Actiunea Rovralului Asupra Unor Parametri Histofiziologici la Caras

CUPRINS

INTRODUCERE………………………………………………………………………..4

CAPITOLUL I. : BIOLOGIA PEȘTILOR OSOȘI……………………..6

1.1. Particularitățile peștilor în mediu acvatic………………………………….6

1.2. Familia Cyprinidae – încadrare sistematică, distribuție geografică, caractere morfologice ………………………………………………………………………….11

1.3. Pescuitul, creșterea și îmbolnăvirile peștilor……………………………12

CAPITOLUL II.: ASPECTE TEORETICE PRIVIND ACȚIUNEA PESTICIDELOR ASUPRA PEȘTILOR…………………………16

2.1. Considerente pro și contra privind utilizarea pesticidelor……….16

2.2. Circuitul pesticidelor în natură………………………………………………21

2.3. Toxicitatea asupra peștilor……………………………………………………24

2.4. Cercetari asupra carasului argintiu – Carassius auratus gibelio…25

2.5. Bolile peștilor supuși anumitor experimente…………………….33

CAPITOLUL III.: TABLOUL HEMATOLOGIC LA PEȘTI…….38

3.1. Țesutul sanguin la pești……………….……….…………………38

3.2. Structura și proprietățile sângelui………………………………..38

3.3. Elemente figurate………………………….……….……………..39

CAPITOLUL IV.: CERCETĂRI PERSONALE………..…………42

4.1. Material și metodă………………………….…..………………..42

4.1.1. Material biologic……………………………………………….42

4.1.2. Material nebiologic…………………………………………….42

4.2. Tehnica de lucru. …………………………………………..……43

4.2.1 Numărarea eritrocitelor………………………………………….43

4.2.2. Numararea leucocitelor…………………………………………46

4.2.3. Determinarea glicemiei…………………………………………47

4.2.4. Tehnica histologică……………………………………………..50

4.3. Rezultate si discuții………………………………………………………………59

CONCLUZII…………………………………………………………………………….67

BIBLIOGRAFIE………………………………………………………………………68

Lista figurilor

Figura 1.1. Morfologia externă a peștilor…………………………………………6

Figura 1.2.Morfologia interna a pestelui………………………………………….7

Figura 2.1. Caras (Carassius gibelio)…………………………………26

Figura.4.1. Valorile eritrocitelor………………………………………………….59

Figura 4.2. Valorile leucocitelor………………………………………………….62

Figura 4.3. Valorile glicemiei……………………………………………………..63

Figura 4.4. Histologia branhiilor…………………………………………………..64

Figura 4.5. Histologia branhiilor…………………………………………………..65

Figura 4.6. Histologia branhiilor…………………………………………………..65

Figura 4.7. Histologia branhiilor…………………………………………………..66

Figura 4.8. Histologia branhiilor…………………………………………………..66

Lista tabelelor

Tabelul 4.1. Numărare eritrocite………………………………………………….59

Tabelul 4.2. Numărare leucocite………………………………………………….61

Tabelul 4.3. Determinarea glicemiei…………………………………………….63

Introducere

Sunt o mulțime de specii de pești, dar unele sunt mai simplu de îngrijit decât altele, din acest motiv sunt și mai des întâlnite. Carasul este o specie des întâlnită atât în apele naturale, cât și în alimentația cotidiană.

Am ales această temă deoarece având în familie un pescar profesionist, mi-a surâs ideea de a aborda și un alt aspect al acestor vietăți, supunându-i totodată și unui experiment.

În această lucrare am inserat suficiente date despre cele mai frecvente boli care se pot ivi la pești și am încercat, prin cercetarea personală să arăt ce transformări histofiziologice pot suferi aceste mici vietăți la factori externi nocivi. În majoritatea cazurilor supraviețuirea lor în aceste condiții este practic imposibilă. Însă din lipsa unor publicații pentru documentarea despre patologia animalelor acvatice, nu puțini sunt puși în imposibilitatea de a putea interveni eficient în combaterea sau prevenirea anumitor factori nocivi, care determină îmbolnăvirea animalelor pe care cu multă răbdare încearcă să le crescă în acvarii.

Recunoașterea faptului că specia umană este total dependență de existența tutror celorlalte specii, care îi asigura existența, dar și condițiile esențiale de supraviețuire,a devenit în ultimul timp cel mai abordat criteriu,în multe părții ale Globului. Protecția plantelor și animalelor constituie, în prezent, unul din domeniile cele mai importante pentru păstrarea echilibrului natural al ecosisitemelor, care de altfel, sunt amenințate de diferiți agenți. În prezent, există o gama largă de substanțe chimice, de pesticide care sunt folosite, în exces și în majoritatea domeniilor, un domeniu important fiind reprezentat de agricultură. Utilizarea pesticidelor se dovedește a avea și multe efecte negative asupra mediului înconjurător și implicit a ființei umane. Având în vedere efectele nocive ale pesticidelor, mi-am propus să studiez influența acestora asupra peștilor din familia Cyprinidae.

CAPITOLUL I

BIOLOGIA PEȘTILOR OSOȘI

1.1. Particularitățile peștilor în mediu acvatic

Peștele este un animal vertebrat, craniat, ce trăiește în mediu acvatic. El respiră oxigen dizolvat în apă. Se cunosc aproximativ 29000 de specii de pești. Știința ce se ocupă cu studiul peștilor se numește ichtiologie. Peștii sunt cei mai puțin dezvoltați dintre craniate.

Morfologie externă a pestelui. Corpul este fusiform, are forma hidrodinamică, dar poate fi turtit dorso-ventral. Este alcătuit din 3 părți: cap, trunchi și coadă.

Peștii au 2 tipuri de înotătoare: perechi (pectorală și abdominală) și neperechi (dorsală, codală și anală). Vezi fig. 1.1.

Fig 1.1. Morfologia externă a peștelui

(http://www.e-pets.ro/articole/anatomia-pestelui)

– Cele perechi au o structură stabilă, fiind formate din piesele osoase ale centurii scapulare și pelviene. Ele ajută peștii să se scufunde în apă, să facă rotații, să mențină corpul într-o poziție normală.

– Cele neperechi sunt pliuri ale pielii, susținuți de raze osoase externe. Înotătoarea codală participă la propulsarea înainte a peștelui, înotătoarele anale și dorsale participă la menținerea echilibrului în timpul înotului.

Pielea este acoperită cu un mucus secretat de celulele glandulare tegumentare. Corpul este acoperit cu solzi protectori sau plăci osoase de origine dermică. Colorația este determinată de cromatofori, celule care se află sub piele și conțin granule pigmentare.

Morfologia internă a peștilor – Organe de simț. (fig 1.2).

Văzul. Ochiul are o structură și origine complexă de forma unui glob, însoțit de organe anexe. Ochiul peștilor osoși este hipermetrop adică nu vede aproape și se poate acomoda numai pentru o vedere în depărtare. Distanța minimă la care poate vedea este de 5m.

Fig.1.2.Morfologia interna a peștelui

(http://www.e-pets.ro/articole/anatomia-pestelui)

Mirosul. Organul olfactiv nu este slab dezvoltat, fiind reprezentat de 2 nări și 2 săculeți dinăuntrul capului, ce conțin câteva celule olfactive.

Auzul. Organul auditiv este reprezentat numai prin urechea internă (labirintul membranos) formată din utriculă, cu trei canale semicirculare și saculă, cu o formațiune ce se numeste lagenă.

Tactilitatea. Receptorii tegumentari se observa în special prin linia laterală. Excitațiile tactile sunt percepute și de mugurii senzitivi, comuni pentru excitațiile gustative. Ei sunt răspândiți în cavitatea bucală, pe buze, pe mustăți, pe cap și toată suprafața corpului.

Scheletul. Peștii prezina de schelet intern repreprezentat de scheletul capului, trunchiului și inotătoarelor. Scheletul capului cuprinde cutia craniană, oasele feței, oasele gurii, operculele. Scheletul trunchiului este format din coloana vertebrală care cuprinde un număr diferit de vertebre. De apofizele acestora sunt prinse coastele. Coloana vertebrală este unită direct cu cutia craniană și coastele, împartinduse în 2 regiuni: toracală și codală. Peștii nu prezintă stern. Conformația membrelor este legată modul de locomoție, care este tipic acvatic. Înotătoarele neperechi (dorsală, codală și anală) au un schelet format din raze externe osoase ce susțin o membrană tegumentară. Înotătoarele perechi sunt formate din structuri osoase ale centurilor și structuri ale părților libere ale înotătoarelor. Cu ajutorul centurilor scapulară și pelviană, înotătoarele perechi sunt prinse de scheletul corpului și musculatură.

Musculatura. Întregul schelet al peștilor este îmbrăcat de mușchi – mușchii capului, mușchii trunchiului și mușchii înotătoarelor, ajutându-i să efectueze toate mișcările specifice înotului. Musculatura peștilor este reprezentată, în principal, de 2 bande de celule musculare, întinse de-a lungul fiecărei laturi a corpului. Acestea asigură flexiunea trunchiului. Alți mușchi sunt cei cranieni. Aproape toți peștii au vezica înotătoare (scrumbia nu are vezică), care este umplută cu o mulțime de gaze, în special oxigen. Ea ajută peștele să-și modifice densitatea corpului.

Sistemul nervos central. Sistemul nervos central ete reprezentat din encefal și măduva spinării.

Encefalul se constă dintr-un mezencefal mare, în care se localizează terminațiile neuronilor ce pornesc de la retină, și hipotalamus cu lobi inferiori, sacul vascular și un cerebel, de regulă foarte dezvoltat. Are 10 perechi de nervi cranieni, fiziologic fiind nervi senzitivi, motori și micști.

Nervii rahidieni au 2 rădăcini care se unesc în afara măduvei, formând un nerv mixt. Nervii rahidieni sunt în legătură cu sistemul nervos simpatic.

Sistemul circulator. Cea mai importantă diferență a sistemului circulator la pești față de celelalte vertebrate este că sângele trece o singură dată prin inimă, de aceea circulația este simplă și închisă. Prin inimă curge sânge bogat în dioxid de carbon, care prin aorta ventrală ajunge în branhii, unde cedează dioxidul de carbon și se îmbogățește cu oxigen. Aorta dorsală asigură transportarea lui spre organe. Sunt animale poikiloterme (temperatura corpului variază în raport cu temperatura mediului).

Un alt organ important al peștelui este inima. Aceasta este bicamerală, constând dintr-un atriu și un ventricul. Inima este așezată în spatele branhiilor iar mărimea ei variază în funcție de greutatea peștelui. Sângele pe care îl pompează inima este rece, având temperatura apei în care trăiește peștele

Sistemul digestiv. Aparatul digestiv al peștelui este format din cavitatea bucală, esofag, stomac, intestin subțire, intestin gros, anus și glande anexe. Limba și glandele salivare lipsesc. La peștii lipsiți de stomac, esofagul este scurt și continuă cu intestinul. La peștii răpitori stomacul este voluminos și se poate dilata ușor. Ficatul este bilobat sau trilobat și are vezică biliară. Pancreasul endocrin este reprezentat prin insulele Langherhans. La peștii cartilaginoși, apar dinții, din solzii placoidali. Aceștia sunt slab diferențiați, fixați de maxilare și permanent schimbați.

Sistemul reproducător. Sunt animale unisexuate, reproducerea având loc în mediul acvatic. Fecundația este în majoritatea cazurilor externă, mai rar internă (la peștii cartilaginoși). Dezvoltarea oului în afara organismului parental se întâlnește la peștii ovipari. La speciile ovovivipare (rechini, crosopterigeni), dezvoltarea embrionară are loc în interiorul corpului (de exemplu, în gură). Speciile vivipare nasc pui care s-au dezvoltat în organismul matern, embrionul fiind adăpostit în ovar. Organele sexuale la mascul sunt testiculele, unde se dezvoltă spermatozoizii scufundați în lichid lăptos (lapții), iar la femele – ovarele în care se dezvoltă ovulele (icrele).

Sistemul excretor. Aparatul excretor este format din doi rinichi alungiți cu câte un ureter scurt, care se unesc într-un canal ce se deschide în cloacă. În stadiul embrionar rinichiul este de tip pronefros – este format din tuburi urinifere așezate perechi și care țin legătura cu cavitatea corpului printr-o pâlnie ciliată numită nefrostom; în apropierea ei se găsește glomerul vascularizat cu rol în transportul produselor de excreție; tuburile urinare se deschid în afara corpului prin canalul Woff, care se deschide în cloacă. La adult – mezonefros, nefrostomul este rudimentar și închis. Tuburile urinifere formează capsula lui Bowman, care acoperă glomerulul vascular. Tuburile urinifere primesc produsele toxice direct din sânge, iar glomerulul vascular devine intern (glomerulul lui Malpighi). Rolul ureterului îl are canalul Woff. Vezica urinară se formează prin dilatarea uterului. La excreție participă și branhiile și pielea.

Aparatul respirator. Că orice animal, peștii își primesc sângele prin respirație, luând însă direct din apă oxigenul de care au nevoie. Organele cu ajutorul cărora respiră se numesc branhii (greșit numite urechi). Cantitatea de oxigen necesară, diferă de la o specie la alta. Branhiile sunt formate din lamele subțiri, roșii, datorită intensei vascularizări, și sunt acoperite de plăci osoase numite opercule. Există pești care posedă un organ de respirație suplimentar, numit “branhii-labirint”, care le permite să supraviețuiască pe uscat vreme de câteva ore. Pe lângă rolul lor primordial în respirație, branhiile mai au și un rol excretor, prin ele eliminându-se clorura de sodiu și alte substanțe rezultate din arderile produse în organismul peștelui.

1.2. Familia Cyprinidae – încadrare sistematică, distribuție geografică, caractere morfologice

Pestii sunt un grup foarte divers de vertebrate a căror organizare în ordine, familii și genuri a fost realizata tradițional prin studii morfologice de-a lungul unui secol. Termenul de ,,peste” este utilizat pentru a defini cordatele, care nu sunt tetrapode. Spre deosebire de păsări și mamifere, peștii nu formează o singură cladă, ci un grup de taxoni parafiletic, care include: Myxini, Cephalaspidomorphi, Chondrichthyes, Actinopterygii, Sarcopterygii.

Pestii din familia Cyprinidae (Vertebrata: Osteichthyes: Teleostei) au corpul de formă variabilă, acoperit cu solzi cicloizi, rar nud cu linia laterală completă sau incompletă. Înotatoarele dorsală și anală de lungime variabilă prezintă fiecare cate 2- 4 radii simple. Marginea fălcilor superioare este formată exclusiv din intermaxilare. Oasele gurii sunt fără dinți. Oasele faringiene bine dezvoltate, falciforme, sunt prevăzute cu dinți dișpuși pe 1-3 rânduri, de formă variabilă. Gura este lipsită de mustăți sau cu cel mult două perechi de mustăți. Înotătoarele ventrale au 2 radii simple și 5-8 radii divizate.

Înotatoarele pectorale au o radie simplă și 13-17 radii divizate. Înotătoarea caudală este întotdeauna scobită. Vezica cu aer este prezentă la toate speciile. La unele genuri est-asiatice înrudite cu Gobio aceasta este redusă și învelită într-o capsulă osoasă.

Cyprinidae este cea mai mare familie de pești de apă dulce și este răspândită în întreaga lume cu excepția Australiei și Americii de sud. Cuprinzând 2010 specii și 210 genuri răspândite într-o varietate largă de habitate, Cyprinidae reprezintă un grup excelent pentru studii biologice. În prezent, Cyprinidae sunt crescute și în sistem intensiv (acvacultura) în scopul utilizarii lor în studii genetice și fiziologice. Totusi, relațiile dintre principalele linii filogenetice ale Cyprinidae rămân încă insuficient cunoscute și chiar monofilia întregii familii este uneori pusă la îndoială.

1.3. Pescuitul, creșterea și îmbolnăvirile peștilor

Potrivit Organizației de Hrană și Agricultură de la ONU, aproape 64 de milioane de tone de pește sunt produse anual în crescătorii, la mică distanță de cele 67 de milioane de tone de pește din pescuit. Până în 2015, acvacultura va depăși pescuitul ca sursă principală. În anul 2014, piața globală a acvaculturii era de 135 de miliarde de dolari, iar până în 2019, aceasta va crește la 195 miliarde de dolari.

În general, îmbolnăvirile care apar frecvent în acvarii, delfinarii sau acvaterii, în majoritatea cazurilor, se caracterizează printr-o puternică patogenitate cu evoluție rapidă. Evoluția bolilor sub o formă gravă are drept consecință moartea animalelor pe care acvacultorul depune eforturi să le procure și să le crească.

Manifestarea acută a îmbolnăvirilor se datorează faptului că pe de o parte rezistența organismelor este mult scăzută prin limitarea spațiului lor de mișcare care le predispun la supraîngrășare, iar pe de altă parte se înleșnește și un contact strâns între ele și deci rapiditatea contaminării. Pe de altă parte rezistența animalelor se diminuează, prin administrarea unei hrane incomplete și de multe ori chiar dăunătoare, cum de exemplu se întâmplă când alimentele sunt alterate. Pe lângă acești factori nocivi, îmbolnăvirile evolueză sub formă gravă fiindcă în containerele unde se întrețin animalele sunt create condiții favorabile de înmulțire rapidă a agenților patogeni, datorită în special spațiului restrâns, ceea ce face ca germenii să nu se disperseze și în același timp să abordeze foarte ușor animalele. Pe de altă parte și apa stagnantă din bazine, în care se acumulează multă substanță organică și unde este și o temperatură favorabilă constsntă, contribuie la crearea unui mediu prielnic înmulțirii agenților patogeni.

Îmbolnăvirile sunt determinate atât prin schimbările survenite în condițiile fizico-chimice ale mediului de trai (ale apei în acvarii și ale atmosferei) cauzate atât de regimul de întreținere la care sunt supuse animalele, cât și datorită introducerii prin intermediul involuntar al omului a unor agenți patogeni din afară. În funcție de animalul respectiv, îmbolnăvirea se declanșează atunci când factorii nocivi acumulându-se ating un prag față de care rezistența lui organică nu mai constituie o forță care să poată neutraliza și preîntâmpina efectul patogen.

În comparație însă cu apele naturale, în acvarii, delfinarii se perindă un număr mult mai restrâns de stări patologice. Este explicabilă această situație prin faptul că populațiile din acvarii sunt menținute izolat, iar întreținerea lor este aproximativ invariabilă indiferent de regiunea unde se practică creșterea lor.

Factorii de mediu nocivi sunt generați pe de o parte prin modificarea chimismului (câteodată infimă cantitativ), iar pe de altă parte prin variații mari de temperatură sau menținerea la aceeași temperatură, însă necorespunzătoare pentru animalele care cresc.

Printre principalii factori nocivi se enumeră și scăderea vertiginoasă a oxigenului solvit în apa din acvarii care poate fi provocată prin respirația în timpul nopții a plantelor (introduse în acvarii ca decor sau locuri de refugiu pentru animale) dezvoltate excesiv, ori a algelor înmulțite exagerat de mult în bazine. Consumul oxigenului solvit, soldat cu consecințe nefaste, se produce în acvarii și prin activitatea microorganismelor care determină putrezirea algelor moarte, a cadavrelor, resturilor de hrană rămase neconsumate sau a dejecțiilor acumulate în bazinele în care apa nu se schimbă decât rareori. Prin degradarea produselor putrescibile, pe lângă reducerea sau chiar pierderea totală o oxigenului solvit, se pot forma și substanțe chimice toxice care acționând direct asupra animalelor determină în scurt timp moartea întregii populații din bazinul respectiv. Astfel de exemplu, se generează dioxidul de carbon, amoniac, sau hidrogen sulfurat care, în funcție de substanța organică putrescibilă (vegetală pentru dioxidul de carbon și animală pentru hidrogenul sulfurat și amoniac) ating concentrații letale pentru animalele cu respirație acvatică.

În general, o substanță toxică devine periculoasă pentru animale numai în cazul când se găsește în soluție. Substanțele sub formă de particule solide înghițite sau suspensiile ori vaporii inhalați trebuie să se dizolve mai întâi în umorile din organismul animal ca apoi să devină patogene.

Agenții biotici, unde sunt grupați virușii, bacteriile, ciupercile inferioare și alți paraziți animali sau vegetali pot proveni în acvarii odată cu viețuitoarele care se procură din apele naturale sau din alte crecătorii infectate sau infestate de paraziți. Chiar dacă animalele astfel procurate nu sunt clinic bolnave, ele sunt totuși purtătoare de germeni patogeni și pe lângă faptul că pot contamina animalele cu care coabitează se pot îmbolnăvi ele însele doarece sunt sensibilizate prin procesul de adaptare la noul mediu de viețuire.

O mare parte din agenții biotici ca și unele unele organisme prădătoare pot fi vehiculate prin plante, melci, crustacei inferiori care introduc în bazine fie pentru decor, fie ca hrană naturală pentru animalele care se cresc, atunci când sunt luate din apele naturale sau bazine infectate sau infestate. Chiar apa care alimentează bazinele poate transporta pasiv diferiți agenți patogeni sau dăunători atunci când este captată din ape naturale și în special stagnante fără a fi trecute mai întâi prin filtre.

În toate cazurile când simptomele clinice ori leziunile puse în evidență prin autopsia animalelor bolnave nu constituie criterii sigure, ca să se poată formula un diagnostic la unele îmbolnăviri ivite în acvarii, acvacultorul are datoria să colecteze material patologic și să-l expedieze la un laborator veterinar unde, prin analize de laborator și prin experimentări să se poată identifica agenții patogeni care au generat boala respectivă. Acvacultorul trebuie să știe că pentru cercetările de laborator nu se pot trimite organe de la animalele care au fost supuse unui tratament oarecare fiindcă agenții cauzatori nu mai pot fi depistați.

CAPITOLUL II

ASPECTE TEORETICE PRIVIND ACȚIUNEA PESTICIDELOR ASUPRA PEȘTILOR

2.1. Considerente pro și contra privind utilizarea pesticidelor

Substanțele chimice care sunt utilizate pe teren poate ajunge în cele din urmă în sistemele de apă dulce și oceanele ar fi poluarea. Astfel contaminantii chimici pot intră în lanțul alimentar și a devenit concentrată în organele de pești.

Pe măsura dezvoltării metodelor de sinteză chimică și a utilizării produselor astfel obținute în diferite domenii economice, în fiecare an se mărește cu câteva sute numărul de substanțe chimice puse la dispoziția societății de consum. Unele dintre aceste substanțe chimice noi par, la început, dăunătoare, altele trezesc îndoieli în această privință, iar altele trezesc deja temeri serioase. Pesticidele (peptis = contagiune, caedo = a nimici) reprezintă denumirea acceptată de toți specialiștii mijloacelor chimice de apărare a plantelor. Ele se folosesc în lupta cu buruienile, cu insectele dăunătoare și cu multe boli ale plantelor agricole și ale pomilor. Pesticidele obținute în urma unor sinteze chimice constituie exemple de compuși ai căror aplicare este riscantă, deoarece, ca produse introduse nemijlocit în mediu, se răspândesc în toate elementele acestuia. Cu toate că producerea lor este concentrată doar în câteva țări, datorită exportului aplicarea acestora a devenit mondială. Ca urmare a circuitului în natură, pesticidele găsesc diverse căi de pătrundere în lanțul proceselor tehnologice de obținere a alimentelor.

Principalul beneficiar al pesticidelor este agricultura, unde se aplică în scopul protecției plantelor în timpul vegetației, precum și a produselor agricole după recoltare (în mijloacele de transport și în depozite). Mult mai mic este consumul de pesticide în silvicultură și în serviciile sanitare, însă, în unele țări, aplicarea pesticidelor în combaterea bolilor molipsitoare transmise de țânțari devine încă una din cauzele principale directe de poluare a mediului. În mod indirect, contribuția la această poluare o au industria textilă, industria pielăriei și a obținerii de mase plastice unde pesticidele sunt aplicate pentru prevenirea invaziei de ciuperci și insecte. De asemenea, pentru dezinsecție, pesticidele se utilizează și în industria vopselelor, în aviație, în navigația maritimă, în transportul feroviar și în cel auto. Un rol analog îndeplinesc gospodăriile casnice în care pesticidele sunt aplicate sub formă de aerosoli contra moliilor și muștelor, precum și ca mijloace de îndepărtare a tânțarilor și în scopul protecției plantelor ornamentale.

Din păcate, pesticidele se caracterizează prin lipsa acțiunii selective; ele pot să provoace intoxicații acute oamenilor, mai ales a celor care lucrează la producerea și aplicarea lor. De exemplu, în afară de insectele care distrug plantele în timpul vegetației și după recoltare, pot să piară sub influența pesticidelor și albinele folositoare, iar la combaterea buruienilor pot fi afectate chiar și plantele a căror protecție se urmărește. Asemenea situații sunt agravate de aplicarea incorectă a pesticidelor. De aceea, cunoașterea puterii și a direcției acțiunii ,,la distanță” a pesticidelor este indispensabilă pentru a preîntâmpina introducerea în practică a anumitor pesticide sau pentru a limita sfera de aplicare a altora. Ea face posibilă stabilirea normelor de concentrații admisibile a pesticidelor în alimente. În acest caz trebuie să se țină cont de faptul că unele dintre acestea se pot acumula în țesutul adipos al oamenilor și al animalelor și că pot apărea în lapte.

Prin însăși natură lor, majoritatea pesticideleor crează un risc de afectare – pesticidele poate provoca daune la om, animale sau mediu, deoarece acestea sunt concepute pentru a ucide sau altfel afecta organismelor vii.

În același timp, pesticidele sunt utile pentru societate – Pesticidele pot ucide potențiale boli cauzatoare de organisme și insecte de control, buruieni, și a altor dăunători.

Având în vedere proprietățile fizice (expansibilitatea vaporilor, volatilitatea, capacitatea de a se evapora din apă = codistilație) și chimice care determină posibilitatea transformărilor pesticidelor în mediu și, în afară de aceasta, stabilitatea și capacitatea bioacumulativă, este indispensabil să se monitorizeze permanent modificările în mediu, să se adune date ecotoxicologice care să fie publicate pentru progresul cercetării științifice, pentru protecția mediului și, implicit, pentru binele omenirii.

În ultimii ani se discută tot mai mult despre raționalitatea folosirii pesticidelor în gospodăriile rurale și în silvicultură. După aprecierile specialiștilor, în țările slab dezvoltate economic, până la 50% din producție se pierde din cauza buruienilor și a dăunătorilor, în timp ce în țările puternic industrializate pierderile sunt doar de 15 – 25%. Pierderile anuale în agricultura mondială se ridică la 30 – 40% din producția posibilă, ceea ce reprezintă 75 miliarde de dolari.

Aplicarea pesticidelor în agricultură, medicină veterinară, diferite industrii, gospodărire rurală, și ocrotirea sănătății populației are ca scop îmbunătățirea cantitativă și calitativă a alimentelor, nutrețurilor și produselor industriale, asigurarea lor în timpul păstrării față de dăunători și boli, ocrotirea animalelor contra paraziților, precum și distrugerea insectelor și a altor transmițători de boli la oameni și animale. Lista acestor boli cuprinde, în special, malaria, tifosul exantematic, ciuma, febra galbenă, filarioza, diferite afecțiuni virotice ale creierului, febrele recurente transmise de păduchi și acarieni, febra de tranșee, amoebiazele, bolile papataci, frambezia, inflamarea infecțioasă a conjunctivelor, boala lui Chagas, rickettsiozele și tularemia. Pentru o perioadă destul de mare de timp cel mai important luptător împotriva acestor boli a fost DDT-ul (diclordifeniltricloretan), care face parte din clasa insecticidelor organo-clorurate.

Printre transmițătorii bolilor infecțioase, periculoase pentru om, apar (în afară de artrozoare și rozătoare) și melcii care sunt gazde intermediare. Ca exemplu trebuie menționată, înainte de toate, schistozomiaza (boală endemică în unele părți ale lumii) care poate fi, cel puțin în oarecare măsură, stăpânită prin aplicarea moluscocidelor. Prin urmare, pesticidele constituie unul din factorii care fac posibilă producerea unei cantități corespunzătoare de alimente, atât de proveniență vegetală cât și animală, pentru populația în continuă creștere, față de limitarea concomitentă a suprafeței de cultură vegetală.

Adepții chimizării globale a agriculturii reclamă problema măririi cantității de pesticide folosite cu scopul de a micșora pierderile producției agricole. În același timp, una din principalele probleme de stat cu privire la ocrotirea mediului ambiant și a sănătății omului este prevenirea poluării mediului înconjurător și a produselor alimentare cu pesticide și produsele toxice ale transformării lor. Utilizarea pe scară largă a pesticidelor a început nu cu mult înainte de al doilea război mondial, când au fost descoperite proprietățile insecticide ale DDT-ului. Acest compus a fost sintetizat în anul 1874 de către chimistul O. Zeidler, dar producerea și folosirea lui în masă a început pe la mijlocul deceniului al cincilea al secolului trecut. Timp de 20 de ani, din 1950 până în 1970, pe întreg globul pământesc au fost folosite circa 4,5 milioane tone din acest pesticid, unul dintre cei mai stabili și mai eficace produși de acest tip. Cu toate că în foarte multe țări folosirea DDT-ului este interzisă prin lege și conținutul său a început să se micșoreze în biosferă (perioada de înjumătățire a concentrației în mediul ambiant este de aproximativ 20 de ani), pesticidul se întâlnește pretutindeni: în laptele mamei, în grăsimea focilor din Baical și la pinguinii din Antarctica.

Actualmente, în lume se folosesc circa 700 de substanțe din care se obțin câteva mii de preparate pesticide ce posedă o activitate biologică importantă. În funcție de scopul utilizării lor, pesticidele se clasifică în următoarele categorii:

erbicide = folosite în scopul combaterii plantelor buruienoase;

insecticide = utilizate în lupta cu insectele dăunătoare;

algide = folosite pentru nimicirea algelor și a vegetației buruienoase din bazinele acvatice;

fungicide = utilizate în lupta cu mucegaiurile plantelor și cu diferite ciuperci;

defolianți = folosiți pentru căderea frunzelor;

bactericide = utilizate pentru îndepărtarea bacteriilor și a bolilor bacteriene ale plantelor;

acaricide = folosite în lupta contra acarienilor;

zoocide = utilizate pentru combaterea rozătoarelor.

De asemenea, pesticidele pot fi clasificate și după stabilitatea în mediul înconjurător sau după capacitatea lor de a se bioacumula, dar aceste proprietăți sunt urmări ale structurii lor chimice și ale particularităților fizico-chimice. Astfel, cele mai stabile și în același timp posesoarele proprietăților cumulative mai evidente sunt pesticidele clororganice, pentru ele fiind caracteristică proprietatea de a se concentra în verigile lanțurilor alimentare. De exemplu, concentrația DDT-ului în ultimele verigi ale lanțurilor trofice se mărește de 8 ori comparativ cu cea din primele. Pesticidele pot pătrunde în organismul uman prin ingerarea apei și a alimentelor și prin inhalare în cazul poluării mediului aerian. Unele preparate (cum ar fi defoliantul 2,4,5-T care a fost folosit în Vietnam) au proprietatea de a se acumula în organismul uman, determinând o leziune a ficatului (asemănătoare cancerului) sau acționează asupra eredității (la fel ca și radiațiile).

O particularitate a folosirii pesticidelor în gospodăriile rurale o reprezintă circulația lor în biosferă, activitatea biologică ridicată, necesitatea folosirii concentrațiilor locale mari și contactul direct al populației cu acestea. Acumulându-se în soluri, plante și animale, pesticidele pot provoca dereglări serioase și ireversibile ale ciclurilor normale de circulație a substanțelor, producând micșorarea productivității ecosistemelor din sol.

2.2 Circuitul pesticidelor în natură

Complexitatea schemei generale a circulației și deplasării pesticidelor în mediul înconjurător depinde de numeroși factori, mulți dintre ei amintiți mai sus.

Un rol esențial îl au persistența pesticidelor și rețeaua dependențelor trofice. Ele nu dau însă o imagine completă a ciclului închis al circulației pesticidelor în natură. Cunoașterea persistenței compușilor chimici în diferite elemente ale mediului înconjurător face posibilă urmărirea soartei lor în natură. O imagine completă a informației trebuie să cuprindă date asupra posibilităților și surselor de apariție a compusului, precum și asupra acumulării în diferite elemente ale mediului înconjurător.

În timpul tratamentelor chimice pe câmp, anumite cantități de pesticide se pot volatiliza în atmosferă sub formă de cețuri și gaze. Acesta este mecanismul de bază prin care produsele chimice pentru protecția plantelor ajung în atmosferă, dar mai există și alte căi: volatilizarea moleculelor de pesticid după ce acesta a atins suprafețele solului și ale plantelor, codistilarea cu vaporii de apă după contactul cu aceștia sau cu alte suprafețe umede și eroziunea eoliană. Volumul de informații privitoare la prezența pesticidelor în aer este mai mic în comparație cu datele referitoare la conținutul lor în apă și sol. Numeroase cercetări au confirmat că pe cale aeriană pesticidele pot fi transportate la distanțe foarte mari fată de locul aplicării lor.

De asemenea, există o strânsă interdependență între prezența pesticidelor în atmosferă și condițiile climaterice. În această privință o deosebită importanță o au următorii factori: mișcarea aerului, viteza vântului, umiditatea și temperatura. Gradul de poluare al atmosferei depinde de lungimea căii parcurse de pesticid de la ajutajul aparatului de stropit până la locul destinației (suprafața plantei sau a solului). Cu cât aceasta este mai scurtă, cu atât poluarea este mai redusă. După ce ajung la sistemul sol-plantă, pesticidele pot să se evapore, pot fi supuse dezagregării fotochimice și absorbției de către plante și sol. Pe acesta din urmă, pesticidele pot rămâne o perioadă mai scurtă sau mai lungă sau pot fi supuse descompunerii.

Structura chimică a pesticidelor care au pătruns în țesuturile plantelor este supusă transformărilor în urma proceselor metabolice care au loc, produsele rezultate putând fi uneori și mult mai toxice decât compusul inițial. Tipul reacțiilor chimice la care este supus pesticidul în timpul transformărilor nu depinde nici de mecanismul acțiunii, nici de perturbările fiziologice legate de activitatea sa. De asemenea, ritmul acestor transformări nu este dependent nici de gradul de complexitate al structurii chimice a compusului, iar viteza transformărilor metabolice depinde, în schimb, de specie și variază cu concentrația și timpul de rămânere a pesticidului în țesuturile plantei.

În organismele animalelor pesticidele pot pătrunde întâmplător sau în mod intenționat ca urmare a contactului direct sau prin lanțul alimentar. Căile metabolice ale dezagregării la animale sunt similare cu cele de la plante, dar transformările intervin mult mai repede. Prezența pesticidelor în sol depinde de frecvența și de metodele folosite pentru combaterea nemijlocită a dăunătorilor din sol, de intensitatea executării tratamentelor de protecție a plantelor, de forma și de structura plantelor și de mărimea suprafeței lor. Independent de calea pe care pesticidele ajun în sol, ele sunt supuse la următoarele procese: oxidarea, absorbția prin rădăcini, degradarea chimică și biologică, precum și deplasarea datorită mișcărilor apei sau, în unele cazuri, datorită eroziunii eoliene.

Stabilitatea pesticidelor este influențată și de tratamentele pe care le suferă culturile agricole, de fertilizare, de irigarea solului, și de toți ceilalți factori care influențează structura, aerarea și complexul absorbant al solului. Ca exemple se pot cita: aratul, grăpatul, irigarea corespunzătoare, precum și aplicarea diferitelor îngrășăminte minerale. Pesticidele se pot deplasa în sol atât în direcție orizontală, cât și în direcție verticală, ceea ce demonstrează faptul că în cazul acesta apa exercită o influență hotărâtoare. Deși mișcările apei în sol în condiții precis determinate pot fi prevăzute, stabilirea direcției de deplasare și a locului de acumulare a pesticidelor devine o problemă peste măsură de complicată. Aceasta rezultă din heterogenitatea reacțiilor fizice, chimice și biologice care survin între componenții solizi și lichizi ai solului.

De menținerea pesticidelor în sol se leagă și posibilitatea trecerii acestor compuși în culturile vegetale, iar din acestea, ca urmare, în organismul uman și al animalelor. Pe de altă parte, remanența poate fi o trăsătură caracteristică pozitivă care permite limitarea repetării tratamentelor, iar efectul tratamentelor să se mențină un timp mai îndelungat. Printr-o remanență pronunțată se caracterizează majoritatea hidrocarburilor clorurate și derivații ciclodienici: aldrinul, dieldrinul, endrinul, clordanul și heptaclorul. Aldrinul și heptaclorul sunt metabolizați în sol. Desigur, dintre pesticidele cu remanență pronunțată fac parte cele ale căror componente principale sunt mercurul, arsenul și plumbul, precum și metalele mai puțin toxice. Odată introduși în sol acești compuși rămân neschimbați. Se poate încerca înlăturarea lor, de exemplu prin spălare cu apă, însă, deoarece solubilitatea în apă este foarte redusă, procesul de levigare este îndelungat și puțin eficace.

În afară de aer și sol, pesticidele sunt prezente și în apă, unde ajung prin intermediul apelor uzate industriale și de unde se pot volatiliza în atmosferă sau se pot depune în mâl, pe fundul albiilor. În apă, perioada de remanență a pesticidelor este, de regulă, mai îndelungată decât în sol, nedepășind 1µg/l. Concentrații mai mari de 100 µg/l se pot întâlni în cazul ierbicidelor, dar destul de rar, acestea menținându-se un timp scurt. Depunerea pesticidelor pe fundul rezervoarelor de apă joacă un rol foarte important în procesul de purificare al apelor. S-a constatat că în timp ce concentrația medie a pesticidelor în apa râului a fost de 0,1 – 0,2 µg/l, în sedimentul de la fund a variat în intervalul 20 – 100 µg/l. Concentrația pesticidelor în apă poate să se schimbe brusc, în timp ce, de obicei, în sedimente crește încet un anumit timp și apoi scade treptat. Ca exemplu ce ilustrează posibilitatea poluării tuturor elementelor mediului înconjurător cu pesticide stabile poate fi dat omniprezentul DDT.

2.3. Toxicitatea asupra peștilor

Până în prezent s-au efectuat numeroase cercetări care au avut ca scop determinarea nocivității pesticidelor asupra diferitelor organisme acvatice. Cu toate acestea, rezultatele unor asemenea experiențe efectuate în diferite centre de cercetare științifică nu sunt pe deplin unanime. Conform acestor experiențe s-a încercat elaborarea unei clasificări a pesticidelor pe baza toxicității substanțelor active asupra peștilor, exprimată prin indicatorul DL50 (doza medie letală). Astfel, există patru clase de pesticide:

Clasa I-a: DL50 < 0,5 mg/dm3 = pesticide puternic toxice. Ea cuprinde aproape toate pesticidele din grupa hidrocarburilor clorurate, unele dintre cele organofos-forice, fungicidele și erbicidele;

Clasa a-II-a: DL50 = 0,5 ÷ 5,0 mg/dm3 = pesticide toxice. În această clasă se încadreză preparate din toate grupele de pesticide (în special diuron și majoritatea insecticidelor organofosforice);

Clasa a-III-a: DL50 = 5,0 ÷ 50,0 mg/dm3 = pesticide slab toxice. Această clasă cuprinde marea majoritate a pesticilor;

Clasa a-IV-a: DL50 > 50,0 mg/dm3 = pesticide practic nedăunătoare pentru pești. Din această clasă fac parte dalaponul, antyperz, herbatox și chrvastox.

Pentru monuron, DL50 (48 ore) pentru somonul coha este de 110 mg/l, iar pentru DDT, DL50 (96 ore) pentru plevușcă este de 19 µg/l, pentru peștele soare este de 8 µg/l, pentru păstrăvul curcubeu este de 7 µg/l, pentru păstrăvul maro este de 2 µg/l, pentru biban este de 9 µg/l și pentru peștele arlechin este de 0,013 mg/l.

2.4. Cercetari asupra carasului argintiu – Carassius auratus gibelio

Genul Carassius are un vast areal în partea temperată și parțial sud-tropicală a continentului eurasiatic, de la Pacific până la Atlantic. El face parte din marea familie a ciprinidelor, din subfamilia Cyprininae, răspândită în Eurasia și Africa. Genul Carassius constă din urmatoarele specii:

1. Caracuda (Carassius carassius), al cărei areal autohton cuprinde Europa (cu excepția extremităților sudice și nordice) și Siberia, lipsind în bazinul fluviului Amur din extremul orient rusesc precum și din cea mai mare parte a Asiei central.

2. Carasul (Carassius auratus), specie al cărei areal autohton corespunde părții continentale a Asiei estice: bazinul fluviului Amur și cea mai mare parte a Chinei. Carasul este prezent și în Asia centrală (bazinele fluviilor Sar-Daria și Amu-Daria) unde caracuda lipsește. Nu se știe însă dacă în bazinele acestor două fluvii carasul este autohton sau introdus; se crede mai degrabă că este introdus (Bǎnǎrescu, 1997). Prin urmare cele două specii ale genului Carassius sunt, la origine, separate: caracuda în Siberia și Europa, iar carasul în Asia răsăriteană.

Carasul argintiu (Carassius auratus gibelio) trăiește în apele naturale din Europa și are o vechime destul de mare în continentul nostrum (fig.2.1.). Această formă a fost descrisă ca specie nouă în 1782 de către ihtiologul german Mark E. Bloch. Este exclus ca această specie să fi ajuns în Europa pe cale naturală, prin rețeaua hidrografică. O asemenea dispersie pe cale naturală nu ar fi putut avea loc decât prin Siberia, unde specia lipsește. Carasul argintiu a fost introdus în Europa de către om, involuntar sau voluntar (Bǎnǎrescu, 1997). Cel mai probabil răspândirea carasului în Europa este strâns legată de răspândirea crapului în acest continent.

Fig.2.1. Caras (Carassius gibelio)

(original)

Caracuda este pește tipic de baltă; la noi se întâlnește în toate categoriile de bălți, începând din zona de podiș și deal până în deltă. Nu în puține locuri era unicul locuitor, alături de plevușca (Leucaspius delineatus). În râuri era mai rar. Astăzi caracuda este extrem de rară; în bălțile în care era prezentă și a pătruns și carasul, caracuda nu se mai găsește. O mai găsim alături de caras doar în ecosisteme acvatice limnice mari, complexe, echilibrate. Este un pește pașnic, nepretențios, rezistă bine la lipsa de oxigen din apă și la agenți patogeni. Atinge maturitatea sexuală la vârsta de 3-4 ani. Caracuda se pescuia în cantități însemnate din apele naturale, dar se cultivă și in heleștee și iazuri, alături de crap.

Carasul argintiu (Carassius auratus gibelio) atinge circa 20 cm în lungime, rareori depășind 30 cm. În țara noastră trăiește în toate categoriile de ape stătătoare de la șes și până în zona de coline. Trăiește și în râurile de șes, în porțiunile cu apă liniștiă. Este, la fel ca și caracuda, nepretențios, rezistent la lipsa de oxigen din apă, mult mai rezistent la boli și îngheț. Maturitatea sexuală e atinsă la vârsta de 2 ani. Masculii sunt mult mai rari decât femelele, în multe populații aceștia lipsind cu desăvârșire.

Fecundația este ginogenetică, adică icrele intră în diviziune în urma impulsului dat de spermatozoizii altei specii (îndeosebi crap, caracudă și alte ciprinide), fără a avea loc însă o contopire a pronucleului mascul cu cel femel. Ereditatea este  în primul rând maternă, dar există și o slabă influență a eredității paterne, datorată ADN-ului adus de pronucleul mascul. Chiar în cazul fecundației de către masculi din propria specie, fecundația este tot ginogenetică.

Au fost realizate studii asupra comportamentului carasului ținut împreună cu mai multe specii de pești (crap, lin, caracudă), dar rezultatele cele mai elocvente au fost obținute în experimentele făcute asupra combinației caras argintiu-caracudă.

S-a recoltat în cursul anului 2003 mai multe exemplare adulte de caracudă din lacul Snagov, însă nici unul nu a supraviețuit mai mult decât câteva zile în acvariu. Caracudele au fost infestate rapid cu ciuperca Saprolegnia, deseori chiar în timpul transportului până în laborator și, în ciuda tratamentelor cu substanțe antifungice care le-au fost aplicate, nu au supraviețuit. Atunci am decis să capturăm juvenili de caracudă. În vara anului 2003 s-au obținut circa 20 de exemplare de 10-13 cm lungime, din care au supraviețuit în cele din urmă 8. În schimb, toate exemplarele de caras argintiu care s-au obținut (din heleșteele Stațiunii de Cercetări pentru Piscicultura Nucet-Dâmbovița), atât adulți cât și juvenili, au supraviețuit și s-au adaptat rapid la viața în captivitate.
Pentru studiu sa menținut peștii separat, pe specii, în două acvarii cu anumite caracteristici.

Ambele bazine aveau dimensiunile, măsurate în cm: 75x60x50 (volum de 225 l), drept substrat nisip de râu, aerare și filtrare cu pompa Powerhead, iluminare 14 ore pe zi cu tub de neon de 20 W, o plantă acvatică din specia Echinodorus cordifolius în partea din spate a bazinului. Hrana era administrată o dată sau de două ori pe zi și constă în viermi oligocheți din genul Tubifex, larve de Chironomus și furaj artificial utilizat în fermele piscicole.  Cercetările au fost efectuate asupra a 8 exemplare de caracudă și 13 exemplare de caras argintiu, având lungimea de 10-13,5 cm.

În prima parte a cercetării cele două specii de pești au fost observate separat, fiecare în alt bazin, iar în partea a doua a cercetării s-au observat cele două specii menținute în același bazin. Studiul s-a desfășurat în perioada martie-aprilie 2004, la Acvariul din cadrul Facultății de Biologie a Universitatii din București. Tipurile de comportament avute în atenție au fost: explorarea, apărarea, hrănirea și agresivitatea.

Prima dată s-a discutat, comparative, despre aspectele comportamentale observate la cele doua specii separat.

1. Comportamentul de explorare. Comportamentul de explorare la caracudă: indivizii se mențin în special în treimea inferioară a bazinului, relativ grupați. Mișcările de explorare sunt domoale și se manifestă prin patrulare în bazin, ciugulirea substratului și, mai rar, a peretilor acvariului. Rareori câte un exemplar se rupe de cârd și explorează de unul singur habitatul, dar pentru scurt timp. S-a observat comportamentul de explorare și atunci când am introdus pentru prima dată caracudele în bazinul pentru cercetări. Toate au rămas la început circa 30 de secunde nemișcate, sprijinite pe substrat, după care au început să circule foarte lent prin bazin, în special în partea din spate și în jurul plantei din acesta, menținându-se foarte aproape de substrat (la 4-7 cm de acesta). În primele 5 minute de la introducerea peștilor în bazin, aceștia nu au ciugulit deloc pereții săi sau substratul.

Comportamentul de explorare la carasul argintiu: se manifestă prin mișcări mai iuți decât la caracudă, indivizii se mențin în jumatatea inferioară a bazinului. Explorează foarte activ substratul și pereții și, în general, nu se mențin grupați decât sporadic. Atunci când sunt introduși pentru prima oară în bazin, carașii se adaptează mai repede decât caracuda, în circa 2-3 minute.

2. Comportamentul de aparare. Comportamentul de apărare la caracudă: s-a observat că acest tip de comportament se poate manifesta în mai multe moduri. În momentul acțiunii unui stimul nociv (lovirea geamurilor acvariului, introducerea unui mincioc în bazin, aprinderea sau stingerea bruscă a luminii) cârdul de caracude se împrăștie rapid (1-2 secunde) și peștii se deplasează spre în sus, către colțurile acvariului; alteori peștii se deplasează fulgerător spre în sus, pentru că în momentul următor să se deplaseze în jos, toate acestea în timp de o secundă sau două. Mai rar peștii au tendința de a se îngropa în substrat. În toate cazurile cârdul se destramă, iar peștii se deplasează în zona opusă locului de unde a acționat stimulul nociv. După dispariția pericolului peștii rămân mult timp (până la 30 de minute) în zona din spate a bazinului, cam la jumătatea înălțimii lui, se mențin grupați strâns, înoată puțin și sunt vizibil stresați. Din când în când câte un exemplar vine pentru câteva secunde și cercetează zona din față a bazinului, dar se retrage apoi în cârd.

Comportamentul de apărare la carasul argintiu: în momentul apariției unui pericol, carașii execută mișcări în zig-zag deplasându-se rapid în partea opusă în raport cu factorul de stres, însă la același nivel al bazinului (nu se deplasează mai jos sau mai sus). Rămân doar câteva minute acolo, relativ grupați, reluându-și activitatea de explorare mult mai rapid în comparație cu caracuda.

3. Comportamentul de hrănire. La caracudă comportamentul de hrănire arată că de cele mai multe ori acesta preia hrana doar de pe substrat și rareori din masa apei. În momentul administrării hranei, peștii vin destul de repede la locul unde aceasta cade pe substrat, preiau câte o porție și se îndepărtează, apoi revin pentru altă porție. Nu am observat manifestări agresive la caracudă în timpul hrănirii.

Comportamentul de hrănire la carasul argintiu: carașii preiau hrana în special de pe substrat, dar și din masa apei, într-o măsură mult mai mare decât caracuda. Descoperă rapid hrana și o preiau după un dans viguros  în zig-zag în jurul ei. Prin aceste mișcări în zig-zag peștii își asigură o zonă liberă în preajma hranei, îndepărtând competitorii de la aceasta. Astfel se produce o ierarhizare a indivizilor în funcție de talie și de vigoare, cei mai mari hrănindu-se primii.

4. Comportamentul agresiv. Comportamentul agresiv la caracudă: nu s-a observat nici un fel de manifestare agresivă intraspecifică.

Comportamentul agresiv la carasul argintiu: intraspecific s-a manifestat in forme incipiente, în special, în momentul administrării hranei și, mai rar, in alte momente, prin ușoare ciupiri ale altor indivizi sau, mai des, prin afișarea unei posturi agresive cu înotătoarele dorsală si anală extinse, fără ca peștii să se mai ciupească.

Apoi s-au observat aspectele comportamentale atunci când cele două specii au fost menținute împreună în același bazin.

Dupa 3 săptămâni de studii asupra comportamentului celor două specii observate separat, s-a introdus în bazinul cu caracude un exemplar de caras. Caracudele l-au reperat imediat și au venit să-l cerceteze prin explorare vizuală și ușoare ciupituri, timp de câteva secunde. După câteva mișcări de explorare a bazinului exemplarul de caras s-a retras în apropierea plantei, având înotătoarele dorsală și anală extinse, ceea ce le-a determinat pe caracude să nu rămână în zonă. Ele s-au plasat tot în apropierea plantei, dar spre mijlocul bazinului, împrăștiate (înainte de introducerea exemplarului de caras, caracudele se mențineau grupate în jurul plantei, aproape de substrat). Deci carasul și-a stabilit un așa-zis teritoriu în zona din acvariu care oferea cel mai bun adăpost. După o zi însă, caracudele au revenit la starea de dinaintea momentului introducerii carasului în bazin, iar acesta se găsea integrat în cârdul de caracude. Era însă mai activ și părăsea deseori grupul pentru a explora bazinul. Toate caracudele își mențineau înotătoarele extinse în timp ce carasul se găsea în apropierea lor, iar acesta avea înotătoarele pliate, semn de supunere față de caracude.

După încă o zi am introdus în bazinul cu caracude alte 3 exemplare de caras. Aceștia au început să exploreze alert bazinul. Caracudele s-au comportat exact ca și atunci când a fost introdus primul caras în bazin, adică i-au cercetat pe noii veniți în modul descris mai sus. După numai 5 minute carașii nou introdușii s-au grupat în jurul plantei, iar caracudele s-au deplasat în zona de sus a bazinului și în partea din față a sa. După o zi situația devine ca în cazul în care în bazin era doar un caras alături de caracude, cu unele diferențe: de data aceasta și carasii au înotătoarele extinse, dar numai în timpul repausului în vecinătatea plantei, atunci când una sau mai multe caracude veneau foarte aproape de ei. Dacă vreun exemplar de caracudă se apropie de ei aproape să-i atingă, carașii fac niște mișcări ondulatorii destul de puternice și atunci caracuda pliază rapid înotătoarele și se deplasează în partea superioară a bazinului. După încă o săptămână caracudele s-au stabilit în partea din față a bazinului, la 5-10 cm distanță față de substrat, deplasându-se uneori, pentru perioade scurte, în partea din spate, în apropierea plantei. Carașii se mențin tot în jurul plantei, patrulând activ în jurul acesteia, căte unul sau doi făcând incursiuni și în partea din față a bazinului, unde erau caracudele. Am constatat în această fază a studiului că dacă apare un stimul negativ, peștii au fiecare reacțiile de apărare descrise mai devreme la fiecare specie în parte; grupurile de caracude și de carași nu se amestecă între ele în această situație, dar caracudele își revin din soc în câteva secunde, la fel ca și carașii și nu în aproape 30 de minute, așa cum se petrecea atunci când erau doar ele singure în acvariu.

După 10 zile de la introducerea primului exemplar de caras în bazinul caracudelor, s-au mai introdus 4 carași. Acum sunt în același bazin 8 exemplare de caracudă și 8 exemplare de caras argintiu. Din acest moment a devenit evident faptul că asupra caracudelor carașii au o influență negativă. Carașii au rămas stabiliți tot în jurul plantei, dar acum făceau incursiuni mai dese, mai lungi și în număr mai mare și în restul bazinului. Caracudele au ajuns să rămână aproape exclusiv în partea din față a bazinului și nu se îndepărtau de acolo nici măcar atunci când se apropia cineva de geamul din față a acvariului. Mențineau aproape permanent înotătoarele extinse. În momentul administrării hranei, carașii vin primii și se hrănesc în felul descris mai sus, iar caracudele se hrănesc abia mai târziu. După două săptămâni de conviețuire cu cei 8 carași, caracudele au slăbit vizibil, fiind din ce în ce mai stresate.

Observăm deci că specia Carassius auratus gibelio este mult mai activă, manifestă o tendință netă de dominare asupra speciei Carassius carrasius, mai ales în timpul hrănirii, dar și din punctul de vedere al ocupării celor mai bune locuri de adăpost existente în bazin. Desigur, este necesară o aprofundare a acestor cercetări în captivitate și este de dorit ca acestea să poată fi extinse și la apele din mediul natural.

2.5. Bolile peștilor supuși anumitor experimente

Cunoscută și sub numele de "sindromul acvariului nou", intoxicația cu amoniac la pești este cauzată de obicei de acumularea de amoniac în apă la scurt timp după popularea acvariului, dar poate afecta și acvariile mai vechi, suprapopulate sau cu dimensiuni mici.

Acumularea de amoniac afectează sănătatea peștilor și îi poate chiar ucide, motiv pentru care este important să știi cum poți evita intoxicația cu amoniac la pești.

Amoniacul neionizat (NH3) este compusul chimic toxic pentru peștii care provoacă intoxicația cu amoniac. Un mediu sănătos în acvariu este cel în care se dezvoltă bacteriile Nitrosomas și Nitrobacter, microorganisme ce transformă amoniacul în nitriți și nitrați, compuși mai puțin toxici pentru pești decât amoniacul pur. Cauzele intoxicației cu amoniac țin și de hrănirea excesivă a peștilor, alături de folosirea apei de la robinet în acvariu, ce conține cloramine ce cresc nivelul de amoniac din apă.

Simptomele peștilor ce suferă de intoxicație cu ammoniac. Primul semn al intoxicației cu amoniac la pești este ridicarea acestora la suprafață și respirația greoaie. Pestii devin apatici, își pierd pofta de mâncare, înainte de apariția simptomelor și mai grave.

Intoxicația cu amoniac este cu adevarat gravă atunci când începi să observi schimbarea culorii branhiilor, în roșu sau purpuriu. Semnele roșii, care arată ca și cum peștele ar sângera pot apărea și pe corp și pe înotătoare, iar peștii afectați pot să zacă pe fundul acvariului.

Dacă nivelul de amoniac nu scade cât mai repede în acvariu, peștii cei mai sensibili suferă hemoragii interne, creierul și sistemul nervos sunt afectate puternic, și totul se încheie cu moartea peștilor.

Scăderea pH-ului apei sub valoarea de 7 este prima măsură pe care este recomandat să o iei atunci când nivelul de amoniac este ridicat. Schimbarea a 25-50% din volumul total de apă este o altă măsură rapidă și eficientă.

Există în comerț și produse chimice care pot reduce rapid nivelul de amoniac din apă, însă folosirea acestora poate afecta peștii pentru mult timp. Reducerea cantității de hrană oferită peștilor este o altă măsură ce grăbește reducerea nivelului de amoniac.

Identificarea nivelului de amoniac în apă este simplă cu ajutorul unei truse speciale de acvaristică. Când nivelul de amoniac a depășit 1mg/l, peștii sunt cu adevărat în pericol. Testarea apei poate fi făcută de 2 ori pe lună, pentru a preveni revenirea problemei. 

În patologia comparată consacrată animalelor care se folosesc în laborator, capitolul cu privire la pești și în special cei dulcicoli este în linii generale bine întocmit. Între tipăriturile de specialitate există chiar manuale special în care, pe lângă numeroase stări patologice ale peștilor sălbatici, sunt descrise și unele îmbolnăviri ale peștilor de acvariu. Situația aceasta este explicabilă prin faptul că în comparație cu alte animale acvatice creșterea peștilor în acvarii de peste 200 de ani. La o cercetare mai amănunțită a datelor acumulate în decursul anilor în literartura de specialitate cu privire la patologia peștilor, se constată că totuși unele capitole, mai ales cele care tratează bolile infecțioase și micotice, sunt presărate cu multe necunoscute. Astfel de exemplu, nu se cunosc cu precizie germenii cauzatori la unele îmbolnăviri bine precizate ca simptomatologie. La fel sunt încă rămase necunoscute căile de transmitere a unor viroze, iar în privința combaterii unor destul de grave îmbolnăviri se constată că nu s-au găsit încă metode terapeutice eficiente. În privința virozelor (încă insuficient cercetate la animalele acvatice, inclusive peștii) nu se poate interveni actualmente decât prin consolidarea rezistenței peștilor față de aceste îmbolnăviri.

Ținând seama că un număr din ce în ce mai mare de acvariști funizează sau își procură peștii pentru popularea acvariilor, se impune cunoașterea principalelor îmbolnăviri ale peștilor posibil să apară în acvarii deoarece va folosi acestora atât la achiziționarea exemplarelor pentru propriile acvarii cât și la recunoașterea peștilor bolnavi din propria crescătorie, indentificând bolile care pot apoi să intervină de urgență și eficient pentru combatere. În general când se constată că un pește prezintă semne de îmbolnăvire, acesta trebuie izolat într-un recipient aparte unde va fi cercetat și eventual tratat. Atunci când se procură exemplare noi de pești indiferent dacă sunt bine dezvoltați, se comport normal și nu prezintă semne clinice de îmbolnăvire trebuie să fie mai întâi ținuți 15-25 de zile într-un acvariu separat (acvariu de carantină) și dacă în acest timp se comportă normal, nu este slăbit și nu prezintă nici un semn clinic de boală poate să-l introducă alături de ceilalți pești.

Identificarea peștilor bolnavi. În lumea peștilor primul semn de îmbolnăvire, în majoritatea cazurilor și indiferent de specia căreia îi aparține, este o schimbare mai mult sau mai puțin sesizabilă, survenită în modul normal de comportare al specie respective. Astfel, de exemplu, înotul poate deveni neregulat, cu mișcări bruște sau în cerc. Câteodată peștii fac salturi violente în afara acvariului sau din contră înoată apatic pe la suprafața apei, pierd echilibrul, se culcă pe o latură sau plutesc pasiv la suprafața apei, cu abdomenul în sus ori cad și rămân culcați pe fundul recipientului. Reacțiile acestea sunt specific în special pentru bolile infecțioase ori în intoxicații.

În unele îmbolnăviri ca de exemplu, parazitozele branhiilor sau anoxie, peștii se ridică la suprafața apei și fac eforturi mari pentru a respira (lasă impresia că ”pipează” apa). Peștii în astfel de cazuri vin la suprafața apei pentru a înghiți aerul pe care nu-l mai pot capta din apă în cantitatea necesară pentru îndestularea respirației prin branhii. Bineînțeles în aceste situații nu este vorba de peștii din grupa Anabantoidea, ca de exemplu Macropodus, Betta, Colisa, Tricogaster, care în mod normal la diferite interval de timp se ridică la suprafața apei și captează oxigenul din atmosferă fiindcă numai astfel pot respire. Dacă acești pești sunt împiedicați să ajungă la suprafața apei ei mor axisfiați.

Peștii sunt considerați bolnavi și în cazul când se freacă asiduu și de repetate ori de pietrele puse în acvariu ca ornament ori chiar de pereții acvariului. Ca pești bolnavi sunt declarați și exemplarele care refuză hrana preferată. Bineînțeles acest simptom este valabil numai în cazul când peștii respectivi nu sunt în perioada de reproducere sau în faza de puiet imediat eclozionat.

În general, îmbolnăvirile peștilor pot fi identificate nu numai prin comportament ci și prin aspectul și conformația lor exterioară. Astfel, de exemplu, o schimbare anormală pentru specia respectivă a coloritului, prin apariția unor pete întunecate ori alburii de mărimi variate presărate în mod neregulat pe suprafața corpului ori învăluirea corpului cu o cantitate mare de mucus care determină o nuanță de alb-murdar, vădește de cele mai multe ori o parazitoză.

O decolorare totală a corpului pune problema unei bacterioze, jenă respiratorie sau a unei proaste asimilații a hranei. Când se fac aceste observații trebuie însă să se țină seamă că unele specii de pești în mod normal după depunerea pontei sunt mult slăbite și capătă un colorit deschis. Apariția unui colorit, nefiresc pentru specia respectivă evidențiază fie o boală infecțioasă fie o malabsobție.

Fărămițarea parțială sau totală a înotătoarelor neperechi (în cazul în care ne convingem că nu sunt amputări prin mușcătură provocate de animale răpitoare, din care pot fi chiar unii pești) ori diferite pete sanguinolente de mărimi variabile apărute atât pe înotătoare cât și pe suprafața corpului, ne fac să bănuim o boală infecțioasă. Același diagnostic se poate formula și când pe suprafața corpului se observă ulcere mai mult sau mai puțin profunde, ori când se constată solzii zbârliți, ochii proeminent în afara orbitei sau abdomenul balonat. În ultimul caz, trebuie avut în vedere dacă balonarea peștelui nu este determinată de dezvoltarea gonadelor la o femelă normală la speciile ovulipare ori, la speciile vivipare.

În cazul în care pe corpul peștilor se observă unele proeminențe izolate sau contopite se deduce fie o boală tumorală fie chiști parazitari. O cercetare amănunțită în laborator a materialului extirpat poate lămuri cazul respective.

Manifestarea unor îmbolnăviri de multe ori se evidențiază prin pierderea unor organe, ca de exemplu, unul sau ambii ochi, parțial operculele, una sau mai multe înotătoare și în special caudal, ori când corpul sau capul prezintă unele deformări osoase.

Ținând însă seama că sunt multiple cauze de îmbolnăvire a peștilor chiar în acvarii, a cataloga o boală numai privind exemplarul la exterior de multe ori este imposibil de efectuat și mai ales atunci când simptomatologia bolii nu este tipică. În astfel de situații se impune sacrificarea peștilor și după disecție efectuarea unor cercetări amănunțite de laborator a organelor interne pentru identificarea germenilor cauzatori.

CAPITOLUL III

TABLOUL HEMATOLOGIC LA PEȘTI

3.1. Țesutul sanguin la pești

Peștii au cea mai simplă inimă – un organ cu două camere, format dintr-un atriu și un ventricul. Între cele două, se află doar o valvă rudimentară. Din ventricul, sângele este pompat prin conus arteriosus (asemănător aortei) înspre branhii.

În branhii, sângele primește oxigen și se curăță de dioxidul de carbon. Apoi, sângele trece la organele din corp, unde se face schimbul de substanțe nutritive, gaze și reziduri. Sângele circulă direct de la inimă spre plâmâni și apoi înspre țesuturi și se întoarce în atriu prin sinus venosus. Inima peștilor poate produce între 60 si 240 de bătăi pe minut, în funcție de specie și temperatura apei. Pe măsură ce temperatura scade, scade și numărul bătăilor inimii.

3.2. Structura și proprietățile sângelui

Țesutul sanguin este singurul țesut „lichid” din organismal animal, circulant printr-un sistem închis de vase. Are origine mezenchimala comună cu a țesuturilor conjunctive, dar față de care prezintă o serie de particularități.

 Sângele este compus din elemente celulare (ca.44 %) și plasmă (ca. 55 %), care conține (90 % apă),  proteine, săruri minerale și substanțe cu molecule mici ca monozaharide, hormoni, gaze dizolvate și substanțe nutritive (glucide, lipide, vitamine), mai conțin produse de catabolism destinate excreției (rinichi) ca ureea, acid uric, hipuric.

Din punct de vedere fizico-chimic sângele este o suspensie, cu alte cuvinte un amestec de lichide, gaze, substanțe solide printre care se înțeleg și celulele.
Sângele prin conținutul său de eritrocite (globule roșii) în comparație cu plasma având o vâscozitate mai mare, creșterea hematocritului influențează pozitiv creșterea vâscozității sângelui, care determină încetinirea curentului sanguin, prin proprietatea plastică a eritrocitelor sângele nu se comportă ca o suspensie ci ca emulsie.

Valoarea pH-ului sanguin fiind 7, 4 care prin diferite procese tampon va fi menținută constant, evitând fenomenele dăunătoare organismului de acidoză sau alcaloză.

Culoarea roșie a sângelui este datorată pigmentului (cu fier) hemoglobină din eritrocite care încărcate cu oxigen au o culoare mai deschisă.

3.3. Elemente figurate

Elementele figurate ale sângelui sunt eritrocitele, leucocitele și trombocitele. Prezintă variații de număr și formă în funcție de specie.

Eritrocitele. Globulele roșii (hematiile și/sau eritrocitele) sunt elementele sanguine a căror denumire provine de la gr. „ eritros”-roșu. Studiate la microscopul optic din profil au forma unui disc biconcav cu marginile rotunjite; privite din față au formă circulară, cu partea centrală mai clară („ pierderea” nucleului de aceste celule este considerată o adaptare, prin diferențiere extremă, la funcția de a umple complet, citoplasma, cu hemoglobină) (forma discoidală este ideală pentru absorbția și schimbul de gaze, iar marginile netede permit rostogolirea prin lumenul intern al capilarelor).

Durata de viață a hematiilor (la mamifere) este de 90-120 de zile.

Biochimic, hematiile sunt alcătuite dintr-un complex coloidal (60 % apă și 40 % proteine) și o heteroproteidă-hemoglobina (obținută din holoproteida-globina și pigmentul –hem).

Leucocitele sau globulele albe (fig.32.) se împart în granulocite și agranulocite. Granulocitele sunt leucocite cu nucleu granular, clasificate după culoarea protoplasmei în trei categorii: eozinofile, bazofile și neutrofile. Au rol imunologic în imunitatea nespecifică. Agranulocitele sunt leucocite cu nucleu de formă mai simplă, negranular, și se clasifică în monocite și limfocite. Au rol în imunitatea specifică. Numărul normal de globule albe variază în funcție de vârstă, fiind mai mare la indivizii tineri. Poate depăși valorile normale ale vârstei, în caz de boală. În infecții, în special bacteriene, numărul de leucocite de regulă crește, dar poate să și scadă în infecții cu anumiți germeni, în special virusuri, sau la idivizi cu deficiență.

Trombocitele, numite și plachete sanguine , sunt celule ale sângelui cu rol în coagulare.

Sângele este un țesut fluid complex, care împreună cu limfa și lichidul interstițial formează mediul intern al organismului.

Sângele îndeplinește funcții fundamentale în organism prin intermediul cărora este asigurată integritatea unitară a tuturor țesuturilor și organelor, integrare condiționată de permanenta lui circulație în sistemul vascular.

Funcțiile principale ale sângelui sunt:

1. Funcția de vehicular a componentelor necesare vieții celulare care realizează:

– Respirația, prin transportul oxigenului de la alveolele pulmonare la celulele organismului și a dioxidului de carbon de la țesuturi la plămâni

– Nutriția, prin vehicularea substanțelor nutritive absorbite la nivelul tractului digestiv și prin transportul metaboliților endogeni

– Excreția, prin transportul și eliminarea prin rinichi, plămâni, piele și intestine a substanțelor endogene și exogene metabolic neutralizate

– Reglarea metabolică prin transportul hormonilor, vitaminelor, enzimelor

2. Funcția de menținere constantă a proprietăților fizico-chimice ale mediului intern: izoionie, izotonie, izohidrie, izotermie, menținerea constantă a echilibrului acido-bazic.

3. Funcția antihemoragică care se realizează prin procesul complex de coagulare sanguină.

4. Funcția antiinfecțioasă care se realizează prin intermediul globulelor albe și anticorpilor circulanți.

CAPITOLUL IV

CERCETARI PERSONALE

4.1. Material și metodă

4.1.1. Material biologic. Materialul biologic a fost reprezentat de pești din specia C.g. organizate în loturi, 4 loturi a câte 5 exemplare, având o talie de dimensiune medie și fiind grupate în acvarii separate, timp de mai multe săptămâni ȋn vederea aclimatării. Acvariile au o capacitate de 10 litri și au fost dotate cu o pompă pentru oxigenare, iar peștii au fost hrăniți zilnic la fel.

Din păcate, mulți oameni nu se deranjează să afle despre îngrijirea corectă a carasului auriu și auzim de situații în care carasul ajunge într-un bol mic fără filtrare și fără oxigenare. De multe ori nu este vina persoanei care are grijă de acest caras auriu ci este vina personalului din petshop-uri. În multe țări a fost interzisă vânzarea carasului auriu în boluri, dar din păcate încă mai sunt excepții și personal neinformat care activează în acest domeniu. Acest lucru duce în mod inevitabil la o îngrijire necorespunzătoare a carasului auriu, caras care va avea o durată de viață mică și impicit deținătorii vor fi dezamagiți. De aceea este foarte importantă informarea și apoi separarea pe loturi în acvarii.

4.1.2. Material nebiologic. Rovral 500 SC – descriere:

Substanță activă: iprodion 500 g/l

Formulare: SC (suspensie concentrată)

Fungicid de contact pentru combaterea bolilor la vița de vie, măr, prun, cireș, piersic, cais, căpșun, tomate, castraveți, salată, ceapă, floarea soarelui.

Rovral 500 SC este un fungicid care aparține grupei dicarboximidelor. Este deosebit de eficace împotriva germinației sporilor, creșterii miceliului și blochează formarea sporilor. Modul de acțiune asupra patogenilor este foarte complex. În general se referă la inhibarea unui complex de enzime care blochează numeroase funcții celulare. Produsul are o acțiune preventivă, curativă și parțial eradicativă.

Concentrația de lucru a fost stabilită după mai multe încercări și s-a constatat că valoarea țintă este de 0,15 ml la litru, acvariile fiind de 10 litri. 

Ca material de lucru au mai fost folosite: microscop, glucometru, ac de disecție și cuțit de disecție, pipetă Pasteur, prosop, cârpă uscată, camera de numărat, lamele, pipete Potain pentru hematii, sticlă de ceas, hârtie de filtru, vată, pânză moale, alcool, eter, ser fiziologic, 2 soluții special A și B pentru colorarea vitală a elementelor figurate, apă distilată, tifon. Camerele de numărat sunt de 2 tipuri, cel mai mult utilizate fiind însă camera toma-zeiss și camera burker.

4.2. Tehnica de lucru

4.2.1. Numărarea eritrocitelor se poate face în probă de sânge capilar, proaspăt, sau în probă de sânge venos, recoltat pe un anticoagulant, care să nu producă o diluție semnificativă a probei de sânge (amestec de oxalați).

În cazul de față s-a folosit sânge capilar care a fost aspirat în pipete de eritrocite până la semnul 0,5 precis. Această precizie trebuie respectată deoarece orice eroare este multiplicată de 200 de ori prin diluția ulterioară. Pentru a avea un control al coloanei de sânge care umple capilarul, pipeta trebuie ținută într-o poziție aproape orizontală. Dacă sângele depășește ușor semnul 0,5 (2 mm), excesul trebuie îndepărtat, atingând ușor vârful pipetei cu degetul sau cu hârtie de filtru. Nu trebuie să se aspire o cantitate mare de sânge peste semn, deoarece chiar când se ajunge la semn rămâne suficient sânge aderent pe peretele pipetei, pentru a modifica rezultatul. În cazul în care nu s-a putut evita acest lucru recoltarea trebuie facută încă o dată cu o altă pipetă. Se sterge sângele aderent pe fața externă a pipetei și se introduce pipeta în flaconul cu soluția diluantă.

Lichidele de diluție pot fi: lichidul Hayem (clorură de sodium 1 g, sulfat de sodiu 5 g, sublimat 0,5 g, apă distilată 200 ml) sau lichidul Gower (sulfat de sodium 12,5 g, acid acetic glacial 33,3 ml, apă distilată 100 ml).

Diluția. Se aspiră lichidul de diluție până la semnul 101. În timp ce se umple ampula, pipeta trebuie învârtită între police și index. Perla din ampulă trebuie să se miște liber. Este important să se facă un bun amestec chiar din timpul umplerii pipetei. Când ampula este aproape umplută, din poziție înclinată, o ridicăm în poziție vertical, pentru a ușura aspirarea lichidului exact până la semn. Cu o mișcare rapidă se scoate pipeta din lichidul de diluție și se așază în poziție orizontală. În acest timp, trebuie să avem grijă să ne ținem respirația, pentru a nu modifica presiunea aerului din tubul de aspirat. În caz contrar în pipetă poate pătrunde aer, ceea ce duce la formarea de bule de aer, compromițând proba.

Pipeta este apoi imediat agitată.

Se recoltează a doua probă, cu o nouă pipetă, respectând aceeași tehnică.

Pipetele trebuie păstrate într-o poziție orizontală, pentru a preveni scurgerea sângelui și pătrunderea aerului.

Amestecul. Se agită pipetele aproximativ 3 minute. Agitarea se face în mai multe direcții, ținând ambele pipette între police și index.

După agitare, se aruncă din fiecare pipetă o parte din probă, aproximativ până la mijlocul ampulei. Dacă sângele nu curge spontan, când pipeta este vertical poziționată, se suflă ușor prin tubul de cauciuc. În felul acesta se îndepărtează lichidul din porțiunea capilară a pipetei, care nu conține sânge.

Imediat se face umplerea camerei de numărat. În cazul în care pipetele sunt lăsate în repaus (chiar un minut), ele trebuie reagitate încă 3 minute.

Umplerea camerei. Din fiecare pipetă se umple o cameră. Astupând cu indexul capătul proximal al pipetei se pipetează o picătură din probă și se lasă să alunece sub lamelă, singură, prin atracția capilară. Pentru aceasta se ține pipeta la un unghi de aproximativ 35° și se pune cu vârful la limita dintre lamelă și camera de numărat. Lichidul trebuie să pătrundă rapid și omogen pe întreaga suprafață a rețelei. Mărimea picăturii se apreciază prin practică. Ea trebuie să fie suficient de mare, pentru a acoperi toată platforma pe care se găsește rețeaua și nu prea mare pentru a se scurge în șanțuri. Operația trebuie repetată în cazul în care: una din camere se umple neuniform, dacă lichidul ajunge în șanțuri, dacă apar bule de aer sau dacă lichidul trece peste lamelă. Nu este corect a aspira excesul de lichid, care rămâne la gura camerei, cu o hârtie de filtru sau tifon.

Se ia hemocitometrul, umplut cu proba de sânge, fără a-l înclina, se așează pe platina microscopului, lăsându-l câteva minute pentru a permite stabilizarea eritrocitelor. Atunci când numărarea întârzie, trebuie să se evite evaporarea lichidului, acoperind camera cu un capac de cutie Petri, care conține hârtie de filtru umezită.

Numărarea propriu-zisă. Se pune la punct rețeaua cu ajutorul unui obiect mic. Se localizează central o grupă de 16 pătrate mici și se trece un obiectiv mare. Numărarea urmează să se facă astfel: se numără celulele care se găsesc pe liniile stângă și superioară și nu se numără acelea care se găsesc pe liniile dreaptă și inferioară. Se notează separate numărul de celule din 5 grupe de 16 pătrate mici și se adună rezultatele. În a doua cameră se procedează la fel.

Calculul. Suprafața pătratului mic este de 1/400 mm². Pentru a număra celulele de pe 1 mm² ar trebui să numărăm pe 400 de pătrate mici. În realitate, se numără numai pe 80 (5×16) și rezultatul este înmulțit cu 5 (5×80=400). Pentru a afla numărul de celule pe mm², cifra obținută este înmulțită cu 10 (pentru a corecta înălțimea camerei, care este de 1/10 mm) și cu 200 (pentru a corecta diluția). În total factorul de multiplicare este de 5x10x200=10.000. Practic la cifra obținută pe 5 grupe de 16 pătrate mici, se adaugă patru de zero.

Pentru a obține rezultate satisfăcătoare trebuie folosite 2 pipete și 2 camere, iar în fiecare cameră trebuie numărate 5×16 pătrate mici.

4.2.2. Numărarea leucocitelor. Sângele este diluat într-o pipetă special cu un lichid de diluție care lizează eritrocitele, păstrând numai elementele nucleate (leucocitele). Numărarea se face după același principiu ca la eritrocite.

Material necesar: material pentru recoltarea sângelui, pipete de leucocite, hemocitometru, lichid de diluție (Türck): acid acetic glacial 2 ml, albastru de metilen 1% 2 picături, apă distilată ad. 100 ml.

Tehnica

1. Se recoltează sânge până la semnul 0,5 al pipetei de leucocite, cu mare precizie.

2. Se șterge sângele aderent pe partea externă a vârfului pipetei.

3. Se aspiră lichid de diluție până la semnul 11, cu mare precizie.

4. Se agită pipeta 3 minute.

5. Se elimină primele 4 picături din pipetă.

6. Se încarcă ambele camere de numărat ale hemocitometrului din aceeași pipetă

7. Se numără leucocitele pe 4×1 mm² în fiecare cameră, utilizând un obiectiv uscat (10) și cu condensatorul microscopului coborât. Trebuie multă atenție pentru a deosebi artefactele și resturile citoplasmatice (care rezultă din liza eritrocitelor), de leucocite. Artefactele au o structură amorfă, iar leucocitele au o structură celulară (nucleu și citoplasmă).

Direcția în care se face numărarea este următoarea: se înregistrează celulele care ating liniile marginale de sus și din stânga și se omit acelea care ating liniile marginale de jos și din dreapta.

Suma leucocitelor găsite în cele două camere (8 mm²) se împarte cu 8, pentru a obține numărul mediu pe 1 mm². Acesta este înmulțit cu 200 (10, corecția înălțimea camerei x 20, corecția pentru diluție).

Exemplu: 48, 52, 50, 54, 46, 51, 50, 49 =40

400 : 8 = 50

50×200 = 10 000/mm³ sau 10,0×10³/mm³

În cazuri patologice, numărul de leucocite poate varia de la 500 la 1 000 000 sau peste/mm³. De aceea uneori, din cauza numărului mic sau mare de leucocite, este necesar să se facă alte diluții decât 1:20. Acestea se pot face fie cu pipeta de leucocite, fie cu pipeta de eritrocite, lichidul de diluție rămânând tot soluția cu acid acetic. Rezultatele vor fi corectate în funcție de aceste modificări ale diluției.

4.2.3. Determinarea glicemiei. GLUCO testul este un sistem test de asistență pentru investigarea nivelului de glucoză în sânge. Este utilizat de pacienți cu diabet zaharat la domiciliu, dar și în conditii de spital, în urgențe pentru determinarea rapidă a glicemiei sau în laborator pentru determinarea glucozei din sânge a unor specii supuse unor experimente.

Glucotestul are la bază o tehnologie avansată care permite monitorizarea glicemiei simplu și precis , într-un timp foarte scurt.

Sistemul test conține:

– glucometru;

– teste;

– lanțete sterile;

– dispozitiv de înțepare;

– soluție de control.

Glucotestul este cel mai performant sistem de măsurare a glicemiei datorită avantajelor sale unice:

– Prelevarea probei de sânge din zone alternative;

-Cantitate mică de sânge;

– Înțepare fără durere;

– Precizie.

Glucometrul poate preleva proba de sânge necesare testării din zone alternative, de obicei din pulpa degetului sau din lobul urechii sau regiune calcaneana, la sugari sau la animalele de laborator se prelevează sânge capilar.

– Glucometrul necesită pentru analiză o proba de sânge redusă cantitativ;

– Gradul de eroare este foarte mic (aprox. 0,1%);

– Înțeparea este nedureroasă, datorită construcției speciale a dispozitivului de înțepare, acul având o cursă calculată cu exactitate.

Tehnica de recoltare a sangelui pentru GLUCOTEST:

– În primul rând, peștii trebuie să fie spălați cu apă caldă și săpun, iar apoi să fie șterși și uscați;

– Soluțiile antiseptice nu se folosesc deoarece influenteaza negativ măsurătoarea;

– Se scoate o bandeleta de test din folie, după prealabila verificare a etalonării cu bandeleta –martor;

– Capătul cu 3 liniute negre al bandeletei de test se introduce în fanta pentru bandeletă și se împinge înăuntru până când se oprește, iar acest lucru pornește automat glucometrul;

– La pornire, glucometrul va afișa ora, luna, ziua și mesajul ,,Aplicati proba de sânge” de obicei sub formă grafică ,,picatura de sange”, iar acest lucru indică faptul că glucometrul este pregătit să se aplice proba de sânge pe bandeleta de test pentru glicemie.

Obținenerea picăturii de sange:

– Se utilizează dispozitivul de înțepare pentru a obține o picătură de sânge;

– Înainte de a preleva o probă de sânge, locul prelevării trebuie să fie uscat, curat și cald;

– Pentru a încălzi locul prelevării, se spală cu apă caldă, se freacă suprafața energic timp de câteva secunde sau se aplică o compresă caldă;

– Nu se stoarce locul înțepării;

– Se aplică imediat proba prelevată pe bandeleta de test;

– Lanțetele sunt de unică folosință;

– Se utilizează o lanțetă nouă la fiecare monitorizare;

– La aruncarea lanțetelor folosite, se respectă normele in vigoare privind gestionarea deșeurilor rezultate din practica medicală.

Aplicarea picăturii de sânge pe bandeleta de test:

– Se atinge picătura de sânge de zona albă din capătul bandeletei de test.;

– Sângele va fi absorbit în bandeletă și aparatul începe testarea;

– Pe ecranul de afișaj se vede numărătoarea inversă;

– Daca nu începe numărătoarea inversă: înseamnă că nu s-a aplicat o cantitate suficientă de sânge pe bandeleta de test;

– Se aplică o a doua picătură de sânge pe bandeletă la cel mult 30 secunde de la prima aplicare;

– Dacă nici acum nu începe numărătoarea inversă și au trecut mai mult de 30 secunde, se aruncă bandeleta de test, se oprește glucometrul, se încearcă din nou cu o nouă bandeletă;

– Rezultatul testării glicemiei apare pe ecranul de afișaj și este stocat în memoria glucometrului.

Oprirea glucometrului:

– Glucometrul se oprește automat când bandeleta de test este scoasă din fanta aparatului;

– Se respectă normele menționate anterior referitor la aruncarea bandeletei;

– Se notează valoarea glicemiei în fișa de monitorizare,

– Viteza de lucru depinde de tipul aparatului, dar in general este de circa 10-30 secunde.

4.2.4. Tehnica histologică. Preparatele microscopice au fost realizate prin tehnica histologică. Tehnica histologică reprezintă totalitatea operațiilor necesare pentru obținerea, din loturile de pești, a unor secțiuni fine, transparente și colorate adecvat. Studiul preparatelor histologice permite precizarea diagnosticului și ințelegerea proceselor reactive ale organismului și țesutului dat.

Etapele prelucrării histologice:

1. Prelevarea pieselor histologice: Piesele histologice au fost prelevate după sacrificarea animalelor de laborator ( specii de Carassius gibelio ). Operațiile legate de prelevarea pieselor histologice au fost executate într-un timp scurt, pentru a se evita alterarea structurilor celulare și tisulare. Fiecare probă prelevată a primit un număr de ordine înscris pe o etichetă, care va însoți piesa pe tot parcursul prelucrărilor histologice.

2. Fixarea pieselor histologice: Fixarea pieselor este o operație fizico-chimică care constă în coagularea ireversibilă a proteinelor celulare, astfel încât celulele se conservă cu modificări minime față de țesutul viu.

Fixarea eșantioanelor prelevate s-a făcut chimic, în formol (fixator universal) de concentratie 5%. Fragmente de țesut au fost introdușiîn fixator, penetrând țesutul de la exterior la interior – fixare prin imersie.

Fixarea durează 2-3 zile, timp în care formolul este înlocuit frecvent, piesele pot fi conservate timp îndelungat în formol 5%. Fixarea s-a realizat la temperatura camerei.

3. Spălarea pieselor histologice: Scopul spălării este acela de a îndepărta excesul de fixator și de a opri procesul de fixare. Spălarea pieselor s-a realizat în apă curentă de robinet. Piesele împreuna cu eticheta au fost introduse într-o punguță de tifon legată cu un fir lung de sfoară subțire. Pungile de tifon fiind suspendate într-un borcan Erlenmayer acoperit cu o pâlnie de sticlă, au fost lăsate la curent de apă de robinet.

În general, spălarea în apă curgătoare durează în medie 12-24 ore, în funcție de debitul apei și de dimensiunile pieselor.

4. Includerea in parafină:

Pentru includerea în parafină s-au parcurs următoarele etape:

– Deshidratarea;

– Impregnarea cu un solvent al parafinei sau clarificarea;

– Impregnarea cu parafină fluidă sau parafinarea;

– Includerea propriu-zisă sau turnarea blocului.

4.1. Deshidratarea este o etapă obligatorie prin care apa este eliminată complet din piesele histologice cu ajutorul băilor succesive de alcool etilic.

În acest caz, deshidratarea pieselor histologice s-a realizat prin bai succesive de alcool etilic de concentrație 70%, 87% și 96%, durata de menținere a pieselor în fiecare baie fiind de 4 ore. Pentru a preveni evaporarea și hidratarea reactivilor, deshidratarea s-a facut în borcane de sticlă cu dop rodat, fiecare borcan fiind individualizat cu o eticheta pe care s-a scris numărul de ordine dat încă din momentul recoltării probelor, precum și concentrația alcoolului.

De asemenea s-a avut în vedere ca volumul reactivului deshidratant să fie de 10-20 de ori mai mare decât volumul pieselor. În timpul procesului de deshidratare, s-a evidențiat, o întărire mai mult sau mai puțin pronunțată a pieselor, precum și o micșorare în volum cu aproximativ 5-10% din volumul inițial.

4.2. Clarificarea este operatia prin care substanțele folosite pentru deshidratarea pieselor sunt înlocuite cu substanțe miscibile cu parafina.

Clarificarea se poate face folosindu-se benzen, toluen sau xilen, însă benzenul este cel mai indicat lichid de clarificare, datorită unei bune și rapide penetrabilități, pentru ca nu durifică piesele și pentru că este mai miscibil cu parafina decât toluenul sau xilenul.

În acest caz, clarificarea pieselor s-a realizat prin 2 băi în benzen, cu o durată de 5 minute fiecare. Clarificarea s-a facut la temperatura laboratorului, în recipiente de sticlă, prevăzute cu dop etanș, în care cantitatea clarificatorului a fost de aproximativ 20 de ori mai mare decat volumul pieselor.

4.3. Parafinarea reprezintă pătrunderea pieselor, până în cele mai mici interstiții, cu parafmă topită și solidificarea în bloc, prin racire. Mediul de incluzie este miscibil cu lichidul de clarificare pe care îl înlocuiește treptat și pătrunzând astfel în toate celulele piesei, precum și în spațiile intercelulare.

Parafina histologică conține: 25grame parafină histologică cu punct de topire 42°; 125 g parafină histologică cu punct de topire 58°; 75 g ceara de albine. Înainte de folosire, parafina a fost maturată, prin menținerea ei în stare lichidă în termostat, timp de cel puțin 15 zile.

Piesele histologice clarificate au fost trecute rapid, cu ajutorul unei pense, din ultima baie de clarificare, în prima baie de parafină.

Impregnarea pieselor histologice s-a realizat în trei băi de parafină lichidă, încălzită la 60° a câte 4 h baia. Băile de parafină sunt reprezentate de cristalizoare sau capsule de porțelan neacoperite, cu diametrul de minim 4 cm, în care nivelul parafinei este de circa 3 cm. Trecerea dintr-o baie de parafina în alta, a pieselor, s-a realizat cu ajutorul unei pense metalice, încălzită ușor pentru a se evita întărirea parafinei pe brațele pensei.

4.4. Includerea in parafină s-a realizat prin trecerea pieselor din ultima baie de parafină într-o formă de incluzie lichidă, ulterior s-au așezat piesele în tipare si s-a turnat parafină. Piesa nu trebuie să atingă fundul vasului, de asemenea nu trebuie să existe bule de aer în parfină, iar în cazul în care există, acestea se îndepărtează cu o pensă înroșită în foc, cu care se atinge suprafața piesei, astfel încât bulele ies la suprafața parafinei. Cu ajutorul unei pense încălzite, în dreptul fiecărei piese s-a lipit o mică etichetă, pe care s-a notat numărul de ordine și grosimea piesei(4μ).

Formele au fost lasate să se răcească la temperatura camerei, prin răcire sau format blocuri ce înglobează piesele. Pentru o desprindere mai buna a parafinei, se lasa in congelator 5-10 minute. Parafina poate fi înlocuită cu un material sintetic numit paraplast, apare sub forma de pastile, nu este nevoie de maturarea sa și are punctul de topire similar cu al parafmei. Folosirea acestui mediu de includere este mai avantajoasă deoarece pătrunde mai repede în țesut, se secționează mai ușor, iar includerea în parafină dureaza mai puțin (3-4 ore).

5. Secționarea pieselor la microtomul de parafină. Microtomul este un aparat semiautomat cu ajutorul căruia piesele histologice incluse în parafmă pot fi tăiate în felii egale, de grosimea dorită, între limite de 1-25 μ.

În cazul acestui experiment, pentru ca piesele incluse în parafină să poată fi secționate, s-au realizat următoarele operații:

5.1. Fasonarea blocurilor de parafină. După solidificarea completă, blocurile de parafină au fost scoase din forma în care s-a făcut incluzia, îndepărtându-se parafina până la un strat subțire ce acoperă fiecare piesă.

Fiecare bloc de parafină a fost sculptat, cu ajutorul unui bisturiu, dându-i-se forma unui trunchi de piramidă.

Pentru fasonarea (modelarea) blocului s-au respectat următoarele reguli:

– cel puțin două muchii ale suprafeței de tăiere să fie paralele;

– împrejurul piesei, în zona de tăiere, stratul de parafină să nu fie mai gros de 2mm;

– distanța dintre partea de jos a piesei și baza blocului să fie suficient de mare (5-6 mm) pentru a permite lipirea blocului de portobiect.

5.2. Lipirea blocului de portobiect. Lipirea blocului de parafină pe portobiect s-a realizat prin topirea parafinei de la baza blocului; prin punerea sa în contact direct cu suprafața fierbinte a portobiectului, încălzit în prealabil la flacără.

5.3. Fixarea cuțitului in microtom. Cuțitul bine ascuțit s-a fixat în microtom la un unghi potrivit pentru tăiere. În cazul pieselor cu o consistența normală, unghiul de tăiere va fi de 13-15°. Piesele mai dure se taie la un unghi de 17-20°.

5.4. Apropierea și orientarea piesei. După fixarea cuțitului se apropie portobiectul astfel încât intre suprafața de tăiere și cuțit să fie o distanță mai mică de 1 mm. Portobiectul se orientează astfel ca cele două muchii paralele ale suprafeței de tăiere să ajungă paralele cu buza cuțitului.

5.5. Secționarea la microtom. Discul de comandă al grosimii secțiunilor se așează la 15-20μ și după ce se deblochează mecanismul de funcționare al microtomului, se începe rotirea volanului. Cuțitul pătrunde în piesă și pe buza cuțitului apar secțiuni groase și din ce în ce mai complete ale suprafeței blocului și ale piesei histologice. Se actionează indicatorul care comandă grosimea secțiunilor, în acest caz 4μ.

Tăierea corectă la microtom cu un cuțit bun și cu o ritmicitate potrivită a unui bloc de o duritate normală și bine orientat față de cuțit duce la alipirea fiecărei secțiuni noi de secțiunea precedentă, astfel că blocul de parafină se debitează într-o panglică dreaptă în care secțiunile sunt egale. Panglica este susținută de lama unui bisturiu ținut în mâna stângă. La lungimea dorită, panglica se detașează ușor cu un bisturiul ținut în mâna dreaptă și este transferată într-o cutie capturita cu hârtie neagră. Pe hârtia neagră se înscrie în dreptul panglicii numărul de pe eticheta blocului de parafină.

6. Intinderea, lipirea și uscarea secțiunilor pe lamă. Pentru confecționarea preparatelor histologice, secțiunile in parafină trebuie întinse și lipite pe lame de sticlă.

Pentru etalarea și lipirea secțiunilor au fost necesare următoarele:

– placa încălzitoare reprezentând un aparat electric cu resort care asigură o temperatură de 40-50°C;

– lame de sticla ce in prealabil au fost degresate prin frecarea cu apă și detergent și limpezite cu multă apă, lamele se șterg cu o cârpă moale, fără scame, și se stochează in cutii, ferite de praf;

– ace pentru manevrarea și întinderea secțiunilor;

– albumină Mayer, care se prepară din albușul unui ou foarte proaspăt; albușul este fragmentat cu foarfeca sau prin mojarare, după care se filtrează printr-o hârtie de filtru cu pori mari și usor umezită, direct intr-un cilindru gradat. Filtratul se amestecă in părți egale cu glicerină, iar drept conservant se adaugă, fie formol in proporție de 1%, fie un cristal de timol;

– alcool etilic de 96°C, sticla picuratoare cu solutie degresanta, cristalizator de sticla, stativ de lemn.

Tehnica de lucru. S-au scos câteva lame de sticlă, la un capăt al lamei s-a notat numărul de ordine al preparatului. Pe fiecare lamă, s-a întins,cu ajutorul unui deget degresat, in strat subțire ,o picătură de albumină Mayer.

Cu ajutorul a doua ace, au fost depuse pe lama de sticlă între 1 și 4 segmente de panglică; sa turnat cu sticla picurătoare 2-3 picături de apă distilată, alături de panglicile cu secțiuni, iar ca rezultat imediat panglicile au incep să plutească. Preparatul sa așeazat pe un fond colorat, și s-a inceput corectarea , cu ajutorul acelor, a cutelor de pe secțiuni.

Preparatul sa așeazat pe placa incălzitoare, după câteva secunde, parafina sa inmuiat și secțiunile s-au întins pe picătura de apă incălzită; cu ajutorul acelor sa tras de capetele panglicilor până ce panglicile au devenit drepte, după racire preparatul s-a scurs de excesul de apă.

După scurgerea apei, secțiunile au fost grupate in zona centrală a preparatului cu ajutorul unui ac. După scurgerea apei și aranjarea definitivă a secțiunilor, preparatele au fost așezate oblic pe un stativ de lemn.

Preparatele au fost lasate sa se usuce la temperatura camerei timp de 24h.

7. Colorarea secțiunilor histologice. În vederea colorării, secțiunile histologice înglobate în parafină trec prin două operații obligatorii: deparafinarea și hidratarea. După realizarea colorării, preparatele histologice vor fi deshidratate, clarificate și montate în balsam de Canada.

7.1. Deparafinarea și hidratarea secțiunilor . Bateria de deparafinare-hidratare este compusă dintr-un stativ de lemn, în care sunt așezate 6 pahare cilindrice cu dop rodat. Primele 3 pahare conțin băile de benzen, pentru deparafinare; ultimele 3 pahare conțin alcool etilic de 100°C, de 96°C și 60-70°C.

Tehnica de lucru: – deshidratarea- preparatele cu sectiuni in parafina, bine uscate, sunt scufundate in prima baie de benzen 5 minute, lamele se agita cu pensa tot timpul si tot cu aceasta sunt trecute dintr-o baie in alta.

Hidratarea- Preparatele sunt trecute în baia de alcool etilic absolut timp de 1-2 minute. De aici preparatele sunt trecute în ultima baie de alcool unde rămân 2-3 minute. În acest caz, pentru hidratarea preparate lor s-a folosit apă de robinet.

7.2. Colorarea secțiunilor histologice. În practica colorațiilor histologici, în afară de operațiile propriu-zise de aplicare a coloranților asupra preparatelor, pentru reușita colorării sunt necesare o serie de operații complementare: diferențierea, virarea colorantului, mordansarea, etc.

7.3. Montarea preparatelor histologice . În acest caz, s-a folosit colorația cu hemalaun (hematoxilină)-eozină. Colorația cu hemalaun-eozină este o metodă de colorare topografică, relativ simplă. Hemalaunul este un colorant bazic care se fixează pe structurile organice acide din preparat. El colorează selectiv nucleu celulelor și nuanțează citoplasmele bazofile dându-le o tentă ușor albăstruie. Eozina este un colorant acid care se fixează selectiv pe citoplasmă, pe care o colorează în roz.

Prepararea reactivilor:

– soluția alcoolică de hematoxilină 100/0: se dizolvă 10 g hematoxilină în alcool etilic absolut. Soluția se păstrează într-o sticlă albă cu dop rodat, pentru a se matura la lumină;

– hemalaunul: se dizolvă 7,5 g alaun de potasiu în 100 ml de apă distilată, la fierbere. Soluția obținută se filtrează la cald, se adaugă 1,5 ml soluție alcoolică de hematoxilină 10 % maturată; se dizolvă 0,03 g iodat de potasiu în 1 ml apă distilată. Soluția de hemalaun astfel preparată este lăsată la lumină în balon Erlenmayer, timp de 3 zile; se adaugă 0,5 ml acid acetic glacial.Colorantul se păstrează în sticlă brună la temperatura camerei, și se filtrează înainte de folosire ;

– soluția de eozină 1%: se dizolvă 1 g eozină acvasolubilă în 100 ml apă distilată sau de robinet;

Tehnica de lucru: Preparatele s-au colorat în hemalaun timp de 7 minute, folosindu-se pahare cilindrice cu dop rodat;

Urmeaza o spalare scurta cu apa de robinet timp de 10 minute dupa care are loc colorarea cu eozina timp de o ora: dupa scoaterea lamelor din eozina acestea se trec in 2 bai de apa dupa care urmeaza montarea preparatelor.

Preparatele histologice colorate și spalate au fost deshidratate timp de 2 minute în baia de alcool etilic de 96° și câte 2 minute în băile de alcool etilic absolut;

Clarificarea sa realizează prin 3 băi de xilen; fiecare baie durând 5 minute.Imediat ce preparatul a fost scos din ultima baie de xilen, pe el se picura 2-3 picaturi de balsam de Canada (rășină a coniferului Abies balsamea + xilol), in dreptul secțiunilor. Peste preparat sa așezat lamela evitându-se formarea bulelor de aer.

Pentru consolidare, lamele au fost lasate in repaus, la temperatura camerei. Preparatul permanent obținut este gata de examinat la microscop.

Ca medii de montare anhidre se mai folosesc:

– rașina Dammar ;

– colofoniul ;

– uleiul de cedru ;

– diverse rășini sintetice, etc.

4.3. Rezultate și discuții

Tabelul 4.1. Numărare eritrocite

(Original)

Unitatea de măsură este exprimată în milioane/mm³

Fig. 4.1. Valorile eritrocitelor

(Original)

Conform tabelului de mai sus se poate observa că valorile eritrocitelor au scăzut pentru cele 5 loturi, devenind patologice sub influența fungicidului Rovral.

Scăderea numărului de eritrocite determină anemie. Anemia este definită din punct de vedere funcțional printr-o masă eritrocitară insuficientă pentru asigurarea unei cantități adecvate de oxigen țesuturilor periferice. În practică, se consideră anemie atunci când concentrația de hemoglobină, hematocritul și/sau numărul de eritrocite sunt sub valorile de referință. Diagnosticul este dificil dacă doar unul din parametri este sub valorile limită; în acest caz hemograma trebuie monitorizata în continuare pentru stabilirea unui diagnostic corect.
În anemia acută datorită hemoragiei, numărul de eritrocite și concentrația de hemoglobină rămân nemodificate în primele ore datorită pierderii concomitente de plasmă; ele încep să scadă pe masură ce se produce corecția deficitului volumic. Îanemiile cronice volumul sanguin este aproape normal prin creșterea compensatorie a volumului plasmatic, iar numărul de eritrocite și hematocritul sunt de obicei scăzute.

Tabelul 4.2. Numărare leucocite

(Original)

Unitatea de măsură: 1×10³/mm³

Fig. 4.2. Valorile leucocitelor

( original)

Celulele albe sau leucocitele (din cuvântul grecesc “leuko” ce înseamnă “alb”) sunt celule ale sistemului imunitar implicate în apărarea organismului atât împotriva bolilor infecțioase cât și a corpurilor străine. Există cinci tipuri principale, diferite de leucocite dar toate sunt produse și provin dintr-o celulă multipotentă din măduva osoasă cunoscută ca celula stem hematopoetică. Acestea trăiesc în corp, în medie, aproximativ trei – patru zile. Leucocitele se găsesc în tot corpul, inclusiv sânge și sistemul limfatic.

Numărul leucocitelor în sânge este de multe ori un indicator al bolii. În mod normal există aproximativ 7000 de celule albe pe microlitru sânge. Acestea reprezintă aproximativ 1% din volumul total de sânge într-un adult sănătos. O creștere a numărului de leucocite peste limitele superioare se numește leucocitoză, iar scăderea sub limita inferioară se numește leucopenie. Proprietățile fizice ale leucocitelor, precum volumul, conductivitatea și granularitatea, se pot schimba ca urmare a activării, prezenței unor celule imature sau prezența leucocitelor maligne în leucemie

Tabelul 4.3. Determinarea glicemiei

( Original)

Unitatea de măsură: mg/dl

Fig. 4.3. Valorile glicemiei

(original)

Hipoglicemia este un termen medical care înseamnă un nivel scăzut al concentrației zahărului (mai exact a glucozei) în sânge (sub 50 mg/dl).

Hipoglicemiile ușoare sau medii (fără pierderea stării de conștiență) reprezintă dereglarea unui echilibru metabolic bun.

Din analiză probelor histologice referitoare la intoxicarea cu fungicidul rovral a loturilor de pești, se desprind mai multe concluzii:

-studiile histologice efectuate pe caras (Carassius gibelio) relevă importante modificări privind acumularea de substanțe chimice în structura intera a peștelui;

-analizele histologice pe branhii, pun în evidență alterări structurale celulare;

-aplicarea pesticidului afectează structura histologică la caras,prin următoarele aspecte: hiperplazie,hipetrofie epiteliului lamelar,dilatatea canalelor -analiza histologică a branhiilor evidențiază o multitudine de aspecte ale alterării structurii acestuia,dar și unele diferențe datorită unicității fiecărui organism viu.

În concluzie, studiul histologic de față arată alterării ale structurii celulare și a ultrastructurii branhiilor, dar și a diferitelor organe ale peștelui. (vezi ,,figurile 4.4.-4.8.”)

Fig4.4. Histologia branhiilor

(original)

Fig. 4.5. Histologia branhilor

(original)

Fig.4.6. Histologia branhiilor

(original)

Fig. 4.7.Hisologia branhiilor

(original)

Fig. 4.8. Histologia branhiilor

(original)

CONCLUZII

Prezența lucrare este o contribuție la cunoașterea toxicitătii, precum și a efectelor induse de fungicidul rovral asupra peștilor.

Loturile de pești (Carassius gibelio) cărora li s au administrat timp de 2 săptămâni, o concentrație stabilită de pesticid reacționează prin apariția unor modificări morfologice (hipersecretia glandelor salivare etc.), dar și importante modificări histologic și fiziologice.

Toate observațiile histofiziologice făcute la nivelul organismului intern al peștelui indică faptul că, expunerea exemplarelor la concentrații de pesticid are efecte distructive asupra diferitelor țesuturi,respectiv organe. Modificările prezentate pot fi utilizate că biomarkeri ai toxicitătii acestor substanțe chimice.

Modificările histofiziologice determinate de acțiunea fungicidului rovral,înregistrate la nivelul organelor studiate,respectiv branhii,au că rezultat final modificarea unor diferiți parametri,cum ar fi: parametri hematologici(număr de eritrocite și leucocite), parametri biochimici (glicemie), dar și parametri histologici (histologia organelor) care, de altfel, conduc, în final la moartea organismuluiÎn prezenta lucrare de licență s-au evidențiat transformările histofiziologie la specia cercetată Carassius Gibelio și anume, indicii studiați sunt: eritrocitele, leucocitele și glicemia.

Substanța activă a rovralului, iprodion, manifestă un efect toxic asupra structurii tabloului hematologic la pești, acesta exercită modificări semnificative după numărătoarea loturilor de cercetat față de loturile martor.

BIBLIOGRAFIE:

1. Alexandrescu I., Bușniță Th. ,,Atlasul peștilor din apele R.S. România”. București, 2001.

2. Antipa Gr.. ,,Fauna ichtiologică a României”. București, 2009.

3.. Beer Amy-Jane, Hall Derek. ,,Enciclopedia ilustrată a lumii subacvatice.-Peștii și creaturile marine”. Editură Aquila, 2008.

4. Bănărescu Petru.,, Fauna Republicii Populare Române”. Vol. XIII : Pisces – Osteichtyes (Pești ganoizi și osoși). București. Editura Academiei Republicii Populare România, 1964.

5. Cărăușu S. ,,Tratat de ihtiologie”. București, 2002.

6. Lambert Derek, Mills Dick.,, Pești de acvariu”. Editura TEORA, 2008.

7. Lustun L., Rădulescu I., Voican V. ,,Dicționar piscicol”. Editura Ceres. București 2008.

8 Lustun L., Rădulescu I., Voican V.,, Bolile peștilor de acvariu și ale altor animale acvatice” . Editura Ceres. 1983

9. Pojoga I. ,,Piscicultura”. Ediția a 2-a .Editura Agro-Silvică, București 1959.

10. Stancioiu S. ,,Curs de ihtiologie sistematica”. Galați, 2007.

11. Vasiliu George D.. ,,Peștii apelor noastre”. București : Edit. Științifică, 2009.

12. Ministerul sănătății. Academia de științe medicale. ,,Metode de laborator”. Editura Medicala București. 2005.

13.Revista National Geographic

14. http://www.agrofarmserv.ro/library/eticheta/29_Rovral_eticheta.pdf

15. http://agroromania.manager.ro/pesticide/rovral-500-sc-1047/

16. http://anatomiaanimalelor.blogspot.ro/2013/06/34-tesutul-sanguin.html

17.http://www.bayercropscience.ro/produse.php?action=tip&cat=4&subcat=2

18. http://www.e-pets.ro/articole/anatomia-pestelui

19. http://www.epa.gov/pesticides/about/#what_pesticide

20. http://www.glissando.ro/pesticide/fungicide/rovral-500-sc-flacon-1-litru-690.html

21. http://ihtiologie.blogspot.ro/p/notiuni-despre-obiceiurile-si-modul-de.html

22. http://seaworld.org/en/animal-info/animal-infobooks/bony-fish/conservation-and-research/

23. http://seaworld.org/en/animal-info/animal-infobooks/bony-fish/anatomy-and-physiology/

24. http://www.sumi-agro.ro/index.php?pg=10&p=80