ultimei analize.
Capitolul VI. Studiul cineticii de eliberare din formele farmaceutice solide pentru substanțele greu solubile în prezența substanțelor tensioactive
VI.1. Studii privind nimesulidul. Influența concentrației de agent activ de suprafață
VI.1.1. Studiul cedării substanței active nimesulid din forme farmaceutice solide în soluții de tween 80
Material și metodă
Profilele de dizolvare au fost studiate cu ajutorul aparatului USP 2, în 900 ml mediu de dizolvare: tampon fosfat USP de pH 7.4 cu 2.5%, 1%, 0.5%, 0.1%, 0.05% și 0.01% tween 80, tampon acetat USP de pH 4.5. Ratele de amestecare au fost 100 rpm, cu o temperatură constantă a băii de 37 ± 0.5°C. Au fost prelevați 4 ml de probă la 5, 10, 15, 20, 30, 45 și 60 de minute și înlocuiți cu 4 ml de mediu de dizolvare proaspăt. Metoda analitică de testat a fost spectrofotometrică, determinările fiind efectuate la 274 nm. Curba de calibrare (4 standarde) este făcută în tampon fosfat pH=7.4 cu 2.5% tween 80. În celelalte medii nimesulidul nu s-a dizolvat.
Toate citirile s-au efectuat cu aceeași dreaptă de calibrare. Pentru fiecare dizolvare s-au preparat câte trei litri tampon cu procentul respectiv de tween, după care s-au introdus câte
900 ml în fiecare vas; restul de soluție de 300 ml s-a folosit pentru blanc și standarde.
VI.1.1.1. Cedarea nimesulidului în soluție de tween 2.5%
Figura 8. Profilul cedării nimesulidului în 2.5 % tween 80
Cedarea a fost foarte rapidă, fără să apară un „time-lag”. Totuși cedarea nu a fost completă, la 60 de minute cantitatea eliberată apărând ca fiind sub 92%. Valoarea nu pare însă a fi o valoare de saturație, o cedare și mai completă fiind posibilă după intervalul de o oră.
VI.1.1.2. Cedarea nimesulidului în soluție de tween 1%
Figura 9. Profilul cedării nimesulidului în 1 % tween 80
Cedarea este practic instantanee și concentrația rămâne constantă în intervalul 10 – 60 minute neexistând nici un indiciu că ar mai putea crește ulterior. Aparent cedarea este limitată de solubilitate, care apare a fi, în soluția de 1% tween, doar de 78 – 79%.
VI.1.1.3. Cedarea nimesulidului în soluții de tween 0.5%
Figura 10. Profilul cedării nimesulidului în 0.5 % tween 80
Cedarea este imediată. Se pare că valoarea de 77% este o valoare de saturație. Ea apare a fi doar cu foarte puțin mai mică decât valoarea de saturație în soluție de tween 1%.
VI.1.1.4. Cedarea nimesulidului în soluție de tween 0.10%
Figura 11. Profilul cedării nimesulidului în 0.10 % tween 80
Cedarea este imediată. Valoarea inițială de 52% reprezintă mai degrabă o eroare la determinarea numărul 1 din vasul 2. Valoarea de 49% apare ca o valoare de saturație.
VI.1.1.5. Cedarea nimesulidului în soluție de tween 0.05%
Figura 12. Profilul cedării nimesulidului în 0.05 % tween 80
Cedarea este imediată. Saltul de la 15 la 20 minute este mai puțin explicabil. Valoarea de saturație apare a fi 57%.
VI.1.1.6. Cedarea nimesulidului în soluție de tween 0.01%
Figura 13. Profilul cedării nimesulidului în 0.01 % tween 80
Alura curbei este aceea de curbă de saturație, probabil valoarea de 51 – 52%.
VI.1.1.7. Compararea profilelor de dizolvare ale nimesulidului
Reprezentarea tuturor curbelor de dizolvare (figura 14) confirmă caracterul de „curbe de saturație” pentru practic toate concentrațiile mai puțin cea de 2.5%. În aceste condiții studiul apare ca o estimare a dependenței „solubilității” nimesulidului în funcție de concentrația de tween (Purcaru și colab., 2010).
Figura 14. Profilurile cedării nimesulidului în diferite concentrații de tween 80
Reprezentarea „solubilităților” în funcție de concentrația de tween (figura 15) revelează o comportare cel puțin ciudată. Solubilitatea apare că scade de la concentrația de 0.05% la cea de 0.1% și apoi crește cu creșterea concentrației de tween. Ar putea fi cazul unor erori analitice. Curbele de etalonare au fost în fapt drepte cu un coeficient de corelație foarte bun în toate cazurile. La concentrații mici de tween însă, soluțiile erau de fapt opalescente și ar putea fi vorba de o estimare deplasată („bias”) a întregului set de date.
Figura 15. Reprezentarea cedării nimesulidului în funcție de concentrația de tween
Pe de altă parte, în intervalul de concentrații de tween folosit e posibil să fie inclusă și concentrația micelară critică (cmc) a acestuia. Nu putem ști care este valoarea cmc în tampon fosfat și în prezență de nimesulid.
În folclorul de firme, unde totul este foarte clar și chiar perfect (www.sigmaaldrich.com) CMC este 0.012 mM. Măsurarea efectivă, experimentală și sistematică a arătat că valoarea depinde de concentrația electroliților prezenți în soluție (Malik și Jhamb, 1970) scăzând de la 0.005% (w/v) la 0.003% la o concentrație mai mare de KCl. 0.005% w/v. (sau ~0.01% v/v) sunt alte valori, coerente cu cele de mai sus, dar în alte condiții experimentale (Zhang și colab., 2003).
Întrucât soluțiile preparate în cadrul experimentului de față au fost preparate prin măsurarea unui volum de tween și nu prin cântărire, cmc ar trebui să fie oricum nu prea departe de valoarea de 0.01%. Ca urmare, discontinuitatea și, mai mult inversarea efectului ar putea fi un comportament critic în preajma cmc.
În fapt tensioactivul se acumulează la interfața particule de nimesulid – soluție și în respectiva interfață toate fenomenele și toate concentrațiile diferă semnificativ de cele în largul soluțiilor. Orice mecanism imaginat cu privire la fenomenele din interfață, unde mai apar și structuri electrice, rămâne o ipoteză imposibil de verificat.
Reținem în final acest aspect al comportării „anormale” în vecinătatea unor concentrații care ar putea fi mai mult sau mai puțin critice.
VI.1.1.8. Modelul cedării nimesulidului
modelul Higuchi
Deși singurul caz în care a apărut că am avea o curbă de cedare este cazul cedării în soluția de tween 2.5% s-a făcut o reprezentare a cantității cedate în funcție de radicalul timpului pentru a testa o eventuală cedare urmând legea lui Higuchi. Dacă acesta ar fi cazul, ar trebui ca punctele experimentale să se înscrie pe o dreaptă, ceea ce nu este cazul nici măcar pentru cedarea în soluție 2.5% tween.
Figura 16. Reprezentarea cedării nimesulidului funcție de radicalul timpului
Modelul Noyes – Whitney
Pentru cazul 2.5% s-a mers mai departe și s-a făcut o reprezentare a ln(1-Rexp/100) în funcție de timp (legea Noyes – Whitney). Nici în acest mod nu s-a obținut o dependență liniară.
Figura 17. Reprezentarea ln(1-Rexp/100) în funcție de timp
Modelul Weibull
Și totuși curba apare a fi o curbă de cedare. S-a ales pentru corelarea datelor legea empirică Weibull:
Reprezentarea în funcție de ln t a dus într-adevăr la o dreaptă după cum se vede în figura de mai jos:
Figura 18. Reprezentarea în funcție de ln t
VI.1.1.9. Concluzii privind studiul cedării substanței active nimesulid din forme farmaceutice solide în soluții de tween 80
1. Cedarea nimesulidului din comprimate la pH 7.4 este o cedare imediată, cantitatea cedată fiind aparent limitată de solubilitate, limită ce depinde de concentrația de tween.
2. Dependența cantității cedate de concentrația de tween nu este liniară, la concentrații foarte mici de tween aparând și o scădere a „solubilității”, probabil legată de o concentrație micelară critică la interfața particule de nimesulid soluție. Un artefact „analitic” legat de o micșorare a absorbției nimesulidului în ultraviolet ca urmare a precipitării nimesulidului și formări unei soluții coloidale este posibil ipoteza rămânând a fi cercetată în continuare.
3. Este greu de explicat faptul că pentru o solubilizare aproape completă este necesară o cantitate de tween semnificativ mai mare decât în cazul altor medicamente greu solubile.
VI.2. Studii privind ketoconazolul. Influența pH-ului. Influența concentrației de agent activ de suprafață
VI.2.1. Influența pH-ului mediului de dizolvare asupra cedării ketoconazolului în vitro
Numeroase studii cu privire la eficiența unor formulări conținând ketoconazol au demonstrat faptul că deseori, în cazul acestei substanțe active, se înregistrează inechivalența terapeutică. Astfel, realizarea unor formulări care să îndeplinească condițiile de bioechivalența față de produsul de referință (Nizoral) este o provocare pentru producătorii de generice.
În scopul ușurării sarcinii acestora, în ultima perioadă a luat amploare studiul unor metode predictive in-vitro, care să reducă numărul de experimente in-vivo necesare demonstrării bioechivalenței. Astfel a luat naștere Sistemul de Clasificare Biofarmaceutică (BCS), în care substanțele sunt împărțite pe baza permeabilității și solubilității în patru mari clase:
Clasa I BCS: ușor solubile – ușor permeabile
Clasa II BCS: greu solubile – ușor permeabile
Clasa III BCS: ușor solubile – greu permeabile
Clasa IV BCS: greu solubile – greu permeabile
Plecându-se de la premisa că diferențele înregistrate în rata și viteza absorbției unor substanțe active din forme farmaceutice solide sunt datorate în mare parte diferențelor de dizolvare a substanței active din formulările comparate (Amidon și colab., 1985), s-a încercat ca prin studii de dizolvare in-vitro să se anticipeze comportamentul produsului respectiv in-vivo.
Având în vedere că ketoconazolul este o substanță greu solubilă, dar cu permeabilitate ridicată (aparținând clasei II BCS), factorul limitant în ceea ce privește biodisponibilitatea acestuia îl constituie dizolvarea. În aceste condiții, studiul profilelor de dizolvare al unor produse comerciale conținând ketoconazol, precum și influența unor factori (modificarea pH-ului, prezența unor agenți de complexare) asupra solubilității substanței active, poate oferi informații valoroase în ceea ce privește comportamentul in vivo al produselor respective.
Variabilitatea mare în ceea ce privește biodisponibilitatea formelor farmaceutice solide continând ketoconazol se datorează fie unor factori de natură biologică (variația solubilității substanței active cu pH-ul, interacțiuni de complexare, etc), factori legați de proprietățile fizico-chimice ale substanței utilizate (polimorfismul, starea cristalină, mărimea cristalelor – cu influență majoră atât asupra solubilității cât și asupra efectului farmacologic) sau unor factori de natura tehnologică.
Studiul posibilelor modificări fizico-chimice ale ketoconazolului în timpul procesului de preparare a formelor farmaceutice și care ar putea avea ca efect o modificare semnificativă a proprietăților biofarmaceutice a produselor astfel rezultate a relevat o influență majoră a procesului de recristalizare asupra mărimii și solubilităților cristalelor de ketoconazol (Viseras și colab., 1995).
Tabel 39: Valori ale solubilității ketoconazolului cristalizat în diverse condiții:
Se observă că solubilitatea ketoconazolului, și așa scăzută, se reduce cu 68% sau 79% la recristalizarea din diferiți solvenți (metanol și respectiv cloroform).
Temperatura influențează și ea semnificativ solubilitatea: recristalizarea la 0°C produce o creștere cu 103% a solubilității. Însă cele mai frecvente cauze ale variabilității semnificative ale biodisponibilității ketoconazolului sunt cele legate de factorii biologici.
Astfel, încă din 1983 Carlson și colaboratorii săi au publicat un studiu în ceea ce privește influența pH-ului asupra dezintegrării tabletelor conținând ketoconazol (Carlson și colab., 1983). S-a demonstrat faptul că solubilitatea ketoconazolului înregistrează o scădere dramatică peste pH=4, ceea ce a impus studii mai aprofundate spre a determina în ce măsură acest aspect influențează performanțele in-vivo ale produsului (Zhou și colab., 2005; Dressman și Reppas, 2000; Cordoba-Dıaz și colab., 2001).
De asemenea, s-a constatat in-vivo o scădere a biodisponibilității ketoconazolului la administrarea concomitentă de produse ce nu modifică pH-ul stomacal (ex. Sucralfat), ceea ce presupune existența unui mecanism diferit de cel anterior (Hoeschele și colab., 1994; Piscitelli și colab., 1991).
VI.2.1.1. Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0.1 N
Metoda:
– mediu: HCl 0.1 N; volum: 900 ml; aparat: 2(USP) – palete, 50 rpm; timpi de prelevare: 5, 10, 15, 20, 30, 45 min; număr de tablete: 3; dozare: UV, 270 nm
Tehnica de lucru:
a) Prepararea mediului:
– se folosesc 3 litri soluție de HCl 0.1 N;
– soluția de HCl 0.1 N se prepară din 8.5 ml HCl 37% la 1 l apă.
b) Mod de lucru:
– se introduc comprimatele de ketoconazol în cele 6 vase ale aparatului, în care se găsește mediul de dizolvare adus la temperatura de 37ºC;
– la intervalele de timp prestabilite s-au preluat câte 5 ml probă din fiecare vas;
– determinarea cantitativă a cantității de ketoconazol eliberată s-a realizat prin determinarea spectrofotometrică a absorbanței probelor la lungimea de undă corespunzătoare absorbției maxime a ketoconazolului și evaluarea acesteia în raport cu o curbă de etalonare.
Rezultate:
a) Înregistrarea spectrului de absorbție în UV
– s-a efectuat pentru a determina lungimea de undă la care substanța prezintă maxim de absorbție. Pentru determinarea λ max s-a realizat spectrul în UV al unei soluții standard de ketoconazol conținând 250 μg/ml în mediu de HCl 0.1N.
Figura 19. Spectrul de absorbție în UV al ketoconazolului în mediu de HCl
b) Curba de calibrare
– se constituie din 6 probe standard de ketoconazol de concentrații: 250 μg/ml, 200 μg/ml,
100 μg/ml, 50 μg/ml, 25 μg/ml, 10 μg/ml (figura 20).
Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard sunt prezentate în tabelul 40:
Tabel 40: Valorile absorbanței pentru soluțiile standard de ketoconazol în HCl
Figura 20. Curba de calibrare a ketoconazolului în HCl
Curba de calibrare: liniară
Ecuația dreptei de calibrare: Abs=A+B*Conc; A=0.0061; B =0.0026
Coeficient de corelație (r): 0.999034
S-a obținut o dreaptă a cărei ecuație a fost descrisă anterior și un coeficient de corelație de 0,9990.
c) Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de HCl 0.1 N s-a realizat pe un număr de 3 tablete ketoconazol, timp de 45 minute.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 6 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 5, 10, 15, 20, 30 și 45 minute (figura 21).
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelele 41, 42).
Tabel 41: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Tabel 42: Media, concentrația standard și coeficientul de variatie fiecărui timp de prelevare
Figura 21: Profilul cedării ketoconazolului din tablete la pH=1,2 (HCl)
VI.2.1.2. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon acetat pH=3
Metoda:
– mediu: tampon acetat 0.05M, pH=3; volum: 900 ml; aparat: 2 (USP) – palete, 50 rpm; timpi de prelevare: 5, 10, 15, 20, 30, 45 min; număr de tablete: 3; dozare: UV, 277 nm.
Tehnica de lucru:
a) Prepararea mediului:
– se folosesc 3 litri soluție de acetat de sodiu;
– soluția de acetat de sodiu se prepară prin dizolvarea a 6.8 g CH3COONa 3H2O la 1000 ml apă;
– aducerea la valoarea de pH corespunzătoare se face cu soluție de HCl.
b) Mod de lucru:
– se introduc comprimatele de ketoconazol în cele 6 vase ale aparatului, în care se găsește mediul de dizolvare adus la temperatura de 37ºC;
– la intervalele de timp prestabilite s-au preluat câte 5 ml proba din fiecare vas;
– determinarea cantitativă a cantității de ketoconazol eliberată s-a realizat prin determinarea spectrofotometrică a absorbanței probelor la lungimea de undă corespunzătoare absorbției maxime a ketoconazolului și evaluarea acesteia în raport cu o curbă de etalonare.
Rezultate:
a) Înregistrarea spectrului de absorbtie în UV
– s-a efectuat pentru a determina lungimea de undă la care substanța prezintă maxim de absorbție. Pentru determinarea λ max s-a realizat spectrul în UV al unei soluții standard de ketoconazol conținând 250μg/ml în mediu de tampon acetat pH=3 (figura 22).
Figura 22. Spectrul de absorbție în UV al ketoconazolului în tampon acetat pH 3
b) Curba de calibrare
– se constituie din 6 probe standard de ketoconazol de concentrații: 250 μg/ml, 200 μg/ml,
100 μg/ml, 50 μg/ml, 25 μg/ml, 10 μg/ml (figura 23).
Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard sunt prezentate în tabelul 43:
Tabel 43: Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard
Figura 23. Curba de calibrare
Curba de calibrare: liniară
Ecuația dreptei de calibrare: Abs=A+B*Conc; A=0.0046; B =0.0024
Coeficient de corelație (r): 0.999751
c) Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de acetat de sodiu s-a realizat pe un număr de 3 tablete ketoconazol, timp de 45 minute.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 6 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 5, 10, 15, 20, 30 și 45 minute (figura 24).
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelele 44, 45).
Tabel 44: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Tabel 45: Media, concentrația standard și coeficientul de variație fiecărui timp de prelevare
Figura 24: Profilul cedării ketoconazolului din tablele la pH=3.0
VI.2.1.3. Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0.025 M ajustată la pH=3
Metoda:
– mediu: soluție HCl 0.025M ajustat la pH=3 cu NaOH; volum: 900 ml; aparat: 2(USP) – palete, 50 rpm; timpi de prelevare: 5, 10, 15, 20, 30, 45 minute; număr de tablete: 3; dozare:UV, 278 nm.
Tehnica de lucru:
a) Prepararea mediului:
– se folosesc 3 litri soluție de HCl 0.025 M;
– soluția HCl 0.025 M se prepară din soluție de HCl 37%;
– aducerea la valoarea de pH corespunzătoare se face cu soluție de NaOH.
b) Mod de lucru:
– se introduc comprimatele de ketoconazol în cele 6 vase ale aparatului, în care se găsește mediul de dizolvare adus la temperatura de 37ºC;
– la intervalele de timp prestabilite se preiau câte 5 ml proba din fiecare vas;
– determinarea cantitativă a cantității de ketoconazol eliberată se realizează prin determinarea spectrofotometrică a absorbanței probelor la lungimea de undă corespunzatoare absorbției maxime a ketoconazolului, și evaluarea acesteia în raport cu o curbă de etalonare.
Rezultate:
a) Înregistrarea spectrului de absorbtie în UV
– s-a efectuat pentru a determina lungimea de undă la care substanța prezintă maxim de absorbție. Pentru determinarea λ max s-a realizat spectrul în UV al unei soluții standard de ketoconazol conținând 250 μg/ml în mediu de HCl 0.025M pH=3.0 (figura 25).
Figura 25. Spectrul de absorbție în UV al ketoconazolului în soluție de HCl 0.025 M pH=3
b) Curba de calibrare
– se constituie din 5 probe standard de ketoconazol de concentrații: 250 μg/ml, 200 μg/ml,
100 μg/ml, 25 μg/ml, 10 μg/ml (figura 26).
Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard sunt prezentate în tabelul 46:
Tabel 46: Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard
Figura 26. Curba de calibrare
Curba de calibrare: liniară
Ecuația curbei de calibrare: Abs=A+B*Conc; A=0.0087; B =0.0026
Coeficient de corelație (r): 0.999282
c) Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de HCl 0.025 M la pH=3 s-a realizat pe un număr de 3 tablete ketoconazol, timp de 45 minute.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 6 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 5, 10, 15, 20, 30 și 45 minute (Figura 27).
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelele 47, 48).
Tabel 47: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Tabel 48: Media, concentrația standard și coeficientul de variație fiecărui timp de prelevare
Figura 27. Profilul cedării ketoconazolului din tablete la pH=3.0 (HCl)
VI.2.1.4. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon acetat pH=4.5
Metoda:
– mediu: tampon acetat pH=4.5; volum: 900 ml; aparat: 2 (USP) – palete, 50 rpm; timpi de prelevare: 5, 10, 15, 20, 30, 45 min; număr de tablete: 3; dozare:UV, 289 nm.
Tehnica de lucru:
a) Prepararea mediului:
– se folosesc 3 litri soluție de acetat de sodiu;
– soluția de acetat de sodiu se prepară prin dizolvarea a 6.8 g CH3COONa 3H2O la 1000 ml apă;
– aducerea la valoarea de pH corespunzătoare se face cu soluție de acid acetic.
b) Mod de lucru:
– se introduc comprimatele de ketoconazol în cele 6 vase ale aparatului, în care se găsește mediul de dizolvare adus la temperatura de 37ºC;
– la intervalele de timp prestabilite se preiau câte 5 ml proba din fiecare vas;
– determinarea cantitativă a cantității de ketoconazol eliberată se realizează prin determinarea spectrofotometrică a absorbanței probelor la lungimea de undă corespunzătoare absorbției maxime a ketoconazolului, și evaluarea acesteia în raport cu o curbă de etalonare.
Rezultate:
a) Înregistrarea spectrului de absorbție în UV
– s-a efectuat pentru a determina lungimea de undă la care substanța prezintă maxim de absorbție. Pentru determinarea λ max s-a realizat spectrul în UV al unei soluții standard de ketoconazol continând 250 μg/ml în mediu de tampon acetat pH=4.5 (figura 28).
Figura 28. Spectrul de absorbție în UV al ketoconazolului în tampon acetat pH=4.5
b) Curba de calibrare
– se constituie din 6 probe standard de ketoconazol de concentrații: 250 μg/ml, 200 μg/ml,
100 μg/ml, 50 μg/ml, 25 μg/ml, 10 μg/ml (figura 29).
Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard sunt prezentate în tabelul 49:
Tabel 49: Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard
Figura 29. Curba de calibrare
Curba de calibrare: liniară
Ecuația dreptei de calibrare: Abs=A+B*Conc; A= 0.0061; B = 0.0026
Coeficient de corelație (r): 0.999034
c) Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de tampon acetat pH=4.5 s-a realizat pe un număr de 3 tablete ketoconazol, timp de 45 minute.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 6 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 5, 10, 15, 20, 30 și 45 minute (figurile 30, 31). Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelele 50, 51).
Tabel 50: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Tabel 51: Media, concentrația standard și coeficientul de variație fiecărui timp de prelevare
Figura 30. Profilul cedării ketoconazolului Figura 31. Profilul mediu al cedării ketoconazolului
din tablete la pH=4,5 din tablete la pH=4,5
VI.2.1.5. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8
Metoda:
– mediu: tampon fosfat pH= 6,8; volum: 900 ml; aparat: 2(USP) –palete, 50 rpm; timpi de prelevare: 5, 10, 15, 20, 30, 45 minute; număr de tablete: 3; dozare: UV, 288 nm.
Tehnica de lucru:
a) Prepararea mediului:
– se folosesc 3 litri soluție de KH2PO4;
– soluția de KH2PO4 se prepară prin dizolvarea a 6.8 g KH2PO4 la 1000 ml apă;
– aducerea la valoarea de pH corespunzătoare se face cu soluție de NaOH.
b) Mod de lucru:
– se introduc comprimatele de ketoconazol în cele 6 vase ale aparatului, în care se găsește mediul de dizolvare adus la temperatura de 37ºC;
– la intervalele de timp prestabilite se preiau câte 5 ml probă din fiecare vas;
– determinarea cantitativă a cantității de ketoconazol eliberată se realizează prin determinarea spectrofotometrică a absorbanței probelor la lungimea de undă corespunzătoare absorbției maxime a ketoconazolului, și evaluarea acesteia în raport cu o curbă de etalonare.
Rezultate:
a) Înregistrarea spectrului de absorbție în UV
– s-a efectuat pentru a determina lungimea de undă la care substanța prezintă maxim de absorbție. Pentru determinarea λ max s-a realizat spectrul în UV al unei soluții standard de ketoconazol conținând 250 μg/ml în mediu de tampon fosfat (figura 32).
Figura 32: Spectrul de absorbție în UV al ketoconazolului în tampon fosfat pH= 6.8
b) Curba de calibrare
– se constituie din 6 probe standard de ketoconazol de concentrații: 250 μg/ml, 200 μg/ml,
100 μg/ml, 50 μg/ml, 25 μg/ml, 10 μg/ml (figura 33).
Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard sunt prezentate în tabelul 52:
Tabel 52: Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard
Figura 33. Curba de calibrare
Curba de calibrare: liniară
Ecuația dreptei de calibrare: Abs=A+B*Conc; A=0.0138; B =0.0034
Coeficient de corelație (r): 0.997839
c) Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de tampon fosfat pH=6.8 s-a realizat pe un număr de 3 tablete ketoconazol, timp de 45 minute.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 6 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 5, 10, 15, 20, 30 și 45 minute (figurile 34, 35).
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelele 53, 54).
Tabel 53: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Tabel 54: Media, concentrația standard și coeficientul de variație fiecărui timp de prelevare
Figura 34. Profilul cedării ketoconazolului Figura 35. Profilul mediu al cedării ketoconazolului
din tablete la pH=6,8 din tablete la pH=6,8
VI.2.1.6. Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0.1 N conținând sucralfat
Metoda:
– mediu: acid clorhidric 0,1N conținând 1g/900 ml sucralfat; volum: 900 ml; aparat: 2 (USP) palete; 50 rpm; timpi de prelevare: 5, 10, 15, 20, 30, 45 minute; număr de tablete: 3; dozare: UV, 288 nm.
Tehnica de lucru:
a) Prepararea mediului:
– se folosesc 3 litri soluție de KH2PO4;
– soluția de KH2PO4 se prepară prin dizolvarea a 6.8 g KH2PO4 la 1000 ml apă;
– aducerea la valoarea de pH corespunzătoare se face cu soluție de NaOH.
b) Mod de lucru:
– se introduc comprimatele de ketoconazol în cele 6 vase ale aparatului, în care se găsește mediul de dizolvare adus la temperatura de 37ºC;
– la intervalele de timp prestabilite se preiau câte 5 ml proba din fiecare vas;
– determinarea cantitativă a cantității de ketoconazol eliberată se realizează prin determinarea spectrofotometrică a absorbanței probelor la lungimea de undă corespunzătoare absorbției maxime a ketoconazolului, și evaluarea acesteia în raport cu o curbă de etalonare.
Rezultate:
Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete s-a realizat pe un număr de 3 tablete ketoconazol, timp de 45 minute.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 6 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 5, 10, 15, 20, 30 și 45 minute (figurile 36, 37).
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelele 55, 56).
Tabel 55: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Tabel 56: Media, concentrația standard și coeficientul de variație fiecărui timp de prelevare
Figura 36. Profilul cedării ketoconazolului din Figura 37. Profilul mediu al cedării ketoconazolului din
tablete în HCl conținând 1g sucralfat tablete în mediu de HCl 0,1N conținând 1g sucralfat
VI.2.1.7. Concluzii privind influența pH-ului mediului de dizolvare asupra cedării ketoconazolului în vitro
Tabel 57: Profilele de cedare comparative ale ketaconazolului în medii diferite
Figura 38. Profilele de cedare comparative ale ketaconazolului în medii diferite
1. Dizolvarea ketoconazolului este influențată puternic de valoarea pH-ului mediului în care se realizează cedarea. La pH=1.2 ketoconazolul se dizolvă complet după aproximativ 15 minute.
2. Cantitatea de ketoconazol cedat din tablete scade progresiv cu mărirea valorii pH-ului mediului, ajungând ca la pH=6.8 să fie eliberată doar 4% din cantitatea totală de substanța activă.
3. Având în vedere că ketoconazolul are el însuși caracter slab bazic, putând determina creșterea valorii pH-ului mediului de cedare la pH=3 în mediu puternic tamponat (tampon acetat 0.05M) este cedat cu aproximativ 9% mai mult ketoconazol decât la aceeași valoare de pH, dar într-un mediu netamponat (HCl 0.025M). La sfârșitul testului de cedare in-vitro, pH-ul mediului a fost 3.07 pentru tamponul fosfat și 3.36 în cazul mediului netamponat.
4. Prezența sucralfatului în mediul de cedare, deși nu determină modificarea pH-ului mediului, determină o scădere semnificativă a cantității de substanță activă prezentă în soluție, din cauza interacțiunii ketoconazol – sucralfat.
VI.2.2. Influența creșterii pH-ului asupra soluțiilor de ketoconazol în prezență de tween 80
Metoda de dizolvare:
– mediu: acid clorhidric 0,1N; volum: 900 ml; aparat: 2 (USP) palete; 50 rpm; timpi de prelevare: 5, 10, 15, 20, 30, 45, 60, 75, 90, 105 min; dozare: UV, 270 nm.
Tehnica de lucru:
Testele de cedare in-vitro s-au realizat utilizând 6 medii de dizolvare diferite, respectiv: HCl 0,1% fără adaos de agent tensioactiv, HCl 0,1% conținând cantități crescătoare de tween 80, și anume 0,1%, 0,25%, 0,5%, 1%, 2,5%.
Timp de 30 de minute, pH-ul mediului de dizolvare a fost menținut la valoarea de 1,2 (pH-ul soluției de HCl 0,1N). Apoi, pH-ul mediului a fost crescut gradual, utilizând o soluție de NaOH 2M, astfel: la 45 minute pH=2.0, la 60 minute pH =3.0, la 75 minute pH=4.5, la 90 minute pH = 6.0, la 105 min pH=6.8.
Dozarea s-a realizat printr-o metodă HPLC, utilizând un sistem cromatografic alcătuit din: pompa Waters 600, degazor Jasco DG – 980 – 50, injector automat Waters 717 plus, detector Waters 486 Tunable Absorbance Detector
Condiții cromatografice de lucru: faza staționară: C18; dimensiunea particulelor 5 µm; end-capped 100%, coloana cromatografică: Hypersil Gold (Thermo Inc), temperatură: 30°C, faza mobilă: solvent A: acid trifluoroacetic 0.1%, solvent B: acetonitril, raport de combinare: 65:35 (v/v), debit de eluție: 1.0 ml/min, detecție: UV, λ=270 nm, volum de injecție: 10 µl, mod de injectare: automată.
VI.2.2.1. Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0,1% fără adaos de tensioactiv
Figura 39. Influența ph-ului asupra cedării în mediu Figura 40. Cedarea ketoconazolui în mediu de dizolvare
fără tensioactiv fără tensioactiv
VI.2.2.2. Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0,1% conținând 0.1%, 0.25%, 0.5%, 1.0%, 2.5% tween 80
Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0.1% conținând 0.1% tween 80
Figura 41. Influența ph-ului asupra cedării în mediu Figura 42. Cedarea ketoconazolui în mediu de dizolvare
conținând 0.01% tensioactiv conținând 0.01% tensioactiv
Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0.1% conținând 0.25% tween 80
Figura 43. Influența ph-ului asupra cedării în mediu Figura 44. Cedarea ketoconazolui în mediu de dizolvare
conținând 0.25% tensioactiv conținând 0.25% tensioactiv
Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0.1% conținând 0.5% tween 80
Figura 45. Influența ph-ului asupra cedării în mediu Figura 46. Cedarea ketoconazolui în mediu de dizolvare
conținând 0.5% tensioactiv conținând 0.5% tensioactiv
Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0.1% conținând 1.0% tween 80
Figura 47. Influența ph-ului asupra cedării în mediu Figura 48. Cedarea ketoconazolui în mediu de dizolvare
conținând 1.0% tensioactiv conținând 1.0% tensioactiv
Cedarea ketoconazolului în soluție de HCl 0.1% conținând 2.5% tween 80
Figura 49. Influența ph-ului asupra cedării în mediu Figura 50. Cedarea ketoconazolui în mediu de dizolvare
conținând 2.5% tensioactiv conținând 2.5% tensioactiv
VI.2.2.3. Compararea curbelor cantitate cedată – pH (timp) la diverse concentrații de tensioactiv în mediul de dizolvare
Figura 51. Profilul cedării in vitro a ketoconazolului Figura 52. dependența cantității cedate de ph-ul mediului
în mediu diverse concentrații de tween cu diverse concentrații de tween
Figura 53. Influența cantității de tensioactiv asupra Figura 54. Influența cantității de tensioactiv asupra
cedării ketoconzolului la ph=6.0 cedării ketoconzolului la ph=6.8
În condițiile modelului experimental aplicat, pH-ul inițial a fost unul acid, simulând mediul gastric. Dizolvarea a fost practic instantanee și totală (100% la 5 minute, prima măsurătoare). Deci tot experimentul a privit o soluție, obținută în primul moment, care a devenit instabilă o dată cu creșterea, în timp, a pH-ului.
Stabilitatea soluției de ketoconazol în functie de pH urmează o evoluție relativ critică. Cantitatea rămasă în soluție scade la jumătate când pH-ul crește la 4.5 și ajunge la sub 10 % la pH 6.8.
Fenomenul de precipitare poate fi întârziat sau chiar anulat de prezența tensioactivului tween în soluție. În prezență de 0.1% tween, în loc de 80% din cantitatea de ketoconazol, precipită numai 20%, iar la concentrații mai mari de 0.25% tween, ketoconazolul rămâne complet în soluție, cea mai mare parte probabil inclus în micelele de tween.
Practic toate metodele de dizolvare a substanțelor greu solubile recomandă concentrații mari de tensioactiv (peste 1%), cantitatea cedată fiind destul de mică la concentrații mai mici. În medii ce se doresc biorelevante și anume exact pentru cedarea ketoconazolului din tablete de Nizoral, mai recent s-a găsit (Zoeller și Klein, 2007) că o concentrație 0.25% tween 80 asigură practic efectul maxim de creștere a vitezei și gradului de cedare. În general însă cercetările din ultimii ani se concentrează pe medii biorelevante conținând taurocolat de sodiu pentru situațiile pre și post prandiale, pentru a prezice și efectul alimentelor (Klein, 2009; Jantratid și Dressman, 2009).
Dezavantajul taurocolatului este acela că este scump și el este numai una din numeroasele componente tensioactive fiziologice. Tween-ul ar reprezenta o alternativă mai simplă și mai reproductibilă însă se impune o cercetare sistematică a dependenței efectului său asupra solubilității și dizolvării substanțelor greu solubile.
VI.2.2.4. Concluzii privind influența creșterii pH-ului asupra soluțiilor de ketoconazol în prezență de tween 80
1. Dizolvarea la pH acid este imediată (sub 10 minute). În condițiile in-vivo aceasta ar duce la o comportare de tip soluție deși, în condițiile unui volum de secreții de circa 10 ori mai mic decât volumul în care se face dizolvarea in-vitro, lucrurile ar putea evolua mult diferit.
2. Cedarea ketoconazolului depinde de pH în primul rând prin intermediul dependenței solubilității de acesta. În fapt, după ce s-a dizolvat complet, concentrația ketoconazolului în soluție scade de la 100% la 20% când pH-ul ajunge la 7. Întrucât substanța nu se mai poate „întoarce” în forma farmaceutică, este de fapt vorba de o precipitare.
3. Pentru a asigura o cedare semnificativă din comprimate în mediu neutru sau slab alcalin, adăugarea de tensioactiv este obligatorie, în absența lui cedarea fiind mai mică de 4%. Cantitatea dizolvată crește cu concentrația de tween și este maximă la concentrația de 2% tween.
VI.2.3. Studiul cedării imediate (1h) a ketoconazolului din forme farmaceutice solide în soluții de tween 80, la diverse valori de pH
Metoda. Studiile au urmărit cinetica de dizolvare a unor comprimate de ketoconazol. Tamponul fosfat pH=6.8 este făcut conform FR X (0.067 mol/l); standardele sunt făcute de asemenea în mediul respectiv din aceeași soluție stoc.
Pentru fiecare dizolvare s-au preparat câte trei litri tampon cu procentul respectiv de tween, după care s-au introdus câte 900 ml în fiecare vas; restul de soluție de 300 ml s-a folosit pentru blanc și standarde.
Înregistrarea spectrului de absorbție în UV s-a efectuat pentru a determina lungimea de undă la care substanța prezintă maxim de absorbție. Pentru determinarea λ max s-a realizat spectrul în UV al unei soluții standard de ketoconazol conținând 250 μg/ml în soluții de tween 80, la diverse valori de pH.
Spectrele de absorbție în UV ale ketoconazolui în soluții de tween 80, la diverse valori de pH
VI.2.3.1. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon acetat pH=4.6 și în soluție tampon acetat ph=4.6 și 0.05%, 0.02%, 0.01% tween 80
Figura 55. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon Figura 56. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon
acetat pH=4.6 acetat pH=4.6 și Tween 0.05%
Cinetica de cedare la pH 4.6 este foarte diferită de cea la pH acid. Diferă nu numai solubilitatea substanței active în mediul de dizolvare ci și viteza cu care se face eliberarea. Faptul că profilul de dizolvare este aproape liniar (figura 55), dar cantitatea dizolvată după 45 minute este în general sub 25%, sugerează că suntem încă în prima porțiune a unei curbe de dizolvare, caracterizând un proces care durează cu mult mai mult.
Problema de rezolvat este însă eliberarea in vivo post etapa gastrică. Eliberarea unei cantități mari de ketoconazol în mediu gastric este foarte probabil urmată de o precipitare în mediul intestinal. Acesta este poate motivul că unele forme farmaceutice cu o „mai bună” eliberare dovedită in vitro în mediu simulând mediul gastric sunt mai puțin biodisponibile decât alte forme cu o cedare aparent mai redusă.
Dincolo de unele probabile erori analitice sau neomogenități în dezagregarea tabletelor, cedarea rămâne esențial liniară în cazul cedării în soluție tampon acetat și tween 0.05%
(figura 56). Cantitatea cedată rămâne redusă (sub 15%).
Figura 57. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon Figura 58. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon
acetat pH=4.6 și tween 0.02% acetat pH=4.6 și tween 0.01%
Figura 59. Profilul cedării ketoconazolului în tampon acetat ph=4.6 la diverse concentrații de tween
Cedările în mediu tampon pH 4.6 sunt practic drepte paralele (figura 59). Deci cedarea liniară este o realitate.
VI.2.3.2. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8 și în soluție tampon fosfat pH=6.8 și tween 0.02%, 0.5%
Figura 60. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon Figura 61. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon
fosfat pH=6.8 fostat pH=6.8 și tween 0.02%
La pH 6.8 cedarea în primele 45 de minute este redusă practic la jumătate față de cea la
pH=4.6. Cedarea este practic liniară (figura 60), dar de neînțeles este faptul că „dreapta” nu trece prin zero ci are o ordonată la origine pozitivă, deci nu putem vorbi de un „time-lag” când se produce eventual umectarea tabletei.
Cedarea ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8 și tween 0.02% este o cedare liniară (figura 61) sau poate, chiar constantă. Cantitatea cedată în 45 de minute este foarte mică (sub 5%).
Figura 62. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon
fosfat pH=6.8 tween 0.5%
figura 63. Influența concentrației de tween 80 la dizolvarea în tampon fosfat ph=6.8
VI.2.3.3. Concluzii privind studiul cedării imediate (1h) a ketoconazolului din forme farmaceutice solide în soluții de tween 80, la diverse valori de pH
1. Spre deosebire de nimesulid, în cazul ketoconazolului au apărut curbe de dizolvare și nu o eliberare imediată cu obținerea unei concentrații de saturație în mediul de dizolvare.
2. Variabilitatea a fost relativ mică, curbele de dizolvare obținute pentru cele trei comprimate corespunzând la aceiași concentrație de tween fiind foarte apropiate.
3. În ceea ce privește dependența solubilității și, la concentrații mai mari de substanță activă, a stabilității suspensiei de concentrația de tween, era de așteptat ca aceasta să crească mai mult sau mai puțin liniar sau cel puțin așa s-ar putea citi în subtextul literaturii farmaceutice. În fapt, studii privind stabilitatea suspensiilor de sulf stabilizate cu tween au arătat că aceasta se întâmplă numai la concentrații mai mici decât concentrația micelară critică (CMC). Pentru tween 80 se vehiculează pentru CMC valoarea de 0.012mM (0.0016 %). Altfel, valoarea depinde efectiv de alte componente prezente în soluție.
4. Dincolo de CMC fenomenul s-a inversat, stabilitatea suspensiei nu a mai crescut sau chiar a scăzut, pentru ca la concentrații foarte mari (mai mari de 0.5%) să crească din nou ca urmare a creșterii vâscozității soluțiilor.
5. Pentru tamponul acetat de sodiu pH=4.6 (conform FR X), în care comprimatele de ketoconazol au cedat în 45 de minute circa 22%, adăugarea de tween 80 nu a mărit cantitatea cedată (procentul maxim de tween 0.5% conduce la circa 20% ketoconazol cedat) cantitatea
micșorându-se odată cu scăderea procentului de tween (figura 64).
Figura 64. Dependența cedării ketoconazolului de concentrația de tween 80
Pentru tamponul fosfat pH=6.8 este clar că o mărire a procentului de tween crește cantitatea dizolvată după 45 de minute; ceva se întâmplă însă la concentrațiile de 0.1% și 0.05% care sunt exact pe dos.
VI.2.4. Studiul cedării prelungite (6h) a ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8 în prezență de tween 80
VI.2.4.1. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8
Metoda:
– mediu: tampon fosfat pH=6.8; volum: 900 ml; aparat: 2 (USP) – palete, 50 rpm; timpi de prelevare: 15, 30, 45, 60, 120, 180 minute; număr de tablete: 3 ketoconazol 200 mg; dozare: UV, 289 nm.
Prepararea mediului:
– se folosesc 3 litri soluție de tampon fosfat pH=6.8 (0.067 mol/l);
– soluția de tampon fosfat pH=6.8 se prepară prin dizolvarea a 0.067 mol/L KH2PO4 și
0.067 mol/L Na2HPO4 la 1000 ml apă.
a. Curba de calibrare:
Se constituie din 3 probe standard de ketoconazol, în mediu corespunzător dizolvării, de concentrații: 53.2 μg/ml, 10.6 μg/ml, 5.3 μg/ml (figura 65). Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard sunt prezentate în tabelul 58:
Tabel 58. Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard
Figura 65. Curba de calibrare pentru standardele de ketoconazol în tampon fosfat pH=6.8
b. Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de tampon fosfat pH=6.8 s-a realizat pe un număr de 3 comprimate de ketoconazol, timp de 3 ore.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 6 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 15, 30, 45, 60, 120, 180 minute (figura 66).
Valorile absorbanțelor sunt prezentate în tabelul 59:
Tabel 59: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare:
Tabel 60: Media, deviația standard și coeficientul de variație ale fiecărui timp de prelevare
figura 66. Profilul eliberării ketoconazolului în mediu de tampon fosfat pH=6.8
Cedarea a fost rapidă (4% în 15 minute, crescând apoi în 3 ore până la 6% în 3 ore), însă limitată drastic de solubilitatea redusă a ketoconazolului la pH=6.8.
VI.2.4.2. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8 în prezență de 0.5% tween 80
S-a repetat experimentul folosind aceeași tehnică și mod lucru, modificându-se numai mediul de dizolvare, prin adaos de 0.5% tween 80.
a. Curba de calibrare
Se constituie din 3 probe standard de ketoconazol, în mediu corespunzător dizolvării, de concentrații: 55.5 μg/ml, 16.7 μg/ml și 5.6 μg/ml (figura 67). Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard sunt prezentate în tabelul de mai jos:
Tabel 61: Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard
Figura 67. Curba de calibrare pentru standarde de ketoconazol în tampon fosfat pH=6.8 și 0.5% tween 80
b. Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de tampon fosfat pH=6.8 și 0.5% tween 80 s-a realizat pe un număr de 3 tablete ketoconazol 200 mg, timp de
6 ore.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 9 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 15, 30, 45, 60, 120, 180, 240, 300 și 360 minute (figura 68).
Tabel 62: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelul 63).
Tabel 63: Media, deviația standard și coeficientul de variație ale fiecărui timp de prelevare
Figura 68. Profilul cedării ketoconazolului din tablete în tampon fosfat la pH=6.8 în prezența a 0.5% tween 80
Cantitatea de ketoconazol cedată a crescut mult în prezența tween-ului, față de cedarea în absența acestuia. Cantitatea cedată crește de la circa 5% în 15 minute, la aproape 20% după 6 ore, când încă nu apare a se fi atins un prag de saturație. Creșterea este aproape liniară, deși în prima oră ar putea decurge cu o viteză ceva mai mare decât în intervalul 1-6 ore.
VI.2.4.3. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8 și 1.0% tween 80
S-a repetat experimentul folosind aceeași tehnică și mod lucru, modificându-se numai mediu de dizolvare, prin adaos de 1.0% tween 80.
a. Curba de calibrare
Se constituie din 3 probe standard de ketoconazol, în mediu corespunzător dizolvării, de concentrații: 111 μg/ml, 55.5 μg/ml, 16.7 μg/ml și 5.6 μg/ml (figura 69).
Tabel 64: Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard
Figura 69. Curba de calibrare pentru standarde de ketoconazol în tampon fosfat pH=6.8 și 1.0% tween 80
b. Evaluarea cedării in vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de tampon fosfat pH=6.8 și 1.0% tween 80 s-a realizat pe un număr de 2 tablete ketoconazol, timp de 6 ore.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 9 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 15, 30, 45, 60, 120, 180, 240, 300 și 360 minute (figura 70).
Tabel 65: Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelul 66).
Tabel 66: Media, deviația standard și coeficientul de variație ale fiecărui timp de prelevare
Figura 70. Profilul cedării ketoconazolului din tablete în tampon fosfat la pH=6.8 și 1.0% tween 80
La creșterea concentrației de tween 80 de la 0.5% la 1% a crescut și cantitatea de substanță activă cedată după 6 ore, de la 20% la 30%, însă dizolvarea nu atinge nici în acest caz saturația. Ca urmare, apare că efectul tensioactivului se referă atât la creșterea solubilității ketoconazolului în mediu, cât și la un efect asupra procesului de eliberare, care este lent – durând mai mlt de 6 ore.
vi.2.4.4. Cedarea ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8 și 2.0% tween 80
S-a repetat experimentul folosind aceeași tehnică și mod de lucru, modificându-se numai mediu de dizolvare, prin adaos de 2.0% tween 80.
a. Curba de calibrare
Se constituie din 4 probe standard de ketoconazol, în mediu corespunzător dizolvării, de concentrații: 111 μg/ml, 55.5 μg/ml, 16.7 μg/ml și 5.6 μg/ml (figura 71).
Tabel 67. Valorile absorbanțelor înregistrate pentru probele standard
Figura 71. Curba de calibrare pentru standardele de ketoconazol în tampon fosfat pH=6.8 și 2.0% tween 80
b. Evaluarea cedării in-vitro a ketoconazolului din tablete în mediu de tampon fosfat pH=6.8 și 2.0% tween 80 s-a realizat pe un număr de 2 tablete ketoconazol, timp de 6 ore.
Profilul cedării in-vitro al substanței active s-a efectuat utilizând 9 puncte, corespunzătoare cantității de ketoconazol eliberată la 15, 30, 45, 60, 120, 180, 240, 300 și 360 minute (figura 72).
Tabel 68. Absorbanța și concentrația corespunzătoare fiecărui timp de prelevare
Au fost calculate media, deviația standard și coeficientul de variație corespunzătoare fiecărui timp de prelevare (tabelul 69).
Tabel 69: Media, deviația standard și coeficientul de variație ale fiecărui timp de prelevare
Figura 72. Profilul cedării ketoconazolului din tablete în tampon fosfat la pH=6.8 și 2.0% tween 80
Prin suprapunerea curbelor medii de dizolvare, așa cum rezultă și din figura 73, se observă creșterea cantității de ketoconazol cedat de la 11% în tampon fosfat pH=6.8 la 42%, odată cu introducerea de surfactant (în intervalul 0.5- 2%).
Figura 73. Influența procentului de tween 80 asupra cantității de ketoconazol cedat în mediu de tampon fosfat pH=6.8
VI.2.4.5. Modelarea cedării ketoconazolului în prezență de tensioactiv la pH–ul intestinal
modelul Higuchi
În vederea obținerii unor informații mai complete privitoare la mecanismul de eliberare în funcție de pH și de concentrația de tensioactiv, s-a încercat o modelare a cineticii de cedare. S-a obținut că modelul cel mai simplu care fitează bine datele experimentale este modelul Higuchi.
Figura 74. Reprezentarea cantității cedate în funcție de radicalul timpului
După cum se vede în figura 74, reprezentarea cantității cedate în funcție de radicalul timpului duce la o corelare liniară incredibil de bună, la toate trei concentrațiile de tensioactiv. În această situație se impune a considera că probabil un mecanism de eliberare de tipul celui postulat în legea radicalului (Higuchi) și anume o pătrundere progresivă a solventului în matricea comprimatului, o dizolvare de saturație în acest solvent „interior” urmată de o difuzie în solventul „exterior”.
Efectul tensioactivului apare principial la umectarea matricii și la dizolvarea în solvent, în primul rând prin creșterea solubilității ketoconazolului în acesta.
În ceea ce privește difuzia în solventul exterior, aceasta ar urma două căi: una mai rapidă a ketoconazolului „liber” și una mai lentă a micelelor de tensioactiv ce includ și ketoconazol după o formulă de echilibru (Amidon și colab., 1964).
[cs] + [cm] ↔ k*[csm]
unde [cs] este concentrația la echilibru în apă (în acest caz concentrația de saturație), [cm] este concentrația micelelor și [csm] reprezintă concentrația medicamentului inclus în micele.
VI.2.4.6. Concluzii privind studiul cedării prelungite (6h) a ketoconazolului în soluție tampon fosfat pH=6.8 în prezență de tween 80
1. Pentru a asigura o cedare semnificativă din comprimate în mediu neutru sau slab alcalin, adăugarea de tensioactiv este obligatorie, în absența lui cedarea fiind mai mică de 4%. În prezența agentului tensioactiv cantitatea cedată crește de peste 10 ori.
2. Cantitatea dizolvată crește liniar cu concentrația de tween și este maximă la concentrația de 2% tween.
3. Modelarea datelor folosind legea radicalului a dus la o fitare liniară excelentă ceea ce pledează pentru un mecanism postulat la deducerea legii și o intervenție a tensioactivului în fazele de pătrundere a solventului în forma farmaceutică și de dizolvare a ketoconazolului în acesta.
4. Prelungirea cedării și neatingerea unor valori de saturație după 6 ore sugerează un transport interfacial al substanței active libere, dar și unul, mult mai semnificativ, al substanței incluse în micelele de tensioactiv.
VI.2.5. Farmacocinetica după administrarea orală
VI.2.5.1. Protocolul de lucru. Analiza farmacocinetică
Metoda bioanalitică prezentată a fost aplicată în cadrul unui studiu de bioechivalență de tip deschis, analitic orb, doză unică, randomizat, a jeun, încrucișat, între două produse cu cedare imediată, conținând 100 mg ketoconazol. Prelevarea probelor s-a realizat prin intermediul unei canule aplicată la nivelul venelor periferice ale antebrațului stâng sau drept, respectiv prin puncție venoasă utilizând o seringă de unică folosință, înainte (0.0 ore) și la intervalele 0.5, 1.0, 1.5, 2.0, 2.5, 3.0, 4.0, 5.0, 6.0, 8.0, 10.0, 12.0 și 24.0 de ore după administrarea medicamentului.
Curbele concentrație-timp (plasmatice sau serice și/sau urinare) au fost utilizate pentru calcularea parametrilor farmacocinetici de interes.
Studiile clinice s-au desfășurat conform cerințelor de la Helsinki (Declarația de la Helsinki din 1964 și revizuită de Asociația Medicală Mondială în 2000) și a recomandărilor Uniunii Europene privind realizarea studiilor clinice cu produse medicamentoase în conformitate cu regulile de Bună Practică în Studiul Clinic (GCP, 1990). A fost obținut consimțământul scris, informat al tuturor subiecților participanți la studii.
Studiul a fost efectuat pe un lot de 24 voluntari sănătoși; 23 din cei 24 de voluntari au finalizat studiul.
Concentrațiile de ketoconazol obținute în urma analizei probelor recoltate în cadrul studiului sunt sistematizate în tabelul 70:
Tabel 70. Concentrațiile de ketoconazol obținute
Parametrii farmacocinetici obținuți au fost în concordanță cu datele de literatură privind farmacocinetica ketoconazolului (tabelul 71 și figurile 75, 76):
Tabel 71: Parametrii farmacocinetici ai probelor de ketoconazol
Figura 75. Reprezentarea concentrațiilor plasmatice în funcție de timp corespunzătoare testelor (T)
.
Figura 76. Reprezentarea concentrațiilor plasmatice în funcție de timp corespunzătoare referințelor (R)
Profilele farmacocinetice medii ale ketoconazolului sunt prezentate în figura 77:
Figura 77. Profilele farmacocinetice medii ale ketoconazolului
VI.2.5.2. Corelări in vitro in vivo și alegerea modelului de dizolvare cel mai biorelevant
Datele privind farmacocinetica ketoconazolului au fost preluate din baza de date a Biopharmacy & Pharmacol Res S.A. și s-a facut media pe concentrațiile plasmatice a
18 voluntari.
Datele au fost obținute într-un studiu de bioechivalență încrucișat cu două perioade și două secvențe.
Media rezultatelor este dată în tabelul 72 și figura 78.
Tabel 72: Media concentrațiilor plasmatice
Figura 78. Dependența mediilor concentrațiilor plasmatice de timp
Pentru extrapolarea ariei de sub curbă s-au logaritmat datele pe „coadă“ și s-a determinat constanta de eliminare finală ke = 0.2714 (figura 79).
Figura 79. Dependența lnC de timp
Aria extrapolată de la ultimul timp de măsurare T până la infinit a fost calculată cu formula:
S-a calculat fracția absorbită folosind formula Wagner – Nelson:
Rezultatele sunt date în tabelul 73:
Tabelul 73: Valorile ariilor de sub curbă și a fracțiilor absorbite
S-a corelat fracția absorbită cu fracția dizolvată în diferite concentrații de tween pentru a stabili testul in vitro care se corelează cel mai bine cu datele in vivo.
Datele pentru cazul tween 0.5 % sunt prezentate în tabelul 74 și figura 80:
Tabel 74. Valorile fracțiilor absorbite și dizolvate în prezență de 0.5% tween 80
Figura 80. Dependența absorbției de dizolvare în prezența tween 0.5%
Similar s-au facut corelările pentru celelalte concentrații. O prezentare comparativă este dată în tabelul 75 și figura 81:
Tabel 75: Valorile fracțiilor absorbite și dizolvate pentru diferite concentrații de tween
Figura 81. Corelarea fracției absorbită cu fracția dizolvată în diferite concentrații de tween
Observăm în primul rând o dependență liniară între fracția absorbită și fracția dizolvată pe intervalul primelor trei ore. Corelația liniară a apărut și în intervalul 3- 6 ore, dar cu o pantă diferită față de cea din primele trei ore. Corelația este explicabilă prin aceea că, deși formularea nu a fost retard, solubilitatea scăzută a ketoconazolului duce la o dizolvare încetinită și deci un comportament „pseudoretard”.
Creșterea concentrației de tween și creșterea gradului și vitezei de dizolvare nu duc la o mai bună corelare dizolvare–absorbție. Din contră, cea mai bună corelare este cea obtinută la
0.5 % tween. O explicație plauzibilă a fenomenului ar fi aceea că o dizolvarea mai rapidă și mai extinsă nu duce la o mai bună absorbție. Este probabil că substanța activă dizolvată în mediul gastric acid să precipite parțial la trecerea de la pH acid gastric, la cel intestinal, neutru.
În fapt reprezentarea FA(FD) pare a avea trei porțiuni distincte corespunzătoare aproximativ fazei gastrice, fazei intestinale și unei faze staționare când în fapt nu mai crește fracția absorbită, deși dizolvarea in-vitro merge mai departe. O interpretare posibilă ar fi aceea că in-vivo apare o limitare a dizolvării.
Ca o concluzie generală creșterea dizolvării in vitro prin adăugarea de tween nu duce la o metodă mai biorelevantă în ceea ce privește dizolvarea in vivo.
VI.2.5.3. Concluzii privind farmacocinetica ketoconazolului după administrare orală
Concluzii privind corelarea datelor in vitro cu datele de farmacocinetică obținute la voluntari sănătoși:
1. Corelările între dizolvarea ketoconazolului in vitro și absorbția sa in vivo după metodologia FDA aplicabilă produselor retard au pus în evidență o dependență liniară între fracția absorbită și fracția dizolvată pe intervalul primelor trei ore. Corelația liniară a apărut și în intervalul 3- 6 ore, dar cu o pantă diferită față de cea din primele trei ore. Corelația este explicabilă prin aceea că, deși formularea nu a fost retard, solubilitatea scăzută a ketoconazolului duce la o dizolvare încetinită și deci un comportament „pseudoretard”.
2. Prezența de tween 80 în diferite concentrații în mediul de dizolvare duce la o absorbție mai extinsă, atât viteza cât și gradul de dizolvare crescând cu concentrația de tween. Dependența este chiar liniară în acest domeniu, dar la extinderea domeniului spre concentrații mai mici, apropiate de concentrația micelară critică, tipul dependenței se schimbă, la anumite concentrații apărând chiar inversări ale efectului.
3. Creșterea concentrației de tween și creșterea gradului și vitezei de dizolvare nu duc la o mai bună corelare dizolvare – absorbție. Din contră, cea mai bună corelare este cea obtinută la
0.5% tween. O explicație plauzibilă a fenomenului ar fi aceea că o dizolvare mai rapidă și mai extinsă nu duce la o mai bună absorbție. Este probabil că substanța activă dizolvată în mediul gastric acid să precipite parțial la trecerea de la pH acid gastric, la cel intestinal, neutru.
4. În fapt reprezentarea FA(FD) pare a avea trei porțiuni distincte corespunzătoare aproximativ fazei gastrice, fazei intestinale și unei faze staționare când în fapt nu mai crește fracția absorbită, deși dizolvarea in-vitro merge mai departe. O interpretare posibilă ar fi aceea că in-vivo apare o limitare a dizolvării.
5. Ca o concluzie generală creșterea dizolvării in-vitro prin adăugarea de tween nu duce la o metodă mai biorelevantă în ceea ce privește dizolvarea in-vivo.
CONCLUZII GENERALE
Corelările dizolvare in vitro – farmacocinetica in vivo sunt corelări între un test de dizolvare dat și farmacocinetica medie pentru grupuri de subiecți.
În cazul medicamentelor greu solubile, contribuția tensioactivilor fiziologici este determinantă în ceea ce privește rata și gradul adsorbției. Din motive de biorelevanță, utilizarea tensioactivilor în testele de dizolvare in vivo este recomandată dacă nu chiar obligatorie.
Însăși pentru testele de dizolvare in vitro utilizarea tensioactivilor este necesară, în absența lor dizolvarea fiind insignifiantă.
Nu există în literatură exemple de studii aprofundate privind natura tensioactivilor care să simuleze activitatea tensioactivilor fiziologici și nici domeniul de concentrație în care trebuiesc folosiți aceștia.
Cercetările în cadrul tezei au stabilit că tensioactivul cel mai folosit în studiile de dizolvare a substanțelor greu solubile, tween 80, are un efect asupra vitezei și gradului de dizolvare dependent de concentrație, dar dependența nu este liniară.
Rezultatele s-au împărțit clar trei în clase distincte. Ipoteza cea mai plauzibilă a fost aceea că este vorba de efecte la concentrații mai mici decât concentrația micelară critică (CMC), efecte la concentrații mai mari decât cmc și o zonă de mare instabilitate (fenomene critice) în preajma cmc.
Credința larg răspandită că efectul este cu atât mai mare cu cât concentrația de tensioactiv este mai mare este în esență folclor. Concentrațiile utilizate par a fi mult mai mari decât cele necesare.
O indicație asupra concentrației optime ar putea fi considerată din ierarhizarea corelațiilor in vitro – in vivo. Concentrația de tensioactiv trebuie aleasă astfel încât testul să fie biorelevant.
Rezultatele se relativizează și interpretarea lor devine foarte complexă deoarece studiul influenței tensioactivilor trebuie corelat și cu valorile de pH din diferite segmente ale traiectului gastrointestinal, precum și cu proprietățile fizico-chimice ale medicamentului.
Biorelevanța trebuie în final apreciată nu numai în raport cu dizolvarea in vitro și absorbția, ci în contextul întregului lanț de fenomene în cadrul farmacocineticii.
bibliografie
Adamson AW, Gast AP. Physical Chemistry of Surfaces. 6th ed. New York: John Wiley & Sons; 1997.
Amidon GL, Lennernas H, Shah VP, Crison JR. A theoretical basis for a biopharmaceutic drug classification—the correlation of in-vitro drug product dissolution and in-vivo bioavailability. Pharm Res. 1985;12:413–420.
Amidon GE, Higuchi WI, Ho NF. Theoretical and Experimental Studies of transport of micelle-solubilized solutes, J Pharm Sci. 1964;53:532-535.
Anderson BD, Conradi RA, Knuth KE. Strategies in the design of solution-stable, water-soluble prodrugs I: A physical–organic approach to pro-moiety selection for 21-esters of corticosteroids. J Pharm Sci. 1985;74(4):365–374.
Arnarson T, Elworthy PV. J Pharm Pharmacol. 1980;32:381-392.
Asworth CT, Lawrance JF. Electron microscopic study of the lipid micelles in intestinal fat absorption. J Lipid Res. 1966;7: 465-472.
Attwood D, Florence AT. Physical Pharmacy. 2008; Pharmaceutical Press.
Avnir D. The Fractal Approach to Heterogeneous Chemistry. Chichester: John Willey & Sons; 1989.
Bates TR, Gibaldi M, Kanig JL. Rate of dissolution of griseofulvin and hexoestrol in bile salt solutions. Nature. 1966;210:1331–1333.
Biswas SC, Chattoraj DK. Kinetics of Adsorption of Cationic Surfactants at Silica-Water Interface. J Colloid Interface Sci. 1998;205(1):12-20.
Bjorkhem I. Mechanism of bile acid biosynthesis in mammalian liver. În: Danielsson H, Sjovall J, eds. Sterols and Bile Acids. Amsterdam, The Netherlands: BV Elsevier Science Publishers. 1985:231–277.
Blythe RH, Grass GM, Macdonnell DR. The formulation and evaluation of enteric coated aspirin tablets. Am J Pharm Sci Support. Public Health. 1959;131:206–216.
Bochner F, Hooper WD, Tyrer JH, Eadie MJ. Factors involved in an outbreak of phenytoin intoxication. J Neurol Sci. 1972;16: 481–487.
Borgström B. Absorption of fats. Physico–chemical aspects. În Malabsorption. Edinburgh Univ. Press. 1969:13.
Boxenbaum H. Absorption potential and its variants. Pharm. Res. 1893:16.
Brinck J, Jönsson B, Tiberg F. Kinetics of Nonionic Surfactant Adsorption and Desorption at the Silica-Water Interface: Binary Systems. Langmuir. 1998;14:5863.
Bruner L, Tolloczko S. U¨ ber die Auflo ¨sungsgeschwindigkeit Fester K¨ orper. Z Phys Chem. 1900;35:283–290.
Brunner E. Reaktionsgeschwindigkeit in heterogenen Systemen. Z Phys Chem. 1904;43:56–102.
Bunde A, Havlin S, Nossal R, Stanley HE, Weiss GH. On controlled diffusion-limited drug release from a leaky matrix. J Chem Phys. 1985;83:5909–5913.
Campagna FA, Cureton G, Mirigian RA, Nelson E. Inactive prednisone tablets USP XVI. J Pharm Sci. 1963;52:605–606.
Canali S. Bioavailability study. European Bulletin of Drug Research. 1992;1(2):37-43.
Carey MC, Small DM. Micelle formation by bile salts. Physico-chemical and thermodynamic considerations. Arch Intern Med. 1972;130:506-527.
Carlson JA, Mann HJ, Canafax DM. Effect of pH on disintegration and dissolution of ketoconazole tablets. Am J Hosp Pharm. 1983;40:1334–1336.
Carrol BJ. Physical aspects of detergency. Coll Surfaces/A. 1993;74,2/3:131-133.
Chapron DJ, Kramer PA, Mariano SL, Hohnadel DC. Effect of calcium and antacids on phenytoin bioavailability. Arch Neurol. 1979;36:436–438.
Chavrolin J. Systemes moleculaires organises. Systemes d'amphiphiles -films et structures cloisonnees. CNRS. 1994;2:1-8.
Chiou WL. Mechanism of increased rates of dissolution and oral absorption of chloramphenicol from chloramphenicol-urea solid dispersion system. J Pharm Sci. 1971;60:1406–1408.
Clarke’s Analysis of Drugs and Poisons. Editia a 3-a. Londra: Pharmaceutical Pres; 2003.
Cloyd JC, Gumnit RJ, Lesar TS. Reduced seizure control due to spoiled phenytoin capsules2. Ann Neurol. 1980;7:191–193.
Collett JH, Koo L. J Pharm Sci. 1975;64:1253-1259.
Cordoba-Dıaz D, Cordoba-Dıaz M, Awad S, Cordoba-Borrego M. Effect of pharmacotechnical design on the in vitro interaction of ketoconazole tablets with non-systemic antacids. Inter J Pharm. 2001;226:61–68.
Connors KA. Thermodynamics of pharmaceutical systems – An introduction for students of pharmacy, School of Pharmacy – University of Wisconsin—Madison, , New Jersey: John Wiley & Sons, Inc., Publication, by John Wiley & Sons, Hoboken. 2002.
Cowen AE, Korman MG, Hofmann AF, Cass O. Metabolism of lithocholate on healty men. 1. Biotransformation and biliary excretion of intravenously administered lithocholate and lithocholylglycine and their sulfates. Gastroenterology. 1975;69:59-66.
Dakkuri A, Schroeder HG și Deluca PP. Sustained release from inert wax matrices. ii: effect of surfactants on tripelennamine hydrochloride release. J. Pharm.Sci. 1978;67:355-57.
Daly PB, Davis SS și Kennerley JW. Effect of anionic surfactants on the release of chlorpheniramine from a polymer matrix tablet. Int. J. Pharm. 1984;18:201-5.
D’Arcy DM, Corrigan OI, Healy AM. Hydrodynamic simulation (computational fluid dynamics) of asymmetrically positioned tablets in the paddle dissolution apparatus: impact on dissolution rate and variability. J Pharm Pharmacol. 2005;57:1243–1250.
D’Arcy DM, Corrigan OI, Healy AM. Evaluation of hydrodynamics in the basket dissolution apparatus using computational fluid dynamics—dissolution rate implications. Eur J Pharm Sci. 2006;27:259–267.
Danckwerts PV. Significance of liquid-film coefficients in gas absorption. Ing Eng Chem. 1951;43:1460–1467.
Daneshmend TK. și colab. J Antimicrob Chemother. 1981;8:299–304.
Daneshmend TK, Warnock DW. Clin Pharmacokinet. 1983;–42.
Danielsson H. Influence of Bile Acids on Digestion and Absorption of Lipids. Am J of Clin Nutr. 1963;12:214-21.
Debrot R. Surfactants anecoethics. Chim Oggi, 1993;11,7/8:34-36.
Debye P, Anacker EW. Micelle shape from dissymmetry measurements. J Phys Colloid Chem. 1951;55:644-55.
Dokoumetzidis A, Macheras P. A century of dissolution research: From Noyes and Whitney to the Biopharmaceutics Classification System. Inter J Pharm. 2006;321:1–11.
Dokoumetzidis A, Papadopoulou V, Macheras P. Analysis of dissolution data using modified versions of Noyes–Whitney equation and the Weibull function. Pharm Res. 2006;23:256–261.
Dowling RH. The enterohepatic circulation”, Gastroenterology. 1972;62:122-140.
Dressman JB, Amidon GL, Fleisher D. Absorption potential: estimating the fraction absorbed for orally administered compounds2. J Pharm Sci. 1985;74:588–589.
Dressman JB, Amidon GL, Reppas C, Shah VP. Dissolution testing as a prognostic tool for oral drug absorption: immediate release dosage forms. Pharm Res. 1998;15:11–22.
Dressman JB, Reppas C. In vitro–in vivo correlations for lipophilic, poorly water-soluble drug. Eur J Pharm Sci. 2000;11(2):S73–S80.
Edwards LJ. The dissolution and diffusion of aspirin in aqueous media. Trans Faraday Soc. 1951;47:1191–1210.
Efentakis M. Release kinetics of flurbiprofen from hydrophobic heterogeneous matrices containing surfactant. Int. J. Pharm. 1992;85:R1-R4.
Efentakis M, Al-Hmoud H, Buckton G și Rajan Z. The influence of surfactants on drug release from a hydrophobic matrix. Int. J. Pharm. 1991;70:153-58.
Elworthy PH, Florence AT, Macfarlane CB. Solubilization by Surface-Active Agents and its Applications in Chemistry and the Biological Sciences. London: Chapman & Hall; 1968.
Enscore DJ, Hopfenberg HB, Stannett VT. Effect of particle-size on mechanism controlling normal-hexane sorption in glassy polystyrene microspheres. Polymer. 1977;18:793–800.
Faassen F, Vromans H. Biowaivers for oral immediate-release products: implications of linear pharmacokinetics. Clin Pharmacokinet. 2004;43:1117–1126.
Farmacopeea Română – ediția a X-a. București: Agenția Națională a Medicamentului. Editura Medicală; 2008.
FDA. Guidance for Industry, Waiver of In Vivo Bioavailability and Bioequivalence Studies for Immediate Release Solid Oral Dosage Forms based on a Biopharmaceutics Classification System. FDA/CDER; 2000.
FDA. Guidance for Industry on Food-Effect Bioavailability and Fed Bioequivalance Studies; availability. FDA; 2002.
Feely LC și Davis SS. Influence of surfactants on drug release from hydroxypropylmethyl cellulose matrices. Int. J. Pharm. 1988;41:83-90.
Filleborn V.M. Am J Pharm. 1948;120:233.
Finholt JL. Influence of formulation on dissolution rate. În: Leeson LJ, Carstensen JT. (Eds.), Dissolution Technology. Washington: American Pharmaceutical Association, , DC, 1974; pp. 106–146.
FIP. FIP guidelines for dissolution testing of solid oral products. Pharm Ind. 1981;42:334–343.
Florence AT, Attwood D. Psysicochemical Principles of Pharmacy. London: Macmillan; 1993.
Food and Drug Administration (FDA) Center for Drug Evaluation and Research (CDER). Guidance for Industry. Modified Release Solid Oral Dosage Forms: Scale up and Post Approval Changes (SUPAC): Chemistry, Manufacturing and Controls, In Vitro Dissolution Testing and In Vivo Bioequivalence Documentation. Rockville, MD:FDA; 1997.
Fraser EJ, Leach RH, Poston JW. Bioavailability of digoxin. Lancet. 1972;2:541.
Fröhling W, Stiehl A. Bile salt glucuronides: identification and quantitative analysis in the urine of patients with cholestasis. Eur J Clin Invest. 1976;6:67–74.
Fu JC, Hagemeir C, Moyer DL, Ng EW. Unified mathematical model for diffusion from drug–polymer composite tablets. J Biomed Mater Res. 1976;10:743–758.
Galia E, Nicolaides E, Horter D, Lobenberg R, Reppas C, Dressman JB.. Evaluation of various dissolution media for predicting in vivo performance of class I and II drugs. Pharm Res. 1998;15:698–705.
GCPMP Good Clinical Practice for Medicinal Products in European Community, July, 1990.
Gibaldi M, Feldman S. Establishment of sink conditions in dissolution rate determinations. Theoretical considerations and application to nondisintegrating dosage forms. J Pharm Sci. 1967;56:1238–1242.
Good RJ, van Oss CJ. În Modern Approaches to Wettability: Theory and Applications, Eds: Schrader ME și Loeb G. New York: Plenum Press. 1992; pp. 1-27.
Griffin WC. Classification of Surface-Active Agents by 'HLB'. J Soc Cosmetic Chem. 1949;1:311.
Griffin WC. Calculation of HLB Values of Non-Ionic Surfactants. J Soc Cosmetic Chem. 1954;5:259.
Grigorescu m, tăpălagă d, dumitrașcu d. Patologia clinică a acizilor biliari. Cluj-Napoca: Ed. Dacia; 1963.
Gu T, și Sjeblom. J Colloid Surfs. 1992;64:39.
Gu CH, Gandhi RB, Tay LK, Zhou S, Raghavan K. Importance of using physiologically relevant volume of dissolution medium to correlate the oral exposure of formulations of BMS-480188 mesylate. Int J Pharm. 2004;269:195-202.
Hamlin WE, Northam JI, Wagner JG. Relationship between in vitro dissolution rates and solubilities of numerous compounds representative of various chemical species. J Pharm Sci. 1965;54:1651-1653.
Hartley GS. Aqueous Solutions of Paraffin Chain Salts, A Study in Micelle Formation. : Hermann et Cie; 1936.
Hendeles L,Weinberger M, Milavetz G, Hill M, Vaughan L. Food-induced dose-dumping from a once-a-day theophylline product as a cause of theophylline toxicity. Chest. 1985;87:758–765.
Higuchi T. Rate of release of medicaments from ointment bases containing drugs in suspension. J Pharm Sci. 1961;50:874–875.
Hillgren A, Lindgren J, și Aldén M. Protection mechanism of Tween 80 during freeze–thawing of a model protein, LDH. Inter J Pharm. 2002;237(1-2):57-69.
Hixson AW, Crowell JH. Dependence of reaction velocity upon surface and agitation. Ind Eng Chem. 1931;23:923–931.
Hoeschele Jd, Roy Ak, Pecoraro Vl, In vitro analysis of the interaction between sucralfate and ketoconazole – antimicrobial agents and chemotherapy. 1994:319-325.
Hoffmann NE, Hofmann AF. Metabolism of steroid and aminoacid moieties of conjugated bile acid in man,VI. Description and validationof a multicompartimental model. Gastroenterology. 1974;67:887-897.
Hofmann AF. Function of bile in the alimentary canal. În C.F. Code (ed.), Handbook of physiology, Sect. VI, Alimentary canal, vol. V, Washington D C: Am. Physiol. Soc. Ch. 1968;117:2507.
hofmann AF. The enterohepatic circulation of bile acids in man. Clinics in Gastroenterol. 1977;6:3-24.
Hofmann AF și Hagey LR. Bile acids and biliary disease: peaceful coexistence versus deadly warfare. În: Gut and Liver, edited by Blum HE, Bode C, Bode JC și Sartor RB. Lancaster, UK: Kluwer Academic. 1998; p. 85–103.
Hofmann AF și Mysels KJ. Bile salts as biological surfactants. Colloids Surfaces. 1988;30: 145–173.
Hofmann AF. Clinical implication of the physico-chemical studies on bile salts. Gastroenterology. 1965;48:484-494.
Hofmann AF. A physico-chemical approach to the intraluminal phase of fat absorption. gastroenterology. 1966;50:56-64.
Hofmann AF. Bile Acids: The Good, the Bad, and the Ugly. News Physiol Sci. 1999;14:24-29.
Hofmann AF, Sjövall J, Kurz G, Radominska A, Schteingart CD, Tint GS, și colab., A proposed nomenclature for bile acids. J Lipid Res; 1992;33:599-604.
Ismail AA, Gouda MW, Motawi MM. J Pharm Sci. 1970;59:220- 228.
Jain P, Yalkowsky SH. Solubilization of poorly soluble compounds using 2-pyrrolidone. Inter J Pharm. 2007;342(1-2):1-5.
Jamzad S și Fassihi R. Role of Surfactant and pH on Dissolution Properties of Fenofibrate and Glipizide, AAPS PharmSciTech. 2006;7(2):33.
Jantratid E, Dressman J. Biorelevant Dissolution Media Simulating the Proximal Human Gastrointestinal Tract: An Uptade. Diss Techn. August 2009:21-25.
Jounela AJ, Pentikainen PJ, Sothmann A. Effect of particle size on the bioavailability of digoxin. Eur. J Clin Pharmacol. 1975;8:365–370.
Kasim NA, Whitehouse M, Ramachandran C, Bermejo M, Lennernas H, Hussain AS. și colab. Molecular properties of WHO essential drugs and provisional biopharmaceutical classification. Mol Pharm. 2004;1:85–96.
Kaus LC, Gillespie WR, Hussain AS, Amidon GL. The effect of in vivo dissolution, gastric emptying rate, and intestinal transit time on the peak concentration and area-under-the-curve of drugs with different gastrointestinal permeabilities. Pharm Res. 1999,16:272–280.
Kim C-ju. Advanced pharmaceutics – Physicochemical principles, Boca Raton, Florida 33431; 2004.
Kjellin URK, Cloesson PM și Linse P. Langmuir. 2002,18:6745.
Khantri J, Qassim A, Abed O, Abraham B, Al-Lami A, Masood A. A novel extractionless HPLC Fluorescence method for the determination of Glyburide in human plasma: Application to a Bioequivalence Study. J Pharm Pharmaceut Sci. 2001;4(2):201-206.
Klein S. Generation of B iorelevant Media Profiles for Prediction of Food Effects on Release from MR Dosage Forms. Diss Techn. August 2009:39-40.
Kosmidis K, Argyrakis P, Macheras P. A reappraisal of drug release laws using Monte Carlo simulations: the prevalence of the Weibull function. Pharm Res. 2003b;20:988–995.
Kosmidis K, Argyrakis P, Macheras P. Fractal kinetics in drug release from finite fractal matrices. J Chem Phys. 2003a;119:6373–6377.
Kostewicz ES, Carlsson AS, Hanisch G, Nilsson RG, Lofgren L, Abrahamsson B. Comparison of dog and human intestinal fluid and its impact on solubility estimations. Eur J Pharm Sci. 2002;17:S111.
Kunleda H, Shinoda K. Evaluation of the hidrophile – lipophile balance (HLB) of nonionic surfactants. J Colloid Interface Sci. 1985;107:107-111.
Lagas M, Jonkman JHG. Greatly enhanced bioavailability of theophylline on postprandial administration of a sustained-release tablet. Eur J Clin Pharmacol. 1983;24:761–767.
Langenbucher F. Linearization of dissolution rate curves by the Weibull distribution. J Pharm Pharmacol. 1972;24(12):979-981.
Lansky P, Weiss M. Does the dose-solubility ratio affect the mean dissolution time of drugs? Pharm Res. 1999;16:1470–1476.
Lasic DD. Mixed micelles in drug delivery. Nature. 1992;355:279–280.
Leidreiter HL, Gruning B, Kaseborn D. Amphoteric surfactants, processing, production, composition and properties. Int J Cosmet Sci. 1997;10(5):239-243.
Levich VG. Physicochemical Hydrodynamics. Prentice-Hall, New York: Englewood Cliffs; 1962.
Levy G. Effect of particle size on dissolution and gastrointestinal absorption rates of pharmaceuticals. Am J Pharm Sci Support. Public Health. 1963;135:78–92.
Levy G. Effect of dosage form properties on therapeutic efficacy of tolbutamide tablets. Can Med Assoc J. 1964;90:978–979.
Levy G, Hall NA, Nelson E. Studies on inactive prednisone tablets USP XVI. Am J Hosp Pharm. 1964;21:402.
Lindenbaum J, Mellow MH, Blackstone MO, Butler JrVP. Variation in biologic availability of digoxin from four preparations. N Engl J Med. 1971;285:1344–1347.
Lindenberg M, Kopp S, Dressman JB. Classification of orally administered drugs on the World Health Organization Model list of essential medicines according to the biopharmaceutics classification system. Eur J Pharm Biopharm. 2004;58.265–278.
Lipowski S. The UK Patent Office. 1934;523:594.
Macheras P, Argyrakis P. Gastrointestinal drug absorption: Is it time to consider heterogeneity as well as homogeneity?. Pharm Res. 1997;14:842–847.
Macheras P, Iliadis A. Modeling in Biopharmaceutics, Pharmacokinetics and Pharmacodynamics: Homogeneous and Heterogeneous Approaches. New York: Springer; 2006.
Macheras P, Koupparis M, Antimisiaris S. An invitro model for exploring CR theophylline milk-fat interactions. Int J Pharm. 1989;54:123–130.
Macheras P, Koupparis M, Apostolelli E. Dissolution of four controlled-release theophylline formulations in milk. Int J Pharm. 1987;36:73–79.
, Symillides MY. Toward a quantitative approach for the prediction of the fraction of dose absorbed using the absorption potential concept. Biopharm Drug Dispos. 1989;–53.
MacLeod C, Rabin H, Ruedy J, Caron M, Zarowny D, Davies R. Comparative bioavailability of three brands of ampicillin. Can Med Assoc J. 1972;107:203–209.
Malik WU, Jhamb OP. Critical micelle concentration of some polyoxyethylated non-ionic surfactants and the effect of additives. Colloid & Polymer Sci. 1970;242(1-2):1209-1211.
Martin A. Pysichal Pharmacy. 4th ed. Philadelphia: Lea&Febiger; 1993.
Martin CM, Rubin M, O’Malley WG, Garagusi VF, McCauley CE. Brand, generic drugs differ in man. JAMA 205 (medical news section), 1968;23.
Maturu PK, Prasad VK,Worsley WN, Shiu GK, Skelly JP. Influence of a high-fat breakfast on the bioavailability of theophylline controlledrelease formulations—an in vitro demonstration of an in vivo observation. J Pharm Sci. 1986;75:1205–1206.
McBain JW și Marsden SS. The structural types of aqueous systems of surface-active substances and their X-ray diffraction characteristics. Acta Cryst. 1948;1:270-272.
McBain JW. Trans Faraday Soc. 1913;9:99.
McBain MEL și Hutchinson E. În Solubilization and Related Phenomena. New York: Academic Press; 1965.
McCarthy LG, Bradley G, Sexton JC, Corrigan OI, Healy AM. Computational fluid dynamics modeling of the paddle dissolution apparatus: agitation rate, mixing patterns, and fluid velocities. AAPS PharmSciTech. 2004;5:E31.
McCarthy LG, Kosiol C, Healy AM, Bradley G, Sexton JC. Corrigan OI. Simulating the hydrodynamic conditions in the United States Pharmacopeia paddle dissolution apparatus. AAPS PharmSciTech. 2003;4:E22.
Mittal KL. Surfactant in solutions. ed. M. Dekker Inc. N.J.: 1984 (vol. 1, 2, 3), 1986 (4, 5, 6), 1989 (7, 8, 9, 10).
Miyamoto S. A theory of the rate of solution of solid into liquid. Trans Faraday Soc. 1933;29:789–794.
Mircioiu C, Miron D, Rădulescu F, Ghiciuc C, Mircioiu I. Elemente de biofarmacie și farmacocinetică. Vol. I. Fundamente; București. Ed. Univ. Carol Davila; 2008.
Moltke LL, Greenblatt DJ, Harmatz JS, Duan SX, Harrel LM, Cotreau-Bibbo MM și colab. Triazolam biotransformation by human liver microsomes in vitro: Effects of metabolic inhibitors and clinical confirmation of a predicted interaction with ketoconazole, J Pharmacol Exp Ther. 1996;276:370-379.
Monte MJ, Marin JJG, Antelo A, Vazquez-Tato J. Bile acids: Chemistry, physiology, and pathophysiology. World J Gastroenterol; 2009;15(7):804-816.
Morrison AB, Campbell JA. Tablet disintegration and physiological availability of drugs. J Pharm Sci. 1965;54:1–8.
Mosbach EH. Hepatic synthesis of bile acids. Arch Intern Med. 1972;130478-487.
Myers D. Surfactant science and technology. Third Edition. John Wiley and Sons, Inc; 2006.
Nagashima R. Development and characteristics of sucralfate. J Clin Gastroenterol. 1981;3(suppl. 2):103-110.
Nakagawa T, Kuryiama K, Inone H. J Colloid Interface Sci. 1960;15:268-276.
Natalini B, Sardella R, Camaioni E, Gioiello A, Pellicciari R. Correlation between CMC and chromatographic index: simple and effective evaluation of the hydrophobic/ hydrophilic balance of bile acids. Anal Bioanal Chem. 2007;388:1681-1688.
Nelson E. Solution rate of theophylline salts and effects from oral administration. J Am Pharm Assoc. 1957;46:607–614.
Nernst W. Theorie der Reaktionsgeschwindigkeit in heterogenen Systemen. Z Phys Chem. 1904;47:52–55.
Nokhodchi A, Norouzi-Sani S, Siahi-Shadbad MR, Lotfipoor F și Saeedi M. The effect of various surfactants on the release rate of propranolol hydrochloride from hydroxypropylmethyl cellulose (HPMC)-Eudragit matrices. Eur. J. Pharm. Biopharm. 2002;54:349-56
Noushin B, Farrin SJ și Simin D. The Effect of Various Surfactants on Release Behavior of Procainamide HCl from Ethylcellulose Based Matrices Iranian J Pharm. Res.. 2005;-19.
Noyes AA și Whitney WR. The Rate of Dissolution of Solid Substances in Their Own Solutions. J Am Chem Soc. 1897;19:930–934.
Oh DM, Curl RL, Amidon GL. Estimating the fraction dose absorbed from suspensions of poorly soluble compounds in humans: a mathematical model. Pharm Res. 1993: 264–270.
Papadopoulou V, Kosmidis K, Vlachou M, Macheras P. On the use of the Weibull function for the discernment of drug release mechanisms. Int J Pharm. 2006;309:44–50.
Paria S, Khilar KC. A Review on Experimental Studies of Surfactant Adsorption at the Hydrophilic Solid-Water Interface. Adv Colloid Interface Sci., 2004,110:75-95.
Pedersen BL, Brondsted H, Lennernas H, Christensen FN, Mullertz A, Kristensen HG. Dissolution of hydrocortisone in human and simulated intestinal fluids. Pharm Res. 2000;17:183–189.
Pedersen S. Delay in the absorption rate of theophylline from a sustained release theophylline preparation caused by food. Br J Clin Pharmacol. 1981,12:904–905.
Pedersen S, Moller-Petersen J. Erratic absorption of a slow-release theophylline sprinkle product. Pediatrics. 1984;74:534–538.
Peppas NA. Analysis of Fickian and non-Fickian drug release from polymers. Pharm Acta Helv. 1985;60:110–111.
Persson EM, Gustafsson AS, Carlsson AS, Nilsson RG, Knutson L, Forsell P și colab. The effects of food on the dissolution of poorly soluble drugs in human and in model small intestinal fluids. Pharm Res. 2005,22:2141–2151.
Piscitelli SC, Goss Tf, Wilton Jh, D'andrea Dt., Goldstein H, Schentag Jj, Effects of Ranitidine and Sucralfate on Ketoconazole Bioavailability. Antimicro AgChemother. 1991. p. 1765-1771.
Poelma FG, Breäs R, Tukker JJ, Crommelin DJ. Intestinal absorption of drugs. The influence of mixed micelles on on the disappearance kinetics of drugs from the small intestine of the rat. J Pharm Pharmacol. 1991;43(5):317-24.
Polli, J.E., Yu, L.X., Cook, J.A. și colab. Summary workshop report: biopharmaceutics classification system—implementation challenges and extension opportunities. J Pharm Sci. 2004;93:1375–1381.
Popovici I, Lupuleasa D. Tehnologie farmaceutică, vol. 2, București: Ed. Polirom, 2008.
Pradeep MS, Yi T, Vinod PS. In-Vitro Dissolution Profile Comparison: Statistics and Analysis, Model Dependent Approach. Pharm Res. 1996;13(12):1799-1803.
Prasad VK, Shah VP, Knight P, Malinowski H, Cabana BE, Meyer, MC, Importance of media selection in establishment of in vitro in vivo relationships for quinidine gluconate. Int J Pharm. 1982;13:1–7.
Pujadas F. Surfactants in the world today. Chim Oggi. 1992;10,5:7-12.
Purcaru SO, Ionescu M, Raneti C, Anuța V, Mircioiu I, Belu I. Study of Nimesulide release from solid pharmaceutical formulations in Tween 80 solutions. Craiova Medicală. 2010;36(1):42-47.
Qiu Y, Chen Y, Zhang G, Liu L, Porter W. Developing solid oral dosage forms – Pharmaceutical Theory & Practice. First edition. Academic Press is an imprint of Elsevier, 30 Corporate Drive, Suite 400, Burlington, MA 01803, USA. 2009.
Reichen J, Paumgartner G. Kinetics of taurocholate uptake by the perfused rat liver. Gastroenter. 1975;68:132-136.
Reis S, Moutinho CG, Matos C, de Castro B, Gameiro P, Lima JL. Noninvasive methods to determine the critical micelle concentration of some bile acid salts. Anal Biochem; 2004;334:117-126.
Rieger MM. Surfactants, În Pharmaceutical dosage forms ; disperse sytems. ed. by Lieberman, H.A., Rieger, M.M., Banker, G.S., vol. 1, New York: M. Dekker Inc.; 1988.
Rinaki E, Dokoumetzidis A, Macheras P. The mean dissolution time depends on the dose/solubility ratio. Pharm Res. 2003a;20:406–408.
Rinaki E, Dokoumetzidis A, Valsami G, Macheras P. Identification of biowaivers among class II drugs: theoretical justification and practical examples. Pharm Res. 2004;21:1567–1572.
Rinaki E, Valsami G, Macheras P. The power law can describe the ‘entire’ drug release curve from HPMC-based matrix tablets: a hypothesis. Int J Pharm. 2003b;255:199–207.
Rinaki E, Valsami G, Macheras P. Quantitative biopharmaceutics classification system: the central role of dose/solubility ratio. Pharm Res. 2003c;20:1917–1925.
Ritger PL, Peppas NA. A simple equation for description of solute release II. Fickian and anomalous release from swellable devices. J Control Rel. 1987;5:37–42.
Rosen J M. Surfactants and Interfacial Phenomena, Third Edition, John Wiley and Sons, Inc.; 2004.
Russell DW, Setchell KDR. Bile acid biosynthesis. Biochem. 1992;31:4737–4749.
Sanghvi R. Drug solublization using N-methyl pyrrolidone: efficiency and mechanism. PhD Thesis. The University of Arizona; 2006.
Sanghvi T, Ni N,Yalkowsky SH. A simple modified absorption potential. Pharm Res. 2001;18:1794–1796.
Schick P. În Nonionic Surfactants. New York: Walley; 1986.
Shah VP, Konecny JJ, Everett RL, McCullough B, Noorizadeh AC și Skelly JP. In vitro dissolution profile of water-insoluble drug dosage forms in the presence of surfactants. Pharm. Res. 1989;6:612-18.
ShahVP, Prasad VK, Freeman C, Skelly JP, Cabana BE. Phenytoin II: in vitro–in vivo bioequivalence standard for 100-mg phenytoin sodium capsules. J Pharm Sci. 1983;72:309–310.
Shiau BJ, Harwell JH, Scamehorn JF. Precipitation of mixture of anionic and cationic surfactants (3.). Effect of added non-ionic surfactant. J Colloid Interf Sci. 1994;167(2):332-337.
Shick MJ. Nonionic surfactants. Physical chemistry. vol. 2, New York: M. Dekker Inc.; 1987.
Siepmann J, Faisant N, Akiki J, Richard J, Benoit JP. Effect of the size of biodegradable microparticles on drug release: experiment and theory. J Control Rel. 2004;96:123–134.
Siepmann J, Faisant N, Benoit JP. A new mathematical model quantifying drug release from bioerodible microparticles using Monte Carlo simulations. Pharm Res. 2002;19:1885–1893.
Siepmann J, Peppas NA. Modeling of drug release from delivery systems based on hydroxypropyl methylcellulose (HPMC). Adv Drug Deliv Rev. 2001;48:139–157.
Skelly JP. Bioavailability of sustained release dosage forms relationship with in-vitro dissolution. În: Yacobi A, Holperin-Walega E. (Eds.). Oral Sustained Release Formulations. New York: Pergamon; 1988. p. 57.
Skelly JP, Yau MK, Elkins JS, Yamamoto LA, Shah VP, Barr WH. In vitro topographical characterization as a predictor of in vivo controlled release quinidine gluconate bioavailability. Drug Dev Ind Pharm. 1986;12:1177–1201.
Small DM, Dowling RH, Redinger RN. The enterohepatic circulation of bile salts. Arch Intern Med. 1972;130:552–573.
Tao JC, Cussler EL, Evans DF. Accelerating gallstone dissolution. Proc Natl Acad Sci. U.S.A. 1974;71:3917–3921.
Tang L, Khan SU, Muhammad NA. Evaluation and selection of bio-relevant dissolution media for a poorly water soluble new chemical entity. Pharm Dev Technol. 2001;6:531-540.
Thadros, ThF. ed.: Surfactants. New York: Academic Press; 1984.
The Helsinki Declaration – Ethical Principles for Medical Research Involving Human Subjects, adopted by the 18th WMA General Assembly, Helsinki, Finland, June 1964, and amended by the 52nd World Medical Association General Assembly, Edinburgh, Scotland, October 2000.
Theeuwes F, Bayne W. Dosage form index: an objective criterion for evaluation of controlled-release drug delivery systems. J Pharm Sci. 1977;66:1388–1392.
Tomida H, Yotsuyangi T, Ikeda K. Chem Pharm Bull. 1978;26:2832-2841.
Trapani G, Altomare C, Franco M, Latrofa A, Liso G. Determination of hydrophile-lipophile balance of some polyetoxylated non-ionic surfactants by reversed-phase thin layer chromatography. Int J Pharm. 1995;116(1):95-99.
Tyrer JH, Eadie MJ, Sutherland JM, Hooper WD. Outbreak of anticonvulsant intoxication in an Australian city. Br Med J. 1970;4.271– 273.
Varley AB. The generic inequivalence of drugs. Jama. 1968;20:1745–1748.
Van der Meer JW, Keuning JJ, Scheijgrond HW, Heykants J, van Cutsem J. Influence of gastric acidity on the bioavailability of ketoconazole. J Antimicro. 1980;6:520–524.
Viseras C, Ismail Salem I, Rodriguez Galan IC, Cerezo Galan A, L6pez Galindo A. The effect of recrystallization on the crystal growth, melting point and solubility of ketoconazole. Thermochimica Acta. 1995;268:143-151.
Walderhaug H, Nystrom B, Hansen FK și Lindman B. Interactions of ionic surfactants with a non-ionic cellulose ether in solution and in the gel state studied by pulsed field gradient NMR. J. Phys. Chem. 1995;99:4672-78.
Walter K și Kurz H. Binding of drugs to human skin: influencing factors and the role of tissue lipids. J Pharm Pharmacol. 1988;40:689–693.
Wang TT, Kwei TK, Frisch HL. Diffusion in glassy polymers. 3. J Polym Sci. Part B: Polym Phys. 1969;7:2019–2028.
Warren DB, Chalmers DK, Hutchison K, Dang W, Pouton CW. Molecular dynamics simulations of spontaneous bile salt aggregation. Colloids Surfaces A. 2006;280:182-193.
Wearley L, Pagone J, Streicher A, Wickman A, Karim A. Possible in vitro model for explaining the effect on food on the absorption of theophylline from oral controlled release products. În: 12th International Symposium on Controlled Release of Bioactive Materials. Geneva: Switzerland; 1985.
Weiner IM, Lack L. Bile salts absorbtion; enterohepatic circulation. În C.F. Code (ed.), Handbook of physiology. Sect. VI, Alimentary canal, vol. V. Washington DC. Am Physiol Soc. 1968;73:1439.
Weitschies W, Kosch O, Monnikes H, Trahms L. Magnetic marker monitoring: an application of biomagnetic measurement instrumentation and principles for the determination of the gastrointestinal behavior of magnetically marked solid dosage forms. Adv Drug Deliv Rev. 2005;57:1210– 1222.
Wells ML și Parrott EL. Effect of surfactants on release of a highly water-soluble medicinal compound from an inert, heterogeneous matrix. J. Pharm. Sci. 1992;81:453-57.
Wilderman M. „U¨ ber die Geschwindigkeit molekularer und chemischer Reaktionen in heterogenen Systemen. Erster Teil. Z Phys Chem. 1909;66:45–495.
Willmann S, Schmitt W, Keldenich J, Dressman JB. A physiologic model for simulating gastrointestinal flowand drug absorption in rats. Pharm Res. 2003;20:1766–1771.
Willmann S, Schmitt W, Keldenich J, Lippert J, Dressman JB. A physiological model for the estimation of the fraction dose absorbed in humans. J Med Chem. 2004;47:4022–4031.
Wurster DE, Polli GP. Investigation of drug release from solids. IV. Influence of adsorption on the dissolution rate. J Pharm Sci. 1961,50:403–406.
Wurster DE, Taylor Jr.PW, Dissolution kinetics of certain crystalline forms of prednisolone. J Pharm Sci. 1965;54:670–676.
Yalkowsky S.H. Solubility and Solubilization in Aqueous Media . Oxford: Oxford University Press. UK; 1999.
Yazdanian M, Briggs K, Jankovsky C, Hawi A. The “high solubility” definition of the current FDA Guidance on Biopharmaceutical Classification System may be too strict for acidic drugs. Pharm Res. 2004;21:293– 299.
Yu LX, Amidon GL, Polli JE, Zhao H, Mehta MU, Conner DP și colab. Biopharmaceutics classification system: the scientific basis for biowaiver extensions. Pharm Res. 2002;19:921–925.
Zdanovskii AB. The role of the interphase solution in the kinetics of the solution of salts. Zhur Fiz Khim. (USSR) 1946;20.869–880.
Zhang H, Yao M, Morrison RA Chong S. Commonly Used Surfactant, Tween 80, Improves Absorption of P-Glycoprotein Substrate, Digoxin, in Rats. Arch Pharm Res. 2003;26, 9:768-772.
Zhou R, Moench P, Heran C, Lu X, Mathias N, Faria TN și colab. pH-Dependent Dissolution in Vitro and Absorption in Vivo of Weakly Basic Drugs: Development of a Canine Model. Pharm Res. 2005;22(2).
Zoeller T și Klein S. Simplified Biorelevant Media for Screening Dissolution Performance of Poorly Soluble Drugs. Diss Techn. November 2007:8-13.
bibliografie
Adamson AW, Gast AP. Physical Chemistry of Surfaces. 6th ed. New York: John Wiley & Sons; 1997.
Amidon GL, Lennernas H, Shah VP, Crison JR. A theoretical basis for a biopharmaceutic drug classification—the correlation of in-vitro drug product dissolution and in-vivo bioavailability. Pharm Res. 1985;12:413–420.
Amidon GE, Higuchi WI, Ho NF. Theoretical and Experimental Studies of transport of micelle-solubilized solutes, J Pharm Sci. 1964;53:532-535.
Anderson BD, Conradi RA, Knuth KE. Strategies in the design of solution-stable, water-soluble prodrugs I: A physical–organic approach to pro-moiety selection for 21-esters of corticosteroids. J Pharm Sci. 1985;74(4):365–374.
Arnarson T, Elworthy PV. J Pharm Pharmacol. 1980;32:381-392.
Asworth CT, Lawrance JF. Electron microscopic study of the lipid micelles in intestinal fat absorption. J Lipid Res. 1966;7: 465-472.
Attwood D, Florence AT. Physical Pharmacy. 2008; Pharmaceutical Press.
Avnir D. The Fractal Approach to Heterogeneous Chemistry. Chichester: John Willey & Sons; 1989.
Bates TR, Gibaldi M, Kanig JL. Rate of dissolution of griseofulvin and hexoestrol in bile salt solutions. Nature. 1966;210:1331–1333.
Biswas SC, Chattoraj DK. Kinetics of Adsorption of Cationic Surfactants at Silica-Water Interface. J Colloid Interface Sci. 1998;205(1):12-20.
Bjorkhem I. Mechanism of bile acid biosynthesis in mammalian liver. În: Danielsson H, Sjovall J, eds. Sterols and Bile Acids. Amsterdam, The Netherlands: BV Elsevier Science Publishers. 1985:231–277.
Blythe RH, Grass GM, Macdonnell DR. The formulation and evaluation of enteric coated aspirin tablets. Am J Pharm Sci Support. Public Health. 1959;131:206–216.
Bochner F, Hooper WD, Tyrer JH, Eadie MJ. Factors involved in an outbreak of phenytoin intoxication. J Neurol Sci. 1972;16: 481–487.
Borgström B. Absorption of fats. Physico–chemical aspects. În Malabsorption. Edinburgh Univ. Press. 1969:13.
Boxenbaum H. Absorption potential and its variants. Pharm. Res. 1893:16.
Brinck J, Jönsson B, Tiberg F. Kinetics of Nonionic Surfactant Adsorption and Desorption at the Silica-Water Interface: Binary Systems. Langmuir. 1998;14:5863.
Bruner L, Tolloczko S. U¨ ber die Auflo ¨sungsgeschwindigkeit Fester K¨ orper. Z Phys Chem. 1900;35:283–290.
Brunner E. Reaktionsgeschwindigkeit in heterogenen Systemen. Z Phys Chem. 1904;43:56–102.
Bunde A, Havlin S, Nossal R, Stanley HE, Weiss GH. On controlled diffusion-limited drug release from a leaky matrix. J Chem Phys. 1985;83:5909–5913.
Campagna FA, Cureton G, Mirigian RA, Nelson E. Inactive prednisone tablets USP XVI. J Pharm Sci. 1963;52:605–606.
Canali S. Bioavailability study. European Bulletin of Drug Research. 1992;1(2):37-43.
Carey MC, Small DM. Micelle formation by bile salts. Physico-chemical and thermodynamic considerations. Arch Intern Med. 1972;130:506-527.
Carlson JA, Mann HJ, Canafax DM. Effect of pH on disintegration and dissolution of ketoconazole tablets. Am J Hosp Pharm. 1983;40:1334–1336.
Carrol BJ. Physical aspects of detergency. Coll Surfaces/A. 1993;74,2/3:131-133.
Chapron DJ, Kramer PA, Mariano SL, Hohnadel DC. Effect of calcium and antacids on phenytoin bioavailability. Arch Neurol. 1979;36:436–438.
Chavrolin J. Systemes moleculaires organises. Systemes d'amphiphiles -films et structures cloisonnees. CNRS. 1994;2:1-8.
Chiou WL. Mechanism of increased rates of dissolution and oral absorption of chloramphenicol from chloramphenicol-urea solid dispersion system. J Pharm Sci. 1971;60:1406–1408.
Clarke’s Analysis of Drugs and Poisons. Editia a 3-a. Londra: Pharmaceutical Pres; 2003.
Cloyd JC, Gumnit RJ, Lesar TS. Reduced seizure control due to spoiled phenytoin capsules2. Ann Neurol. 1980;7:191–193.
Collett JH, Koo L. J Pharm Sci. 1975;64:1253-1259.
Cordoba-Dıaz D, Cordoba-Dıaz M, Awad S, Cordoba-Borrego M. Effect of pharmacotechnical design on the in vitro interaction of ketoconazole tablets with non-systemic antacids. Inter J Pharm. 2001;226:61–68.
Connors KA. Thermodynamics of pharmaceutical systems – An introduction for students of pharmacy, School of Pharmacy – University of Wisconsin—Madison, , New Jersey: John Wiley & Sons, Inc., Publication, by John Wiley & Sons, Hoboken. 2002.
Cowen AE, Korman MG, Hofmann AF, Cass O. Metabolism of lithocholate on healty men. 1. Biotransformation and biliary excretion of intravenously administered lithocholate and lithocholylglycine and their sulfates. Gastroenterology. 1975;69:59-66.
Dakkuri A, Schroeder HG și Deluca PP. Sustained release from inert wax matrices. ii: effect of surfactants on tripelennamine hydrochloride release. J. Pharm.Sci. 1978;67:355-57.
Daly PB, Davis SS și Kennerley JW. Effect of anionic surfactants on the release of chlorpheniramine from a polymer matrix tablet. Int. J. Pharm. 1984;18:201-5.
D’Arcy DM, Corrigan OI, Healy AM. Hydrodynamic simulation (computational fluid dynamics) of asymmetrically positioned tablets in the paddle dissolution apparatus: impact on dissolution rate and variability. J Pharm Pharmacol. 2005;57:1243–1250.
D’Arcy DM, Corrigan OI, Healy AM. Evaluation of hydrodynamics in the basket dissolution apparatus using computational fluid dynamics—dissolution rate implications. Eur J Pharm Sci. 2006;27:259–267.
Danckwerts PV. Significance of liquid-film coefficients in gas absorption. Ing Eng Chem. 1951;43:1460–1467.
Daneshmend TK. și colab. J Antimicrob Chemother. 1981;8:299–304.
Daneshmend TK, Warnock DW. Clin Pharmacokinet. 1983;–42.
Danielsson H. Influence of Bile Acids on Digestion and Absorption of Lipids. Am J of Clin Nutr. 1963;12:214-21.
Debrot R. Surfactants anecoethics. Chim Oggi, 1993;11,7/8:34-36.
Debye P, Anacker EW. Micelle shape from dissymmetry measurements. J Phys Colloid Chem. 1951;55:644-55.
Dokoumetzidis A, Macheras P. A century of dissolution research: From Noyes and Whitney to the Biopharmaceutics Classification System. Inter J Pharm. 2006;321:1–11.
Dokoumetzidis A, Papadopoulou V, Macheras P. Analysis of dissolution data using modified versions of Noyes–Whitney equation and the Weibull function. Pharm Res. 2006;23:256–261.
Dowling RH. The enterohepatic circulation”, Gastroenterology. 1972;62:122-140.
Dressman JB, Amidon GL, Fleisher D. Absorption potential: estimating the fraction absorbed for orally administered compounds2. J Pharm Sci. 1985;74:588–589.
Dressman JB, Amidon GL, Reppas C, Shah VP. Dissolution testing as a prognostic tool for oral drug absorption: immediate release dosage forms. Pharm Res. 1998;15:11–22.
Dressman JB, Reppas C. In vitro–in vivo correlations for lipophilic, poorly water-soluble drug. Eur J Pharm Sci. 2000;11(2):S73–S80.
Edwards LJ. The dissolution and diffusion of aspirin in aqueous media. Trans Faraday Soc. 1951;47:1191–1210.
Efentakis M. Release kinetics of flurbiprofen from hydrophobic heterogeneous matrices containing surfactant. Int. J. Pharm. 1992;85:R1-R4.
Efentakis M, Al-Hmoud H, Buckton G și Rajan Z. The influence of surfactants on drug release from a hydrophobic matrix. Int. J. Pharm. 1991;70:153-58.
Elworthy PH, Florence AT, Macfarlane CB. Solubilization by Surface-Active Agents and its Applications in Chemistry and the Biological Sciences. London: Chapman & Hall; 1968.
Enscore DJ, Hopfenberg HB, Stannett VT. Effect of particle-size on mechanism controlling normal-hexane sorption in glassy polystyrene microspheres. Polymer. 1977;18:793–800.
Faassen F, Vromans H. Biowaivers for oral immediate-release products: implications of linear pharmacokinetics. Clin Pharmacokinet. 2004;43:1117–1126.
Farmacopeea Română – ediția a X-a. București: Agenția Națională a Medicamentului. Editura Medicală; 2008.
FDA. Guidance for Industry, Waiver of In Vivo Bioavailability and Bioequivalence Studies for Immediate Release Solid Oral Dosage Forms based on a Biopharmaceutics Classification System. FDA/CDER; 2000.
FDA. Guidance for Industry on Food-Effect Bioavailability and Fed Bioequivalance Studies; availability. FDA; 2002.
Feely LC și Davis SS. Influence of surfactants on drug release from hydroxypropylmethyl cellulose matrices. Int. J. Pharm. 1988;41:83-90.
Filleborn V.M. Am J Pharm. 1948;120:233.
Finholt JL. Influence of formulation on dissolution rate. În: Leeson LJ, Carstensen JT. (Eds.), Dissolution Technology. Washington: American Pharmaceutical Association, , DC, 1974; pp. 106–146.
FIP. FIP guidelines for dissolution testing of solid oral products. Pharm Ind. 1981;42:334–343.
Florence AT, Attwood D. Psysicochemical Principles of Pharmacy. London: Macmillan; 1993.
Food and Drug Administration (FDA) Center for Drug Evaluation and Research (CDER). Guidance for Industry. Modified Release Solid Oral Dosage Forms: Scale up and Post Approval Changes (SUPAC): Chemistry, Manufacturing and Controls, In Vitro Dissolution Testing and In Vivo Bioequivalence Documentation. Rockville, MD:FDA; 1997.
Fraser EJ, Leach RH, Poston JW. Bioavailability of digoxin. Lancet. 1972;2:541.
Fröhling W, Stiehl A. Bile salt glucuronides: identification and quantitative analysis in the urine of patients with cholestasis. Eur J Clin Invest. 1976;6:67–74.
Fu JC, Hagemeir C, Moyer DL, Ng EW. Unified mathematical model for diffusion from drug–polymer composite tablets. J Biomed Mater Res. 1976;10:743–758.
Galia E, Nicolaides E, Horter D, Lobenberg R, Reppas C, Dressman JB.. Evaluation of various dissolution media for predicting in vivo performance of class I and II drugs. Pharm Res. 1998;15:698–705.
GCPMP Good Clinical Practice for Medicinal Products in European Community, July, 1990.
Gibaldi M, Feldman S. Establishment of sink conditions in dissolution rate determinations. Theoretical considerations and application to nondisintegrating dosage forms. J Pharm Sci. 1967;56:1238–1242.
Good RJ, van Oss CJ. În Modern Approaches to Wettability: Theory and Applications, Eds: Schrader ME și Loeb G. New York: Plenum Press. 1992; pp. 1-27.
Griffin WC. Classification of Surface-Active Agents by 'HLB'. J Soc Cosmetic Chem. 1949;1:311.
Griffin WC. Calculation of HLB Values of Non-Ionic Surfactants. J Soc Cosmetic Chem. 1954;5:259.
Grigorescu m, tăpălagă d, dumitrașcu d. Patologia clinică a acizilor biliari. Cluj-Napoca: Ed. Dacia; 1963.
Gu T, și Sjeblom. J Colloid Surfs. 1992;64:39.
Gu CH, Gandhi RB, Tay LK, Zhou S, Raghavan K. Importance of using physiologically relevant volume of dissolution medium to correlate the oral exposure of formulations of BMS-480188 mesylate. Int J Pharm. 2004;269:195-202.
Hamlin WE, Northam JI, Wagner JG. Relationship between in vitro dissolution rates and solubilities of numerous compounds representative of various chemical species. J Pharm Sci. 1965;54:1651-1653.
Hartley GS. Aqueous Solutions of Paraffin Chain Salts, A Study in Micelle Formation. : Hermann et Cie; 1936.
Hendeles L,Weinberger M, Milavetz G, Hill M, Vaughan L. Food-induced dose-dumping from a once-a-day theophylline product as a cause of theophylline toxicity. Chest. 1985;87:758–765.
Higuchi T. Rate of release of medicaments from ointment bases containing drugs in suspension. J Pharm Sci. 1961;50:874–875.
Hillgren A, Lindgren J, și Aldén M. Protection mechanism of Tween 80 during freeze–thawing of a model protein, LDH. Inter J Pharm. 2002;237(1-2):57-69.
Hixson AW, Crowell JH. Dependence of reaction velocity upon surface and agitation. Ind Eng Chem. 1931;23:923–931.
Hoeschele Jd, Roy Ak, Pecoraro Vl, In vitro analysis of the interaction between sucralfate and ketoconazole – antimicrobial agents and chemotherapy. 1994:319-325.
Hoffmann NE, Hofmann AF. Metabolism of steroid and aminoacid moieties of conjugated bile acid in man,VI. Description and validationof a multicompartimental model. Gastroenterology. 1974;67:887-897.
Hofmann AF. Function of bile in the alimentary canal. În C.F. Code (ed.), Handbook of physiology, Sect. VI, Alimentary canal, vol. V, Washington D C: Am. Physiol. Soc. Ch. 1968;117:2507.
hofmann AF. The enterohepatic circulation of bile acids in man. Clinics in Gastroenterol. 1977;6:3-24.
Hofmann AF și Hagey LR. Bile acids and biliary disease: peaceful coexistence versus deadly warfare. În: Gut and Liver, edited by Blum HE, Bode C, Bode JC și Sartor RB. Lancaster, UK: Kluwer Academic. 1998; p. 85–103.
Hofmann AF și Mysels KJ. Bile salts as biological surfactants. Colloids Surfaces. 1988;30: 145–173.
Hofmann AF. Clinical implication of the physico-chemical studies on bile salts. Gastroenterology. 1965;48:484-494.
Hofmann AF. A physico-chemical approach to the intraluminal phase of fat absorption. gastroenterology. 1966;50:56-64.
Hofmann AF. Bile Acids: The Good, the Bad, and the Ugly. News Physiol Sci. 1999;14:24-29.
Hofmann AF, Sjövall J, Kurz G, Radominska A, Schteingart CD, Tint GS, și colab., A proposed nomenclature for bile acids. J Lipid Res; 1992;33:599-604.
Ismail AA, Gouda MW, Motawi MM. J Pharm Sci. 1970;59:220- 228.
Jain P, Yalkowsky SH. Solubilization of poorly soluble compounds using 2-pyrrolidone. Inter J Pharm. 2007;342(1-2):1-5.
Jamzad S și Fassihi R. Role of Surfactant and pH on Dissolution Properties of Fenofibrate and Glipizide, AAPS PharmSciTech. 2006;7(2):33.
Jantratid E, Dressman J. Biorelevant Dissolution Media Simulating the Proximal Human Gastrointestinal Tract: An Uptade. Diss Techn. August 2009:21-25.
Jounela AJ, Pentikainen PJ, Sothmann A. Effect of particle size on the bioavailability of digoxin. Eur. J Clin Pharmacol. 1975;8:365–370.
Kasim NA, Whitehouse M, Ramachandran C, Bermejo M, Lennernas H, Hussain AS. și colab. Molecular properties of WHO essential drugs and provisional biopharmaceutical classification. Mol Pharm. 2004;1:85–96.
Kaus LC, Gillespie WR, Hussain AS, Amidon GL. The effect of in vivo dissolution, gastric emptying rate, and intestinal transit time on the peak concentration and area-under-the-curve of drugs with different gastrointestinal permeabilities. Pharm Res. 1999,16:272–280.
Kim C-ju. Advanced pharmaceutics – Physicochemical principles, Boca Raton, Florida 33431; 2004.
Kjellin URK, Cloesson PM și Linse P. Langmuir. 2002,18:6745.
Khantri J, Qassim A, Abed O, Abraham B, Al-Lami A, Masood A. A novel extractionless HPLC Fluorescence method for the determination of Glyburide in human plasma: Application to a Bioequivalence Study. J Pharm Pharmaceut Sci. 2001;4(2):201-206.
Klein S. Generation of B iorelevant Media Profiles for Prediction of Food Effects on Release from MR Dosage Forms. Diss Techn. August 2009:39-40.
Kosmidis K, Argyrakis P, Macheras P. A reappraisal of drug release laws using Monte Carlo simulations: the prevalence of the Weibull function. Pharm Res. 2003b;20:988–995.
Kosmidis K, Argyrakis P, Macheras P. Fractal kinetics in drug release from finite fractal matrices. J Chem Phys. 2003a;119:6373–6377.
Kostewicz ES, Carlsson AS, Hanisch G, Nilsson RG, Lofgren L, Abrahamsson B. Comparison of dog and human intestinal fluid and its impact on solubility estimations. Eur J Pharm Sci. 2002;17:S111.
Kunleda H, Shinoda K. Evaluation of the hidrophile – lipophile balance (HLB) of nonionic surfactants. J Colloid Interface Sci. 1985;107:107-111.
Lagas M, Jonkman JHG. Greatly enhanced bioavailability of theophylline on postprandial administration of a sustained-release tablet. Eur J Clin Pharmacol. 1983;24:761–767.
Langenbucher F. Linearization of dissolution rate curves by the Weibull distribution. J Pharm Pharmacol. 1972;24(12):979-981.
Lansky P, Weiss M. Does the dose-solubility ratio affect the mean dissolution time of drugs? Pharm Res. 1999;16:1470–1476.
Lasic DD. Mixed micelles in drug delivery. Nature. 1992;355:279–280.
Leidreiter HL, Gruning B, Kaseborn D. Amphoteric surfactants, processing, production, composition and properties. Int J Cosmet Sci. 1997;10(5):239-243.
Levich VG. Physicochemical Hydrodynamics. Prentice-Hall, New York: Englewood Cliffs; 1962.
Levy G. Effect of particle size on dissolution and gastrointestinal absorption rates of pharmaceuticals. Am J Pharm Sci Support. Public Health. 1963;135:78–92.
Levy G. Effect of dosage form properties on therapeutic efficacy of tolbutamide tablets. Can Med Assoc J. 1964;90:978–979.
Levy G, Hall NA, Nelson E. Studies on inactive prednisone tablets USP XVI. Am J Hosp Pharm. 1964;21:402.
Lindenbaum J, Mellow MH, Blackstone MO, Butler JrVP. Variation in biologic availability of digoxin from four preparations. N Engl J Med. 1971;285:1344–1347.
Lindenberg M, Kopp S, Dressman JB. Classification of orally administered drugs on the World Health Organization Model list of essential medicines according to the biopharmaceutics classification system. Eur J Pharm Biopharm. 2004;58.265–278.
Lipowski S. The UK Patent Office. 1934;523:594.
Macheras P, Argyrakis P. Gastrointestinal drug absorption: Is it time to consider heterogeneity as well as homogeneity?. Pharm Res. 1997;14:842–847.
Macheras P, Iliadis A. Modeling in Biopharmaceutics, Pharmacokinetics and Pharmacodynamics: Homogeneous and Heterogeneous Approaches. New York: Springer; 2006.
Macheras P, Koupparis M, Antimisiaris S. An invitro model for exploring CR theophylline milk-fat interactions. Int J Pharm. 1989;54:123–130.
Macheras P, Koupparis M, Apostolelli E. Dissolution of four controlled-release theophylline formulations in milk. Int J Pharm. 1987;36:73–79.
, Symillides MY. Toward a quantitative approach for the prediction of the fraction of dose absorbed using the absorption potential concept. Biopharm Drug Dispos. 1989;–53.
MacLeod C, Rabin H, Ruedy J, Caron M, Zarowny D, Davies R. Comparative bioavailability of three brands of ampicillin. Can Med Assoc J. 1972;107:203–209.
Malik WU, Jhamb OP. Critical micelle concentration of some polyoxyethylated non-ionic surfactants and the effect of additives. Colloid & Polymer Sci. 1970;242(1-2):1209-1211.
Martin A. Pysichal Pharmacy. 4th ed. Philadelphia: Lea&Febiger; 1993.
Martin CM, Rubin M, O’Malley WG, Garagusi VF, McCauley CE. Brand, generic drugs differ in man. JAMA 205 (medical news section), 1968;23.
Maturu PK, Prasad VK,Worsley WN, Shiu GK, Skelly JP. Influence of a high-fat breakfast on the bioavailability of theophylline controlledrelease formulations—an in vitro demonstration of an in vivo observation. J Pharm Sci. 1986;75:1205–1206.
McBain JW și Marsden SS. The structural types of aqueous systems of surface-active substances and their X-ray diffraction characteristics. Acta Cryst. 1948;1:270-272.
McBain JW. Trans Faraday Soc. 1913;9:99.
McBain MEL și Hutchinson E. În Solubilization and Related Phenomena. New York: Academic Press; 1965.
McCarthy LG, Bradley G, Sexton JC, Corrigan OI, Healy AM. Computational fluid dynamics modeling of the paddle dissolution apparatus: agitation rate, mixing patterns, and fluid velocities. AAPS PharmSciTech. 2004;5:E31.
McCarthy LG, Kosiol C, Healy AM, Bradley G, Sexton JC. Corrigan OI. Simulating the hydrodynamic conditions in the United States Pharmacopeia paddle dissolution apparatus. AAPS PharmSciTech. 2003;4:E22.
Mittal KL. Surfactant in solutions. ed. M. Dekker Inc. N.J.: 1984 (vol. 1, 2, 3), 1986 (4, 5, 6), 1989 (7, 8, 9, 10).
Miyamoto S. A theory of the rate of solution of solid into liquid. Trans Faraday Soc. 1933;29:789–794.
Mircioiu C, Miron D, Rădulescu F, Ghiciuc C, Mircioiu I. Elemente de biofarmacie și farmacocinetică. Vol. I. Fundamente; București. Ed. Univ. Carol Davila; 2008.
Moltke LL, Greenblatt DJ, Harmatz JS, Duan SX, Harrel LM, Cotreau-Bibbo MM și colab. Triazolam biotransformation by human liver microsomes in vitro: Effects of metabolic inhibitors and clinical confirmation of a predicted interaction with ketoconazole, J Pharmacol Exp Ther. 1996;276:370-379.
Monte MJ, Marin JJG, Antelo A, Vazquez-Tato J. Bile acids: Chemistry, physiology, and pathophysiology. World J Gastroenterol; 2009;15(7):804-816.
Morrison AB, Campbell JA. Tablet disintegration and physiological availability of drugs. J Pharm Sci. 1965;54:1–8.
Mosbach EH. Hepatic synthesis of bile acids. Arch Intern Med. 1972;130478-487.
Myers D. Surfactant science and technology. Third Edition. John Wiley and Sons, Inc; 2006.
Nagashima R. Development and characteristics of sucralfate. J Clin Gastroenterol. 1981;3(suppl. 2):103-110.
Nakagawa T, Kuryiama K, Inone H. J Colloid Interface Sci. 1960;15:268-276.
Natalini B, Sardella R, Camaioni E, Gioiello A, Pellicciari R. Correlation between CMC and chromatographic index: simple and effective evaluation of the hydrophobic/ hydrophilic balance of bile acids. Anal Bioanal Chem. 2007;388:1681-1688.
Nelson E. Solution rate of theophylline salts and effects from oral administration. J Am Pharm Assoc. 1957;46:607–614.
Nernst W. Theorie der Reaktionsgeschwindigkeit in heterogenen Systemen. Z Phys Chem. 1904;47:52–55.
Nokhodchi A, Norouzi-Sani S, Siahi-Shadbad MR, Lotfipoor F și Saeedi M. The effect of various surfactants on the release rate of propranolol hydrochloride from hydroxypropylmethyl cellulose (HPMC)-Eudragit matrices. Eur. J. Pharm. Biopharm. 2002;54:349-56
Noushin B, Farrin SJ și Simin D. The Effect of Various Surfactants on Release Behavior of Procainamide HCl from Ethylcellulose Based Matrices Iranian J Pharm. Res.. 2005;-19.
Noyes AA și Whitney WR. The Rate of Dissolution of Solid Substances in Their Own Solutions. J Am Chem Soc. 1897;19:930–934.
Oh DM, Curl RL, Amidon GL. Estimating the fraction dose absorbed from suspensions of poorly soluble compounds in humans: a mathematical model. Pharm Res. 1993: 264–270.
Papadopoulou V, Kosmidis K, Vlachou M, Macheras P. On the use of the Weibull function for the discernment of drug release mechanisms. Int J Pharm. 2006;309:44–50.
Paria S, Khilar KC. A Review on Experimental Studies of Surfactant Adsorption at the Hydrophilic Solid-Water Interface. Adv Colloid Interface Sci., 2004,110:75-95.
Pedersen BL, Brondsted H, Lennernas H, Christensen FN, Mullertz A, Kristensen HG. Dissolution of hydrocortisone in human and simulated intestinal fluids. Pharm Res. 2000;17:183–189.
Pedersen S. Delay in the absorption rate of theophylline from a sustained release theophylline preparation caused by food. Br J Clin Pharmacol. 1981,12:904–905.
Pedersen S, Moller-Petersen J. Erratic absorption of a slow-release theophylline sprinkle product. Pediatrics. 1984;74:534–538.
Peppas NA. Analysis of Fickian and non-Fickian drug release from polymers. Pharm Acta Helv. 1985;60:110–111.
Persson EM, Gustafsson AS, Carlsson AS, Nilsson RG, Knutson L, Forsell P și colab. The effects of food on the dissolution of poorly soluble drugs in human and in model small intestinal fluids. Pharm Res. 2005,22:2141–2151.
Piscitelli SC, Goss Tf, Wilton Jh, D'andrea Dt., Goldstein H, Schentag Jj, Effects of Ranitidine and Sucralfate on Ketoconazole Bioavailability. Antimicro AgChemother. 1991. p. 1765-1771.
Poelma FG, Breäs R, Tukker JJ, Crommelin DJ. Intestinal absorption of drugs. The influence of mixed micelles on on the disappearance kinetics of drugs from the small intestine of the rat. J Pharm Pharmacol. 1991;43(5):317-24.
Polli, J.E., Yu, L.X., Cook, J.A. și colab. Summary workshop report: biopharmaceutics classification system—implementation challenges and extension opportunities. J Pharm Sci. 2004;93:1375–1381.
Popovici I, Lupuleasa D. Tehnologie farmaceutică, vol. 2, București: Ed. Polirom, 2008.
Pradeep MS, Yi T, Vinod PS. In-Vitro Dissolution Profile Comparison: Statistics and Analysis, Model Dependent Approach. Pharm Res. 1996;13(12):1799-1803.
Prasad VK, Shah VP, Knight P, Malinowski H, Cabana BE, Meyer, MC, Importance of media selection in establishment of in vitro in vivo relationships for quinidine gluconate. Int J Pharm. 1982;13:1–7.
Pujadas F. Surfactants in the world today. Chim Oggi. 1992;10,5:7-12.
Purcaru SO, Ionescu M, Raneti C, Anuța V, Mircioiu I, Belu I. Study of Nimesulide release from solid pharmaceutical formulations in Tween 80 solutions. Craiova Medicală. 2010;36(1):42-47.
Qiu Y, Chen Y, Zhang G, Liu L, Porter W. Developing solid oral dosage forms – Pharmaceutical Theory & Practice. First edition. Academic Press is an imprint of Elsevier, 30 Corporate Drive, Suite 400, Burlington, MA 01803, USA. 2009.
Reichen J, Paumgartner G. Kinetics of taurocholate uptake by the perfused rat liver. Gastroenter. 1975;68:132-136.
Reis S, Moutinho CG, Matos C, de Castro B, Gameiro P, Lima JL. Noninvasive methods to determine the critical micelle concentration of some bile acid salts. Anal Biochem; 2004;334:117-126.
Rieger MM. Surfactants, În Pharmaceutical dosage forms ; disperse sytems. ed. by Lieberman, H.A., Rieger, M.M., Banker, G.S., vol. 1, New York: M. Dekker Inc.; 1988.
Rinaki E, Dokoumetzidis A, Macheras P. The mean dissolution time depends on the dose/solubility ratio. Pharm Res. 2003a;20:406–408.
Rinaki E, Dokoumetzidis A, Valsami G, Macheras P. Identification of biowaivers among class II drugs: theoretical justification and practical examples. Pharm Res. 2004;21:1567–1572.
Rinaki E, Valsami G, Macheras P. The power law can describe the ‘entire’ drug release curve from HPMC-based matrix tablets: a hypothesis. Int J Pharm. 2003b;255:199–207.
Rinaki E, Valsami G, Macheras P. Quantitative biopharmaceutics classification system: the central role of dose/solubility ratio. Pharm Res. 2003c;20:1917–1925.
Ritger PL, Peppas NA. A simple equation for description of solute release II. Fickian and anomalous release from swellable devices. J Control Rel. 1987;5:37–42.
Rosen J M. Surfactants and Interfacial Phenomena, Third Edition, John Wiley and Sons, Inc.; 2004.
Russell DW, Setchell KDR. Bile acid biosynthesis. Biochem. 1992;31:4737–4749.
Sanghvi R. Drug solublization using N-methyl pyrrolidone: efficiency and mechanism. PhD Thesis. The University of Arizona; 2006.
Sanghvi T, Ni N,Yalkowsky SH. A simple modified absorption potential. Pharm Res. 2001;18:1794–1796.
Schick P. În Nonionic Surfactants. New York: Walley; 1986.
Shah VP, Konecny JJ, Everett RL, McCullough B, Noorizadeh AC și Skelly JP. In vitro dissolution profile of water-insoluble drug dosage forms in the presence of surfactants. Pharm. Res. 1989;6:612-18.
ShahVP, Prasad VK, Freeman C, Skelly JP, Cabana BE. Phenytoin II: in vitro–in vivo bioequivalence standard for 100-mg phenytoin sodium capsules. J Pharm Sci. 1983;72:309–310.
Shiau BJ, Harwell JH, Scamehorn JF. Precipitation of mixture of anionic and cationic surfactants (3.). Effect of added non-ionic surfactant. J Colloid Interf Sci. 1994;167(2):332-337.
Shick MJ. Nonionic surfactants. Physical chemistry. vol. 2, New York: M. Dekker Inc.; 1987.
Siepmann J, Faisant N, Akiki J, Richard J, Benoit JP. Effect of the size of biodegradable microparticles on drug release: experiment and theory. J Control Rel. 2004;96:123–134.
Siepmann J, Faisant N, Benoit JP. A new mathematical model quantifying drug release from bioerodible microparticles using Monte Carlo simulations. Pharm Res. 2002;19:1885–1893.
Siepmann J, Peppas NA. Modeling of drug release from delivery systems based on hydroxypropyl methylcellulose (HPMC). Adv Drug Deliv Rev. 2001;48:139–157.
Skelly JP. Bioavailability of sustained release dosage forms relationship with in-vitro dissolution. În: Yacobi A, Holperin-Walega E. (Eds.). Oral Sustained Release Formulations. New York: Pergamon; 1988. p. 57.
Skelly JP, Yau MK, Elkins JS, Yamamoto LA, Shah VP, Barr WH. In vitro topographical characterization as a predictor of in vivo controlled release quinidine gluconate bioavailability. Drug Dev Ind Pharm. 1986;12:1177–1201.
Small DM, Dowling RH, Redinger RN. The enterohepatic circulation of bile salts. Arch Intern Med. 1972;130:552–573.
Tao JC, Cussler EL, Evans DF. Accelerating gallstone dissolution. Proc Natl Acad Sci. U.S.A. 1974;71:3917–3921.
Tang L, Khan SU, Muhammad NA. Evaluation and selection of bio-relevant dissolution media for a poorly water soluble new chemical entity. Pharm Dev Technol. 2001;6:531-540.
Thadros, ThF. ed.: Surfactants. New York: Academic Press; 1984.
The Helsinki Declaration – Ethical Principles for Medical Research Involving Human Subjects, adopted by the 18th WMA General Assembly, Helsinki, Finland, June 1964, and amended by the 52nd World Medical Association General Assembly, Edinburgh, Scotland, October 2000.
Theeuwes F, Bayne W. Dosage form index: an objective criterion for evaluation of controlled-release drug delivery systems. J Pharm Sci. 1977;66:1388–1392.
Tomida H, Yotsuyangi T, Ikeda K. Chem Pharm Bull. 1978;26:2832-2841.
Trapani G, Altomare C, Franco M, Latrofa A, Liso G. Determination of hydrophile-lipophile balance of some polyetoxylated non-ionic surfactants by reversed-phase thin layer chromatography. Int J Pharm. 1995;116(1):95-99.
Tyrer JH, Eadie MJ, Sutherland JM, Hooper WD. Outbreak of anticonvulsant intoxication in an Australian city. Br Med J. 1970;4.271– 273.
Varley AB. The generic inequivalence of drugs. Jama. 1968;20:1745–1748.
Van der Meer JW, Keuning JJ, Scheijgrond HW, Heykants J, van Cutsem J. Influence of gastric acidity on the bioavailability of ketoconazole. J Antimicro. 1980;6:520–524.
Viseras C, Ismail Salem I, Rodriguez Galan IC, Cerezo Galan A, L6pez Galindo A. The effect of recrystallization on the crystal growth, melting point and solubility of ketoconazole. Thermochimica Acta. 1995;268:143-151.
Walderhaug H, Nystrom B, Hansen FK și Lindman B. Interactions of ionic surfactants with a non-ionic cellulose ether in solution and in the gel state studied by pulsed field gradient NMR. J. Phys. Chem. 1995;99:4672-78.
Walter K și Kurz H. Binding of drugs to human skin: influencing factors and the role of tissue lipids. J Pharm Pharmacol. 1988;40:689–693.
Wang TT, Kwei TK, Frisch HL. Diffusion in glassy polymers. 3. J Polym Sci. Part B: Polym Phys. 1969;7:2019–2028.
Warren DB, Chalmers DK, Hutchison K, Dang W, Pouton CW. Molecular dynamics simulations of spontaneous bile salt aggregation. Colloids Surfaces A. 2006;280:182-193.
Wearley L, Pagone J, Streicher A, Wickman A, Karim A. Possible in vitro model for explaining the effect on food on the absorption of theophylline from oral controlled release products. În: 12th International Symposium on Controlled Release of Bioactive Materials. Geneva: Switzerland; 1985.
Weiner IM, Lack L. Bile salts absorbtion; enterohepatic circulation. În C.F. Code (ed.), Handbook of physiology. Sect. VI, Alimentary canal, vol. V. Washington DC. Am Physiol Soc. 1968;73:1439.
Weitschies W, Kosch O, Monnikes H, Trahms L. Magnetic marker monitoring: an application of biomagnetic measurement instrumentation and principles for the determination of the gastrointestinal behavior of magnetically marked solid dosage forms. Adv Drug Deliv Rev. 2005;57:1210– 1222.
Wells ML și Parrott EL. Effect of surfactants on release of a highly water-soluble medicinal compound from an inert, heterogeneous matrix. J. Pharm. Sci. 1992;81:453-57.
Wilderman M. „U¨ ber die Geschwindigkeit molekularer und chemischer Reaktionen in heterogenen Systemen. Erster Teil. Z Phys Chem. 1909;66:45–495.
Willmann S, Schmitt W, Keldenich J, Dressman JB. A physiologic model for simulating gastrointestinal flowand drug absorption in rats. Pharm Res. 2003;20:1766–1771.
Willmann S, Schmitt W, Keldenich J, Lippert J, Dressman JB. A physiological model for the estimation of the fraction dose absorbed in humans. J Med Chem. 2004;47:4022–4031.
Wurster DE, Polli GP. Investigation of drug release from solids. IV. Influence of adsorption on the dissolution rate. J Pharm Sci. 1961,50:403–406.
Wurster DE, Taylor Jr.PW, Dissolution kinetics of certain crystalline forms of prednisolone. J Pharm Sci. 1965;54:670–676.
Yalkowsky S.H. Solubility and Solubilization in Aqueous Media . Oxford: Oxford University Press. UK; 1999.
Yazdanian M, Briggs K, Jankovsky C, Hawi A. The “high solubility” definition of the current FDA Guidance on Biopharmaceutical Classification System may be too strict for acidic drugs. Pharm Res. 2004;21:293– 299.
Yu LX, Amidon GL, Polli JE, Zhao H, Mehta MU, Conner DP și colab. Biopharmaceutics classification system: the scientific basis for biowaiver extensions. Pharm Res. 2002;19:921–925.
Zdanovskii AB. The role of the interphase solution in the kinetics of the solution of salts. Zhur Fiz Khim. (USSR) 1946;20.869–880.
Zhang H, Yao M, Morrison RA Chong S. Commonly Used Surfactant, Tween 80, Improves Absorption of P-Glycoprotein Substrate, Digoxin, in Rats. Arch Pharm Res. 2003;26, 9:768-772.
Zhou R, Moench P, Heran C, Lu X, Mathias N, Faria TN și colab. pH-Dependent Dissolution in Vitro and Absorption in Vivo of Weakly Basic Drugs: Development of a Canine Model. Pharm Res. 2005;22(2).
Zoeller T și Klein S. Simplified Biorelevant Media for Screening Dissolution Performance of Poorly Soluble Drugs. Diss Techn. November 2007:8-13.
Copyright Notice
© Licențiada.org respectă drepturile de proprietate intelectuală și așteaptă ca toți utilizatorii să facă același lucru. Dacă consideri că un conținut de pe site încalcă drepturile tale de autor, te rugăm să trimiți o notificare DMCA.
Acest articol: Medicamentele Acide Si Cele Bazice (ID: 157280)
Dacă considerați că acest conținut vă încalcă drepturile de autor, vă rugăm să depuneți o cerere pe pagina noastră Copyright Takedown.