Conduita Epidemiologica In Caz de Infectie cu Pneumovirusul Aviar la S.c.agrisol Int.ro

PLANUL LUCRĂRII

Partea I Studiu bibliografic

Introducere……………….……………..….………………….pag.5

Istoric și răspândire geografică……………….…….…………pag.5

Etiologie…………………………………………….…………..pag.9

Morfologia virusului…………………………….…………….pag.10

Structura virusului……………………………………..…..…pag.11

Caracteristici fizico-chimice ale virusului……….…………..pag.12

Caracteristicile replicării virale în culturi celulare……………pag.13

Clasificarea tulpinilor virale……………………………….…pag.14

Bacterii implicate secundar…………………………………..pag.15

Epidemiologie……………………………………………..…pag.17

Patogeneză…….……………………….………….…………pag.19

Semne clinice…………..………………….…………………pag.22

Leziuni……..…………………………….………..…………pag.24

Leziuni macroscopice…………………………………………pag.24

Leziuni microscopice…………………………………………pag.25

Diagnostic……………………………………….……………pag.26

Diagnostic clinic…………………………………………..…pag.26

Izolarea virusului…………………………………..…………pag.27

Diagnostic serologic…………………………………..……..pag.28

Tehnica ELISA………………………………………………pag.29

Seroneutralizarea…………………….………………………pag.30

Imunofluorescența indirectă…………………………………pag.30

Tehnici imunocitochimice……………………………………pag.31

Tehnici de biologie moleculară………………………………pag.31

Diagnostic diferențial…………………………………………pag.32

8. Strategii de combatere și profilaxie………………….………pag.32

Tratament și recomandări…………………………….………pag.32

Profilaxie și control…………………………………………..pag.33

Partea a II-a Cercetări personale

SCOPUL LUCRĂRII………………………..………………pag.41

LOCUL DE DESFĂȘURARE………………………………pag.42

Descrierea unității……………………………………………pag.42

Tehnologia de creștere și exploatare…………………………pag.45

Condiții zooigienice în ferma de părinți ROSS 308………….pag.45

Condiții zooigienice în fermele de broileri de la Blejoi……..pag.46

2.3. Situația epidemiologică și programele de profilaxie…………pag.47

MATERIAL ȘI METODĂ…………………………………..pag.50

Recoltarea probelor de ser pentru examenul serologic………pag.51

Prelucrarea probelor cu ajutorul tehnicii ELISA……………..pag.52

REZULTATE ȘI DISCUȚII………………………………….pag.55

CONCLUZII…………………………………………………pag.74

Bibliografie

PARTEA I

STUDIU BIBLIOGRAFIC

INTRODUCERE

La începutul unui nou mileniu, după aproape 25 de ani de când a fost raportată pentru prima dată, infecția cu pneumovirus aviar denumită rinotraheita infecțioasă a curcii (turkey rhinotracheitis – TRT) sau sindromul capului umflat (swollen head sindrome – SHS) – continuă să reprezinte o problemă economică și de bunăstare a animalelor de importanță majoră în crescătoriile de păsări din întreaga lume, chiar și în țări unde se practică vaccinarea. O dată cu apariția a noi tipuri de pneumovirusuri aviare în diferite zone ale lumii, este timpul să revizuim căile prin care pot fi controlate infecțiile cauzate de aceste virusuri.

1. ISTORIC ȘI RĂSPÂNDIRE GEOGRAFICĂ

La sfârșitul anilor 70, în Africa de Sud a apărut o noua boală respiratorie acută care afecta puii de curcă în vârstă de 3-4 săptămâni. Păsările afectate prezentau secreții nazale și oculare precum și sinuzită la nivelul sinusurilor infraorbitale. Această boală respiratorie se deosebea de alte boli prin rata mare de morbiditate și mortalitate. Buys și Du Preez au reușit să izoleze un virus din exsudatul nazal al curcilor afectate și, folosind acest virus au reprodus experimental boala.(70)

Mai târziu, infecția a apărut în Europa; în iunie 1985 această boală a fost semnalată in Norfolk, Marea Britanie și de aici s-a răspândit repede și în alte țări ca Franța, Spania, Germania, Italia, recent Olanda, Israel și în unele țări asiatice. Virusul izolat în Marea Britanie și Franța a fost inclus în familia Paramyxoviridae și, inițial în genul Pneumovirus. În aceeași perioadă a apărut o boală respiratorie necunoscută la puii de găină, cu semne clinice la nivelul tractusului respirator superior și edem facial. Morley și Thomson au numit-o sindromul capului umflat și la vremea aceea s-a crezut că e provocată de o infecție mixtă cu Coronavirus și E.coli.(36)

Sindromul capului umflat a apărut în mai multe țări din Europa afectând efective de reproducție, găini ouătoare și broileri. S-au suspectat diverși agenți etiologici ca posibile cauze ale sindromului, dar nu s-a reușit reproducerea experimentală a bolii cu niciunul dintre ei. Detectarea anticorpilor și izolarea particulelor virale asemănătoare virusului rinotraheitei de la găini afectate de sindromul capului umflat au dus la suspectarea acestuia ca agent cauzal, fapt confirmat mai târziu în urma izolării virusului rinotraheitei la găini.

La începutul anilor 90 s-au obținut vaccinuri pentru curci și găini din tulpini izolate de la curcă. Până în 1994 s-a demonstrat că există două subtipuri de pneumovirus aviar, A și B, vaccinurile obținute din tulpini ale subtipului A conferind protecție și împotriva tulpinilor subtipului B. Virusuri A au fost detectate în Brazilia în 1995, iar în 1997 a fost descris un pneumovirus aviar la curci în SUA și s-a descoperit ulterior că este antigenic diferit de subtipurile A și B. Unicitatea serologică și analiza filogenetică au clasat tulpinile izolate în SUA ca subtipul C. Boala nu a fost observata la puii de găină din America de Nord și este întâlnită astăzi doar la curci în statele Minnesota și Dakota.(45)

Recent, a fost semnalată prezența virusului subtipul C la rațe în Franța. Această descoperire mai trebuie confirmată prin izolarea și descrierea virusului. În 2000 s-au depistat pneumovirusuri la păsări de vânat din Marea Britanie, asociate cu tulburări respiratorii. În anul 2000 o altă tulpină aparținând subtipului D a fost izolată în Franța.

INCIDENȚA MONDIALĂ A TRT

În urma transmiterii la noi specii de păsări, a fost pus în discuție rolul epidemiologic al păsărilor sălbatice în menținerea și transmiterea infecției. Dupa ultimele studii s-a dovedit ca și la anumite populații de fazani, de bibilici, gâște, porumbei, vrăbii și alte pasari salbatice au fost identificați, prin metoda PCR, anticorpi împotriva pneumovirusului aviar.(27)

În tabelele de mai jos este prezentată semnalarea rinotraheitei și a sindromului capului umflat, în diferite zone geografice:

Tabelul 1 Apariția rinotraheitei în ordine cronologică

Tabelul 2 Apariția sindromului capului umflat, în ordine cronologică

2. ETIOLOGIE

Rinotraheita curcilor, denumită și coriza curcilor, „avian rhinotracheitis”, iar în prezent “avian pneumovirus infection”, este unanim recunoscut actualmente ca fiind produsă de virusul rinotraheitei curcilor (Turkey rhinotraheitit virus; TRTV) încadrat în ordinul Mononegavirales, familia Paramyxoviridae, subfamilia Pneumovirinae, genul Metampeumovirus.

În prima descriere a bolii, Buys și Du Preeze au arătat posibilitatea ca agentul cauzal sa fie un Ortomyxovirus sau un Paramyxovirus datorită morfologiei acestor virusuri în culturile traheale.(70)

Când boala a apărut în Europa, Wyeth și col. sugerează de asemenea că virusul aparține familiei Paramyxoviridae, genul Pneumovirus deoarece nu este hemaglutinant al eritrocitelor de găină, de cobai sau al eritrocitelor umane tip O1.

Un studiu ulterior efectuat pe polipeptidele constituționale prin metoda SDS Page (Sodium Dodecyl Sulphate Poliacrilamide Gel Electrophoresis) și pe ARNm viral a demonstrat ca virusul rinotraheitei curcilor are o structură similară altor virusuri din genul Pneumovirus.

Recent, Yu și col. au demonstrat că secvența de aminoacizi a polipeptidelor de fuziune (F) și cea matriceală (M) este omoloagă în proporție de 50% virusului respirator sincițial uman. Astăzi, pneumovirusurile sunt reprezentate de 4 virusuri: virusul respirator sincițial uman, virusul respirator sincițial bovin, virusul pneumoniei șoarecilor și virusul rinotraheitei curcilor. Cel din urmă este denumit pneumovirusul aviar deoarece este singurul care afectează păsările. Toate fac parte din familia Paramyxoviridae, subfamilia Pneumovirinae care cuprinde două genuri: Pneumovirus, care include virusurile respiratorii sincițiale ale mamiferelor și genul Metapneumovirus reprezentând pneumovirusurile aviare.(21)

În ceea ce privește sindromul capului umflat, teoria cea mai răspândită este că virusul rinotraheitei acționează ca agent etiologic primar, pentru ca mai târziu infecții bacteriene secundare cu E.coli și Pasteurella să contribuie în condiții favorabile de mediu la manifestarea acestui sindrom.

2.1. MORFOLOGIA VIRUSULUI

Pneumovirusul aviar are formă aproximativ sferică, cu margini neregulate și diametrul de 80-200nm deși se întâlnesc și particule rotunde cu diametrul de 500nm. Se pot observa și forme filamentoase cu margini neregulate cu diametrul 80+100nm și lungimea de pâna la 1000nm, mai ales în preparate din culturi de organe. Aceste forme sunt învelite de un strat de lipide cu proeminențe de suprafața, în acest înveliș existând o nucleocapsidă elicoidală. Collins și Gough estimează înălțimea proeminențelor de suprafață la 13-14nm și diametrul nucleocapsidei la 14nm cu fiecare tura de circa 7nm. Aspectul ultrastructural al pneumovirusului aviar ajuta la identificarea originii sau subtipului.(30)

Imaginea virusului la microscopul electronic

MORFOSTRUCTURA VIRUSULUI

2.2. STRUCTURA VIRUSULUI

Cavanagh și Barret au arătat că greutatea moleculară a virusului rinotraheitei este mai mică de 0,4×106.

Genomul acestui virus este compus dintr-o singură catenă de ARN care conține nouă fragmente; fiecare fragment, la rândul său, codifică proteine structurale și funcționale. Cunoașterea acestui genom este acum completă după secvențializarea sa totală. Genele ce codifică unele polipeptide virale (F, M, G, M2, SH, P și N) au fost studiate din punct de vedere al secvențialității și ordinii lor în genomul viral. Aceasta a facut posibilă compararea diferitelor virusuri izolate de la păsări cu rinotraheită și compararea lor cu alte pneumovirusuri.

Virusul rinotraheitei prezintă nouă polipeptide cu greutăți moleculare cuprinse între 18Kdal și 200Kdal. Acestea sunt: L — o ARN polimerază dependentă de ARN-ul viral, G — glicoproteina de suprafață, F0 , F1, F2 — proteine de fuziune, N — nucleoproteina, P — fosfoproteina, M — proteina matriceală și o polipeptidă neidentificată de menționat că 22 Kdal. Polipeptidele G, F0, F1, și F2 sunt glicozilate. Yu și col. au identificat polipeptida de 22 Kdal ca M2 — proteina matriceală secundară. De asemenea, s-a mai gasit polipeptidă SH — o proteină mică hidrofobă care a fost descrisă la pneumovirusuri dar nu se cunoaște funcția ei.

Polipeptida G este responsabilă de procesul de atașare a virusului de celula gazdă. F2 reglează procesul de fuziune și penetrare a celulei țintă și este disociată în F1 și F2. Această polipeptidă permite, de asemenea, fuzionarea celulei infectate cu celulele vecine, mărind transmisibilitatea virusului printre celulele adiacente. N este nucleoproteina care învelește și protejează acidul nucleic cu care formează nucleocapsida. P și L participă de asemenea la formarea nucleocapsidei și ele sunt transcriptaze virale, enzime care servesc la transcrierea moleculei de ARN cu polaritate negativă în moleculă de ARN cu polaritate pozitivă, deoarece pot fi folosite ca ARN mesager. M este proteina matrice care stabilizează și învelește virionul. Polipeptidele G, F0, F1 și F2 nu numai reglează aderarea și penetrarea virusului în celula gazdă, factor cheie în patogeneza virală și acționează ca antigene principale indicând imunitatea protectoare.(38, 70)

2.3. CARACTERISTICI FIZICO-CHIMICE ALE VIRUSULUI

Caracteristicile fizico-chimice sunt cele ale familiei Paramyxoviridae, cu câteva deosebiri cum ar fi:

Este sensibil la solvenții lipidelor organice (eter, cloroform)

Dezinfectantele pe bază de compuși amoniacali cuaternari și glutaraldehide, alcool, derivați cu sodiu au acțiune virulicidă

Este inactivat la 56ºC în 30 minute

Este stabil la pH 3-9

Are densitatea 1,21g/ml în gradient de sucroză

Nu are activitate neuraminidazică

Nu are capacitatea de a hemaglutina eritrocitele de găină, gâscă, capră, porcușor de Guineea sau de om tip 01

Vire 18Kdal și 200Kdal. Acestea sunt: L — o ARN polimerază dependentă de ARN-ul viral, G — glicoproteina de suprafață, F0 , F1, F2 — proteine de fuziune, N — nucleoproteina, P — fosfoproteina, M — proteina matriceală și o polipeptidă neidentificată de menționat că 22 Kdal. Polipeptidele G, F0, F1, și F2 sunt glicozilate. Yu și col. au identificat polipeptida de 22 Kdal ca M2 — proteina matriceală secundară. De asemenea, s-a mai gasit polipeptidă SH — o proteină mică hidrofobă care a fost descrisă la pneumovirusuri dar nu se cunoaște funcția ei.

Polipeptida G este responsabilă de procesul de atașare a virusului de celula gazdă. F2 reglează procesul de fuziune și penetrare a celulei țintă și este disociată în F1 și F2. Această polipeptidă permite, de asemenea, fuzionarea celulei infectate cu celulele vecine, mărind transmisibilitatea virusului printre celulele adiacente. N este nucleoproteina care învelește și protejează acidul nucleic cu care formează nucleocapsida. P și L participă de asemenea la formarea nucleocapsidei și ele sunt transcriptaze virale, enzime care servesc la transcrierea moleculei de ARN cu polaritate negativă în moleculă de ARN cu polaritate pozitivă, deoarece pot fi folosite ca ARN mesager. M este proteina matrice care stabilizează și învelește virionul. Polipeptidele G, F0, F1 și F2 nu numai reglează aderarea și penetrarea virusului în celula gazdă, factor cheie în patogeneza virală și acționează ca antigene principale indicând imunitatea protectoare.(38, 70)

2.3. CARACTERISTICI FIZICO-CHIMICE ALE VIRUSULUI

Caracteristicile fizico-chimice sunt cele ale familiei Paramyxoviridae, cu câteva deosebiri cum ar fi:

Este sensibil la solvenții lipidelor organice (eter, cloroform)

Dezinfectantele pe bază de compuși amoniacali cuaternari și glutaraldehide, alcool, derivați cu sodiu au acțiune virulicidă

Este inactivat la 56ºC în 30 minute

Este stabil la pH 3-9

Are densitatea 1,21g/ml în gradient de sucroză

Nu are activitate neuraminidazică

Nu are capacitatea de a hemaglutina eritrocitele de găină, gâscă, capră, porcușor de Guineea sau de om tip 01

Virusul rezistă în țesuturile infectate timp de 9 zile. Astfel, în culturi celulare, lichide extraembrionare și embrioni infectați cu pneumovirusuri, uscate și păstrate la temperatura camerei rezistă timp de 7 zile. (70,72)

PIERDEREA VIABILITĂȚII TEMPERATURĂ/ TIMP

2.4. CARACTERISTICILE REPLICĂRII VIRUSULUI ÎN CULTURI CELULARE

Substratul optim pentru izolarea și dezvoltarea virusului rinotraheitei este reprezentat de culturi primare de organe de embrioni de găină sau de curcă. Mediul preferat pentru izolarea virusului este reprezentat de culturi traheale. Virusul provoacă ciliostază în 4-6 zile după inocularea sa în culturi de curcă și 6-8 zile în culturi de găină. Virusul se dezvoltă și în fibroblaste și celule renale de embrion tratate anterior cu tripsină. În aceste culturi se poate observa formarea sincițiilor de 20-30 de nuclei precum și apariția de incluzii intracitoplasmatice în 3-4 zile de la inoculare. O dată adaptat, virusul rinotraheitei se poate dezvolta și în alte tipuri de linii celulare: Vero, MBG și MA104 unde produce aceleași efecte citopatice ca și în culturile celulare primare. Inocularea virusului în ouă embrionate nu este recomandată din cauza rezultatelor variabile care se obțin.

Virusul rinotraheitei este atenuat rapid prin pasaje repetate în culturi celulare dar își menține proprietățile imunologice.(38)

2.5. CLASIFICAREA TULPINILOR VIRALE

Deși toate tulpinile virusului rinotraheitei aparțin aceluiași serotip, cu a ajutorul anticorpilor monoclonali, precum și în urma analizării secvenței de nucleotide urmărind atașarea glicoproteinei G, ele au fost împărțite inițial în două grupuri, în mod similar virusului respirator sincițial uman: subtipul A și subtipul B.

Mai recent, pneumovirusul aviar a fost izolat la curci în Colorado și Minnesota. Cercetări serologice pe aceste tulpini utilizând teste de neutralizare cu ser monospecific și anticorpi monoclonali au demonstrat că nu există asemănări importante cu subtipurile A și B. Unicitatea serologică și analiza filogenetică au clasat tulpinile izolate în SUA ca subtipul C. În anul 2000 o altă tulpină aparținând subtipului D a fost izolată în Franța.

Cercetări recente efectuate în Japonia au evidențiat prezența unei multitudini de tulpini de pneumovirusuri aparținând subtipurilor A, B, C și D în fermele de găini și curci.

Studii efectuate pe tulpini virale izolate de la găini și curci au demonstrat că acestea au aceleași caracteristici morfologice, fizico-chimice și structurale dar se deosebesc prin proprietățile biologice. Ambele izolate induc răspuns imun la cele două specii. Tulpina izolată la găini a provocat semne clinice atât la găini cât și la curci, în timp ce tulpina izolată de la curci a provocat semne clinice numai la specia respectivă.

Cercetări recente folosind anticorpi monoclonali și policlonali au demonstrat că structura antigenică a tulpinilor virale izolate de la cele două specii este aceeași.(46)

2.6. BACTERII IMPLICATE SECUNDAR

Când boala a fost observată pentru prima dată, mai multe tulpini bacteriene au fost izolate de la păsările afectate cum sunt: Alicaligenes faecalis, Pasteurella multocida, Mycoplasma sp., E.coli și Staphylococcus sp. E.coli a fost izolată cel mai frecvent.(70)

Asocierea și sinergismul între pneumovirus și bacterii determină o exacerbare a ratei de infecție în efectivele de păsări după cum urmează:

Tabelul 3. Izolarea bacteriilor la cazuri suspecte de SHS

Morley și Thomson, O’Brien, Pagès și Costa, printre alții, au demonstrat că inocularea unei culturi pure de E.coli prin scarificarea pielii din regiunea facială poate produce semnele sindromului capului umflat.

Experimental, inocularea virusului rinotraheitei și a E.coli simultan duce la leziuni mai grave decât leziunile produse de cei doi agenți separat. De la păsările adulte afectate de sindromul capului umflat cel mai frecvent s-au izolat: E.coli, Pasteurella haemolitica, Pasteurella multocida, ceea ce duce la concluzia că acestea ar putea fi cei mai importanți agenți secundari implicați în patogeneza sindromului capului umflat.

Recent, Ornithobacterium rhinotracheale a fost izolat de la păsări cu rinotraheită și astfel această bacterie s-a adăugat la lista agenților secundari implicați în apariția bolii.

3. EPIDEMIOLOGIE

Infecția cu pneumovirusul aviar afectează, în condiții naturale, curcile și găinile, în special tineretul, dar și alte păsări din ordinul Galliformes.

Rinotraheita curcilor și sindromul capului umflat, semnalate pentru prima data în Africa de Sud și mai târziu în Europa, sunt astăzi întâlnite în majoritatea țărilor cu producții mari de păsări, cu excepția Australiei. În SUA rinotraheita a apărut recent.

Rinotraheita este o boala contagioasă cu rate mari de morbiditate și dar cu mortalitate redusă. În funcție de agenții bacterieni secundari implicați, în unele cazuri rata mortalității ar putea ajunge la 30%. Boala afectează toate tipurile de ferme cu producție mare (cele cu categorii diferite de vârstă, dar și cele care funcționează după principiul totul plin – totul gol).

Referitor la sindromul capului umflat, rata morbidității poate varia între 1 și 10% la broileri, iar mortalitatea depinde de mai mulți factori. Găinile ouătoare pot manifesta semne clinice de reșută care nu sunt atât de grave comparativ cu procesele primare.

Nu există o predispoziție genetică pentru această boală; indiferent de componenta genetică, orice rasă de galinacee se poate îmbolnăvi. Dimpotrivă, condițiile de mediu, ca și tipurile de agenți secundari implicați au un impact considerabil asupra morbidității și mortalității.

Natura infecțioasă a rinotraheitei a fost demonstrată prin transmiterea prin contact direct de la curci la puii de curcă sau prin inocularea de mucus filtrat sau nefiltrat, secreții nazale sau alte materiale recoltate din tractusul respirator al păsărilor afectate. Cook și col. au demonstrat că virusul se transmite de la păsări afectate la puii de curcă dacă sunt plasați în contact direct timp de 9 zile după infectare. Acești autori au pus în evidență importanța contactului direct, în experimentul lor virusul nu a fost transmis păsărilor sensibile aflate în același adăpost dar în alt țarc. În urma infecțiilor experimentale, perioada de incubație a fost apreciată la 8-14 zile.

Sursa principală de infecție este reprezentată de păsările infectate și sau bolnave, care elimină virusul prin secreții lacrimale, nazale și treheale. Virusul nu se găsește în fecale. Infecția se realizează pe cale orizontală, aerogenă și digestivă. Nu s-au publicat dovezi ale transmiterii verticale a pneumovirusului aviar deși virusul poate fi detectat la nivelul tractusului genital al păsărilor ouătoare.

Până în prezent nu sunt date în literatura de specialitate care să ateste durata stării de purtător a efectivelor trecute prin boală.

Pneumovirozele aviare sunt recunoscute ca fiind unele din cele mai difuzibile boli respiratorii, mai ales în fermele în care nu se aplică și respectă principiul „totul plin – totul gol”. În aceste situații infecția se poate propaga într-o perioadă extrem de scurtă, de aproximativ 9 zile.

Curcile și găinile, aparent de orice vârstă, sunt cunoscute ca fiind gazdele naturale ale pneumovirusului. Picault și col. au găsit anticorpi anti pneumovirus aviar la efective de bibilici și au reușit să producă o boală asemănătoare rinotraheitei la această specie folosind un virus izolat de la curci cu rinotraheită. Sindromul capului umflat a fost de asemenea raportat la bibilici. Prin infecții experimentale cu pneumovirus izolat de la curci, Gough și col. au demonstrat susceptibilitatea cu semne clinice la curci, găini și fazani precum și răspunsul imun la virus al bibilicilor. Porumbeii, gâștele și rațele păreau a fi rezistente la virus. Anticorpi anti pneumovirus aviar au fost găsiți și la struți din crescătorii în Zimbabwe și la pescăruși în Marea Baltică. Mai recent, virusul a fost detectat la fazani în Marea Britanie, și supravegherea serologică indică faptul că astăzi virusul este ubicvitar la păsările de vânat.

Studii recente efectuate pe șoareci, șobolani și păsări de apă folosind un pneumovirus izolat la curci din Minnesota arată prezența virusului la șoarece 14 zile și 6 zile la șobolani. La păsările de apă nu s-au observat semne clinice dar ARN-ul viral a fost detectat prin PCR timp de 21 zile p.i.

Cu toate că pneumovirusurile aviare, din punct de vedere etiologic, sunt considerate „agenți primari”, aspectele epidemiologice, clinice și morfopatologice în focarele naturale sunt condiționate și amprentate de o multitudine de factori de origine neinfecțioasă și infecțioasă cum ar fi deficiențele în managementul tehnologic de biosecuritate și de menținere a factorilor de microclimat, precum și de prezența în efectiv a infecțiilor cu alte virusuri respiratorii, virusuri imunodepresive, micoplasme, bacterii condiționat patogene și patogene.

4. PATOGENEZA

În ciuda ratei crescute a morbidității și uneori a ratei mari a mortalității asociate cu pneumovirusul aviar, patogenitatea acestuia a fost dificil de studiat în laborator. Virusul afectează păsările în primele săptămâni de viață și are o perioadă scurtă de viremie, ceea ce explică dificultatea izolării virusului de la animale cu sindromul capului umflat.

Replicarea virusului rinotraheitei are loc în tractusul respirator superior: corneți nazali și trahee dar, în proporție mai mică, și în pulmoni și sacii aerieni. De asemenea, replicarea virală a fost observată și în tractusul genital al curcilor de reproducție.

Virusul produce deformarea și pierderea cililor celulelor din corneții nazali și trahee, ceea ce facilitează pătrunderea agenților secundari. El poate fi detectat în cavitatea nazală și trahee în 24 de ore de la infectare, iar cantitatea maximă de virus este atinsă în 3-5 zile; el poate fi izolat din cavitatea nazală până la 14 zile post inoculare și, prin tehnica PCR genomul viral poate fi detectat 17 zile post inoculare.

Pneumovirusul este imunosupresiv, inducând inhibarea mitogenezei celulelor T. De asemenea, poate să compromită funcțiile macrofagelor și să stimuleze aceste celule pentru a produce cantități importante de factor al necrozei tumorale (TNF ), factori de creștere și oxid de azot (NO). Histologic, s-a observat o proliferare a celulelor limfoide din glanda Harder la 3 și 5 zile post inoculare. În primele 7 zile s-a semnalat o ușoară infiltrare cu mononucleare și heterofile în trahee și corneți nazali. Toate leziunile histologice sunt trecătoare, ele nefiind observate în a doua săptămână post infecție. Hiperplazia celulelor din glanda Harder conduce la ideea unui rol important al acesteia în asigurarea imunității locale.(12)

Imunosupresia produsă de pneumovirus poate să crească susceptibilitatea la îmbolnăviri și să reducă capacitatea animalelor de a răspunde la vaccinuri.

Păsările infectate experimental prezintă frecvent semnele rinotraheitei dar mai puțin severe decât în infecția naturală. În infecția experimentală, găinile prezintă cel mai adesea tulburări respiratorii moderate. Studii de transmisibilitate a virusului pe broileri în vârsta de 2 săptămâni infectați cu un pneumovirus izolat de la curci au arătat că acesta a determinat tuse și strănut până la 8 zile post inoculare.

Pentru o mai bună cunoaștere a patogenezei acestui virus s-au realizat studii histologice, imunocitochimice și de microscopie electronică pentru a determina prezența virusului în teren. Studiile histologice nu au arătat leziuni strict patognomonice pentru virusul rinotraheitei. Tehnica imunocitochimică este un factor cheie în determinarea prezenței rinotraheitei la păsări.

Cunoașterea patogenezei virusului a ajutat la stabilirea măsurilor profilactice și programelor de vaccinare.

Primele probleme în diagnosticul de laborator și în stabilirea etiologiei infecției s-au datorat lipsei sistemelor de cultivare a virusurilor în laborator. Natura infecțioasă a bolii a fost demonstrată de apariția semnelor clinice tipice la puii de curcă aflați în contact cu păsări infectate sau inoculați cu filtrat de mucus de la păsările infectate.

Inocularea mucusului infectant în sacul germinativ al embrionilor de curcă sau găină duce la mortalitate embrionară după 4-5 pasaje, dar s-a demonstrat că virusul are un titru foarte mic. În mod similar, inocularea de culturi traheale de curcă sau de găină duce la ciliostază, dar iarăși, titrul este foarte mic.

Tulpinile izolate adaptate pe embrioni sau culturi traheale au fost capabile să se replice în culturi celulare de embrioni de găină, celule embrionare de curcă, celule VERO, BS-C-1 cu un efect citopatic caracteristic de formare de sinciții și titruri relativ mari ale virusului. O linie de celule tumorale de prepeliță (QT-35) a fost, de asemenea, folosită pentru cultivarea virusului.

5. SEMNE CLINICE

Semne clinice la reproducători rase grele (RRG):

Scade apetitul

Stare de prostrație și somnolența

Edem facial

Poziție anormală a capului

Opistotonus/ torticolis

Exsudat auricular galben

Scăderea producției de ouă și scăderea procentului de ecloziune

Semne clinice la broileri:

Edem facial uni sau bilateral

Raluri pulmonare

Strănut

Hipersecreție lacrimală

Scurgeri nazale

Prostrație

De obicei sunt afectați masculii cel mai bine întreținuți dar sunt afectate și femelele

Semne clinice la găini ouă consum (GOC):

Edem facial

Scurgeri nazale

Nu apar semne nervoase

Scade producția de ouă cu 3-10%

Găinile din rase roșii sunt mai sensibile

Dromomanie

Aspecte clinice asemănătoare corizei

Semne clinice la curci:

Edem facial

Edem al sinusurilor infraorbitare

Celelalte semne clinice

6. LEZIUNI

6.1. Leziuni macroscopice

Leziuni la broileri:

Edem facial

Exsudat purulent în țesutul subcutanat

Edem submandibular

Acumularea de material cazeos în țesutul subcutan de la nivelul zonei submandibulare și bărbițe

Rinită

Traheită

Sinuzită

Aero-saculită

Pericardită și perihepatită fibrinoasă

Leziuni la puicuțe:

Ovarită

Salpingită

Peritonită

Decolorarea cojii oului

Căderea ouatului

Leziuni la curci

Rinită seroasă sau purulentă

Traheită

Sinuzită purulentă sau cazeoasă

Conjunctivită

Blefarită

6.2. Leziuni microscopice

Incluzii intracitoplasmatice eozinofilice în celulele epiteliale din corneții nazali și trahee

Inflamație granulomatoasă a țesutului subcutanat de la nivelul craniului— se produce la nivelul dermului profund și hipodermului și este constituită din granuloame cu centru necrotic și colonii de bacili Gram negativi ce înconjură zona de reacție inflamatoriea celulelor epiteliale, ca și celule gigant multinucleate.

În faze cronice— infiltrație limfocitară inflamatorie.

Epiteliul conjunctival este degenerat și hiperplazic

Hiperplazia țesutului limfoid al glandei lacrimale

Dispariția cililor de pe suprafața mucoasei respiratorii congestionate

Noduli limfoizi în submucoasă

Pe suprafața pericardului, ficatului și a sacilor aerieni se pot observa depozite de fibrină

7. DIAGNOSTIC

7.1. DIAGNOSTIC CLINIC

Semne similare cu ale celorlalte boli respiratorii

Este necesar diagnosticul diferențial

Diferite circumstanțe clinice:

TRT > SHS

SHS > TRT

Diagnosticul clinic este doar orientativ, nu este niciodată 100% sigur și trebuie confirmat prin alte tehnici de diagnostic. În ceea ce privește sindromul capului umflat, trebuie luate în considerare alte posibilități, multe cazuri de SHS se întâlnesc fără ca virusul rinotraheitei să fie prezent, după cum se întâlnesc și cazuri în care virusul e prezent fără ca sindromul capului umflat să apară.

7.2. IZOLAREA VIRUSULUI

Foarte greu din materialul recoltat

Virusul prezintă o perioadă foarte scurtă de viremie

Momentul optim pentru izolare este înaintea apariției semnelor clinice

Virusul se găsește în tractusul respirator superior: corneți nazali, trahee

Mediile de cultură uzuale sunt culturile traheale de embrion de găină și curcă. Trebuie avut în vedere momentul optim de începere a procedurii de izolare; când semnele clinice sunt foarte evidente există riscul izolării altor agenți secundari, virusul rinotraheitei având o perioadă scurtă de viremie.

După Baxter-Jones, Jones, Alexander și Majo și colab., perioada în care pasărea elimină cea mai mare cantitate de virus este între a treia și a cincea zi post inoculare, moment în care semnele clinice sunt cel mai puțin evidente. Izolarea se realizează din secreții nazale, corneți, conținutul sinusurilor infraorbitare sau trahee.

Ceea ce reiese din experiența cercetătorilor europeni și, mai recent, și a celor americani, este că o abordare complexă a diagnosticului mărește șansele izolării virusului.

Pentru izolare pot fi folosite culturi traheale preparate din embrioni de curcă sau găină cu puțin timp înainte de ecloziune sau pui de 1-2 zile. Culturile pot fi păstrate timp de mai multe săptămâni și, în urma inoculării virusului, sunt examinate pentru a observa ciliostaza. . Mai recent, culturile traheale s-au dovedit nepotrivite pentru izolarea virusurilor din America de Nord, deoarece acestea nu produc ciliostază.

Pentru izolarea virusului s-au folosit și ouă embrionate de 6-8 zile de curcă sau de găină provenind din efective indemne. De obicei sunt necesare pasaje repetate până când agentul viral determină mortalitate embrionară masivă. Astfel că, metoda durează foarte mult, este costisitoare și poate fi ineficientă. Ea a fost folosita pentru izolarea unei tulpini virale în Colorado în 1997 și mai recent în Minnesota și Africa de Sud.

Culturile celulare sunt în general ineficiente în izolarea primară a tulpinilor de pneumovirus aviar. Ocazional, celulele embrionare de găină și culturile VERO au fost folosite cu succes. Acolo unde au fost obținute rezultate pozitive, au fost necesare pasaje oarbe multiple pentru ca virusul să producă un efect citopatic semnificativ. Celulele QT-35 s-au dovedit, de asemenea, potrivite pentru izolarea primară a virusului. O dată adaptate la culturi celulare, virusurile izolate pot fi cultivate în titruri mai mari într-o serie de celule provenite de la păsări sau mamifere.

Virusul izolat prezintă o morfologie paramyxovirus-like când este examinat prin microscopie electronică. Diferitele tulpini virale se pot distinge folosind anticorpi monoclonali, dar mai recent au fost folosite tehnici moleculare bazându-se pe diferențele în secvențele de nucleotide în ceea ce privește genele proteinei G și proteinei M.

7.3. DIAGNOSTIC SEROLOGIC

ELISA

Seroneutralizare (SN)

Imunofluorescență indirectă (IIF)

Datorită dificultăților întâmpinate în izolarea și identificarea pneumovirusului aviar s-a recurs la metode serologice pentru confirmarea infecției la găini și curci. Testul ELISA este cel mai des utilizat pe lângă alte tehnici ca seroneutralizarea și imunofluorescența indirectă.

În toate testele serologice ar trebui supuse analizei și seruri de la animale cu forme acute și seruri de convalescenți. Serurile ar trebui încălzite la 56ºC timp de 30 de minute, și dacă testele trebuie amânate din anumite motive, serurile pot fi păstrate la -20ºC.

7.3.1. ELISA

Tehnica ELISA (Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay) poate fi definită ca o succesiune de reacții antigen-anticorp, ultima dintre acestea fiind relevată printr-o reacție enzimatică cu schimbarea culorii unui cromogen. Este utilizată în două aplicații majore: pentru detecția/confirmarea unui agent patogen sau pentru detecția/evaluarea statusului imun umoral (prezența anticorpilor , titrurile acestora), în diverse situații (normale, post expunere la un agent patogen, postinfecțioase, postvaccinale). (23)

Fig. 2. Tehnica ELISA – varianta indirectă

(S – suport solid; Ac? – anticorp de determinat; Ag – antigen cunoscut; Ac-E – conjugat imunoenzimatic).

Pentru detectarea anticorpilor antipneumovirus au fost folosite o varietate de kit-uri. Testul poate fi folosit evaluarea unui număr mare de probe de ser dar au fost raportate diferențe de sensibilitate și specificitate. Aceasta se datorează în principal variațiilor structurii antigenice și purității antigenului folosit în plăcile ELISA. Există kit-uri ELISA care încorporează un anticorp monoclonal specific care facilitează testarea serurilor de la specii diferite de păsări. Kit-urile s-au dovedit ineficiente în detectarea anticorpilor antipneumovirus aviar izolat în SUA. Mai recent a fost dezvoltat și evaluat un test ELISA care încorporează antigene obținute de la tulpini virale izolate în Colorado și Minnesota. Rezultatele indică faptul că ELISA este sensibilă și specifică în detectarea anticorpilor antipneumovirus la curcile din Minnesota.

Metodologia ELISA furnizează combinația unică de sensibilitate, specificitate și aplicabilitate practică pentru detecția anticorpilor.(71)

7.3.2. Seroneutralizarea

Această tehnică a fost folosită în primii ani de cercetare a acestei boli. A fost folosită în culturi traheale, BGM, MA 104, VERO și CEF.

Anticorpii antipneumovirus aviar pot fi detectați prin tehnici standard de neutralizare folosind culturi celulare sensibile și culturi traheale.

Prin această metodă apar reacții încrucișate la subtipurile A și B dar s-au obținut rezultate bune cu ajutorul tehnicii ELISA și imunofluorescenței indirecte. Seroneutralizarea durează mult , este costisitoare și nu este potrivită pentru testări serologice în masă la efectivele de păsări.

7.3.3. Imunofluorescența indirectă

Au fost descrise mai multe tehnici de imunofluorescență indirectă care sunt foarte eficiente în cercetare, dar au o aplicare limitată în practică pentru testarea unui număr mare de probe de ser de pasăre în vederea depistării anticorpilor anti pneumovirus aviar.

Acestă metodă poate fi efectuată pe țesuturi sau mucus de la păsări afectate sau celule pe celule folosite pentru izolare; fie culturi traheale, fie VERO.

După O’Loan și colab., comparativ cu alte tehnici serologice, SN și ELISA, imunofluorescența indirectă este mai sensibilă în culturi VERO.

7.4. TEHNICI IMUNOCITOCHIMICE

Streptavidin biotin imunoperoxidaza (IP)

Imunofluorescență

Aceste tehnici au fost folosite de O’Loan și Allan, care au utilizat streptavidin biotin-imunperoxidaza și au observat antigenul viral în tractusul respirator și genital al păsărilor infectate. Avantajul acestei metode constă în evidențierea mai multor detalii ale patogenității virusului rinotraheitei.

7.5. TEHNICI DE BIOLOGIE MOLECULARĂ

RT- PCR

Antigene specifice A și B

Cercetări de viitor

Tehnicile de biologie moleculară au fost dezvoltate de Jing și colab. utilizând reacția de polimerizare în lanț (PCR) pe probe de trahee și esofag de la păsări infectate. Genomul viral a putut fi detectat timp de până la 17 zile post inoculare.

În viitor, această tehnică ar putea deveni foarte importantă pentru epidemiologia acestei boli.

7.6. DIAGNOSTIC DIFERENȚIAL

Infecțiille cu paramyxovirusuri, mai ales boala de Newcastle, bronșita infecțioasă precum și influența aviară pot determina tulburări respiratorii și ale producției de ouă la găini și curci, tulburări asemănătoare celor din infecția cu pneumovirusul aviar. Paramyxovirusurile și virusul influenței aviare au o morfologie asemănătoare dar pot fi diferențiate ușor de pneumovirusul aviar deoarece acestea posedă proprietăți hemaglutinante și activitate neuraminidazică. Virusul bronșitei infecțioase se poate diferenția ușor de pneumovirus prin caracteristicile sale morfologice și moleculare (cu ajutorul tehnicii PCR).

Există mai multe bacterii și micoplasme care pot determina simptome similare infecției cu pneumovirus. Aceste organisme sunt adesea agenți patogeni secundari, oportuniști în infecția cu pneumovirus, astfel că pot cauza dificultăți în diagnostic. O distincție clară se poate face numai prin izolarea pneumovirusului aviar de la păsările afectate.(26)

8. STRATEGII DE COMBATERE ȘI PROFILAXIE

8.1. TRATAMENT ȘI RECOMANDĂRI

Tratamentul medicamentos cu diferite antibiotice a avut rezultate variabile. Dar terapia este eficientă doar dacă este însoțită de îmbunătățiri ale procedeelor de management, în special ventilația, densitatea păsărilor în adăpost, calitatea așternutului și igiena generală.

Antibioterapia este indicată în cazurile de infecții la care participă bacterii. Antibioticele se pot administra în furaj sau în apa de băut. Formele injectabile retard pot fi eficiente mai ales când sunt administrate păsărilor la debutul semnelor nervoase. Este recomandată sacrificarea păsărilor grav afectate.

Se recomandă:

confirmarea diagnosticului, examen bacteriologic pe oasele craniului infectate, teste de sensibilitate

evaluarea managementului în vederea eliminării problemelor evidente și optimizarea ventilării și în timpul zilei, și noaptea

amenajarea unui țarc-spital cu acces ușor la hrană și apă

inițierea tratamentului cu antibiotice în concordanță cu sensibilitatea

sacrificarea păsărilor grav afectate și injectarea celor afectate moderat cu antibiotice retard

continuarea tratamentului prin administrarea antibioticului în hrană timp de două săptămâni.

8.2. PROFILAXIE ȘI CONTROL

Factorii de management influențează semnificativ severitatea infecției cu pneumovirus aviar la păsări, mai ales la curci.

Practici greșite de management care pot agrava infecția:

ventilație și temperatură inadecvată

densitatea mare a păsărilor în adăpost

așternut de proastă calitate

deficiențe de igienă generală

contactul între păsări de vârste diferite

prezența agenților patogeni secundari

debecarea și vaccinarea efectivelor într-un moment critic

Acești factori pot influența severitatea semnelor clinice și eventual mortalitatea datorată infecției cu pneumovirus aviar.(14)

Trebuie avută în vedere îmbunătățirea managementului mai ales în ceea ce privește ventilația. Temperaturile medii mai scăzute (dar în limita confortului termic) sunt de preferat unei ventilații neadecvate. Dacă vremea este foarte uscată, secetoasă și așternutul este prăfos, stropirea cu apă ar putea fi benefică.

Măsurile de biosecuritate trebuie reevaluate, deși barierele obișnuite ar putea fi depășite de virus în cazul transmiterii pe cale aeriană. Ca un principiu general, o bună biosecuritate este esențială în prevenirea introducerii și răspândirii pneumovirusului aviar prin vectori biologici și/sau mecanici în efectivele libere de infecție. Dezinfectarea personalului, a echipamentului, a mijloacelor de transport ar trebui să fie o practică de rutină. S-a raportat un oarecare succes în reducerea severității bolii prin controlul bacteriilor secundare cu antibiotice.

Este recomandată aplicarea principiului tehnologic „totul plin – totul gol”, popularea realizându-se în fermă cu păsări de aceeași vârstă. De asemenea, se recomandă aplicarea programelor de decontaminare, menținerea unor factori optimi de microclimat, a unui status de sănătate corespunzător și aplicarea unor programe de prevenție medicamentoasă în scopul reducerii riscului unor infecții bacteriene cu potențial patogen.

De la apariția acestei infecții, obiectivul cercetătorilor a fost implementarea unor programe de vaccinare capabile să protejeze păsările de agentul patogen viral. Astăzi vaccinuri de calitate, atât vii atenuate cât și vaccinuri inactivate sunt comercializate în multe țări în vederea controlului infecțiilor cu pneumovirus aviar. În toate țările cu avicultură avansată, aproape obligatoriu în efectivele de reproducție și/sau de găini ouătoare sunt aplicate programe de imunoprofilaxie. (n acest scop, la efectivele de reproducție și ouătoare sunt folosite atât vaccinuri vii cât și inactivate (mono sau polivalente). În schimb la hibrizii de carne (broileri) sunt folosite numai vaccinuri vii.

Atenuarea virusului a fost greu de realizat la început datorită dificultăților în reproducerea experimentală a bolii în laborator. Acum există mai multe tulpini de virus atenuate eficiente pentru vaccinare. Vaccinurile vii atenuate stimulează imunitatea sistemică și imunitatea locală a tractusului respirator. Ele sunt folosite pentru controlul infecțiilor cu infecțiilor la broileri și pui de curcă, precum și pentru „înarmarea” viitoarelor păsări ouătoare și a reproducătorilor. Vaccinurile inactivate adjuvantate cu adjuvanți uleioși conferă protecție pe viață tuturor păsărilor ouătoare.

Când sunt folosite corect, aceste vaccinuri previn apariția bolilor asociate cu infecția cu pneumovirus aviar la păsări de toate vârstele.

Cercetările au demonstrat realizarea unei bune protecții încrucișate în urma vaccinării cu tulpini A sau B. De asemenea, s-a demonstrat că vaccinurile obținute din tulpini A sau B conferă protecție și împotriva tulpinii C. (58)

La început, la broileri vaccinarea se realiza doar experimental, iar la curci vaccinurile folosite erau combinate cu vaccinul împotriva bolii de Newcastle. Astăzi, programele de vaccinare folosite pentru reproducători și găini ouă consum se constituie dintr-o primă vaccinare cu vaccin viu și rapel cu vaccin inactivat. La broileri și la curci, în regiuni cu incidență crescută a bolii sunt folosite vaccinuri vii atenuate.(14)

Răspunsul umoral la vaccinurile vii este dificil de apreciat prin tehnici serologice obișnuite. Experimental s-a demonstrat că păsările cu niveluri scăzute de anticorpi sunt rezistente la boală.(57)

După Cook și colab., diversitatea antigenică nu determină o scădere a eficacității vaccinurilor folosite astăzi.

Nu este recomandată folosirea vaccinului viu împreună cu alte virusuri aviare (virusul bolii de Newcastle, virusul bronșitei infecțioase) deoarece acestea pot inhiba replicarea tulpinii vaccinale și astfel, împiedică dezvoltarea unui răspuns imun.

Cercetări recente arată că, pentru o protecție completă a păsărilor adulte se efectuează două vaccinări la vârsta de 10 respectiv 19 săptămâni, prima cu vaccin viu atenuat și a doua cu vaccin inactivat adjuvantat cu adjuvant uleios. În efectivele vaccinate conform acestor protocoale nu s-au mai înregistrat cazuri de îmbolnăviri.

Vaccinuri vii și vaccinuri inactivate împotriva TRT și SHS

Compoziție: Virus viu al rinotraheitei curcilor, tulpina 1062.

Indicații: Curci- pentru prevenirea rinotraheitei.

Găini și broileri- pentru prevenirea sindromului capului umflat.

Cale de administrare: Oculo-nazal, oral sau spray cu aerosoli.

Doza: 1 doză/ pasăre.

Prezentare: Cutie cu 5 fiole a 1000 doze.

Cutie cu 5 fiole cu 5000 doze.

Compoziție: Virus TRT inactivat. Adjuvant uleios.

Indicații: Curci- pentru prevenirea rinotraheitei.

Găini și broileri- pentru prevenirea sindromului capului umflat.

Cale de administrare: Subcutanat sau intramuscular.

Doza: 0.5 ml/ pasăre

Prezentare: Flacon cu 1000 doze.

Compoziție: Virus TRT inactivat; virusul bolii de Newcastle inactivat; virusul bronșitei infecțioase inactivat; virusul bursitei infecțioase inactivat. Adjuvant uleios.

Indicații: Găini- pentru prevenirea SHS, bolii de Newcastle, bronșitei infecțioase și bolii de Gumboro.

Cale de administrare: Intramuscular.

Doza: 1 ml/ pasăre.

Prezentare: Flacon a 500 doze.

Contraindicații

Nu se vor vaccina:

păsările clinic bolnave

cele aflate la un interval de timp de 8-10 zile față

de alte vaccinări

în perioada de vârf a ouatului

în perioada năpârlirii

imediat după transport sau transfer în alte ferme

Precauții

Se vor vaccina numai păsările clinic sănătoase și cu stare de întreținere corespunzătoare. În fermele cu creștere intensivă vaccinarea va fi însoțită de un tratament antistres. Vaccinul se administrează la temperatura de 15-25ºC și se scutură bine înainte de administrare.

Programe de vaccinare

LABORATOARELE HIPRA S.A. – SPANIA

Vaccinare la vârsta de 10-12 săptămâni cu HIPRAVIAR- SHS

Rapel la vârsta de 18-20 săptămâni cu HIPRAVIAR- TRT sau HIPRAVIAR- TRT4 (TRT, BN, BI, BIA)

Obișnuit rinotraheita afectează broilerii la vârsta de 10-12 zile așa că se recomandă următorul program:

Zone cu incidență scăzută a SHS:

Vaccinare la vârsta de 21 zile cu HIPRAVIAR- SHS

Zone cu incidență crescută a SHS:

Vaccinare la vârsta de 7-10 zile cu HIPRAVIAR- SHS

Rapel la vârsta de 18-22 zile cu HIPRAVIAR- SHS

Vaccinare la vârsta de 1 săptămână cu HIPRAVIAR- SHS

Rapel la vârsta de 8 săptămâni cu HIPRAVIAR- SHS

Revaccinare înainte de începerea ouatului între 22-24 săptămâni cu HIPRAVIAR- TRT

Acest program constă din două opțiuni, depinzând de programul de management.

Opțiunea A:

Vaccinare la vârsta de 1 săptămână cu HIPRAVIAR- SHS

Rapel la vârsta de 30 zile cu HIPRAVIAR- TRT

Opțiunea B:

La debecare, vaccinare cu HIPRAVIAR- SHS administrat intraocular sau HIPRAVIAR- TRT subcutanat

INTERVET COMPANY – OLANDA

Vaccinare la vârsta de 10-12 săptămâni cu vaccin viu NOBILIS RTV 8544

Vaccinare la vârsta de 18-20 săptămâni cu vaccin inactivat tetravalent (RT + IB multi + G + ND)

Vaccinare la vârsta de 1 zi cu vaccin viu NOBILIS RTV 8544. În cazul unei presiuni infecțioase ridicate sunt necesare două vaccinări.

PARTEA a II-a

CERCETĂRI PERSONALE

SCOPUL LUCRĂRII

Infecția cu pneumovirusul aviar produce importante pierderi economice și în crescătoriile de păsări din România. Fiind o boală nouă, cu multe elemente încă neelucidate și cu o simptomatologie similară altor boli infecțioase respiratorii, este dificil de diagnosticat și de multe ori trece neobservată, confundată cu alte afecțiuni. Diagnosticul se stabilește pe baza examenului serologic ELISA, dar certitudinea este dată doar de izolarea și identificarea virusului, operațiuni care încă nu s-au realizat la noi în țară.

În lucrarea de față am încercat să prezentăm câteva elemente de conduită epidemiologică în cadrul unei unități în care s-a înregistrat un episod de SHS.

În prima parte a lucrării sunt expuse date de ultimă oră despre rinotraheită și sindromul capului umflat, în special modalități de diagnostic și strategii de profilaxie și control, iar în partea a doua am arătat importanța monitorizării serologice a efectivelor de părinți de broileri precum și a celor de pui de carne, importanța aplicării măsurilor de prevenție și impactul asupra producției.

2. LOCUL DE DESFĂȘURARE

Studiul bibliografic, colectarea materialelor informative, ancheta epidemiologică precum și investigațiile serologice s-au desfășurat în perioada 2003-2005 în cadrul S.C. AGRISOL INT. RO S.R.L. la fermele de găini de reproducție rase grele și pui de carne.

2.1. DESCRIEREA UNITĂȚII

S.C. AGRISOL INT. RO S.R.L.

Str. Morii, nr. 38, Boldești-Scăieni, Jud. Prahova

Societatea este constituită din:

3 ferme de părinți de broileri (RRG) ROSS 308

o fermă la Cocorăștii-Misli, jud.Prahova cu 8 hale a 1000m2 cu 50000-52000 capete/serie (6250-6500 capete/hală)

două ferme la Agrodevelopment Băiculești, jud. Argeș, fiecare cu câte 12 hale cu 72000 capete (6000 capete/hală)

Păsările sunt importate de la AVIAGEN Ungaria la vârsta de 1 zi și sunt cazate în hale universale monovârstă până la 64 săptămâni. Fermele sunt populate în flux una față de cealaltă la 20 săptămâni diferență astfel încât să se asigure o producție uniformă de ouă pentru reproducție.

6 ferme de pui de carne la Blejoi, Pleașa, Lipănești, Brazi care cuprind în total 71 hale cu suprafețe de 1000 – 2100 m2 / hală.

Fermele se populează cu densitatea 17.5 pui/m2 în sezonul rece și 14 pui/m2 în sezonul cald. Broilerii se sacrifică la 35-38 maxim 42 zile. Pierderile prin mortalitate nu depășesc 2.5%.

Capacitatea de creștere este de 8000000 broileri/ an.

stație de incubație la Movila Vulpii cu 8 incubatoare cu capacitatea de 134400 ouă, deci o capacitate de 12902400 ouă de reproducție pe an din care se obțin 10300000 broileri anual (procent de ecloziune 80%). Din aceștia 8000000 se cresc la Agrisol, iar restul se vând la beneficiari.

o fabrică de nutreț combinat proprie (FNC) la Movila Vulpii cu o producție de 36000 tone/an destinate numai Agrisolului.

un laborator propriu al FNC pentru examinarea fizico-chimică a furajelor.

un laborator în curs de înființare la Movila Vulpii pentru controlul stării de sănătate a efectivelor de părinți și pui de carne.

un abator propriu la Boldești-Scăieni cu o capacitate de 35000 capete/schimb/zi și respectiv 16800000 kg carne de pui/ an.

2.2. TEHNOLOGIA DE CREȘTERE ȘI EXPLOATARE

2.2.1. Condițiile zooigienice în ferma de părinți ROSS 308

La ferma de la Cocorăștii-Misli părinții ROSS sunt crescuți în hale „oarbe” universale, monovârstă, pe așternut permanent, cu densitate corespunzătoare, cu mediu controlat, cu termoizolație eficientă, cu intensitate luminoasă de maximum 0.4 lucși, ventilație uniformă, fără curenți de aer (cu minimum de 0.42 m2 aer/ h/ kg greutate vie – iarna și 7.5 m2 aer/ h/ kg greutate vie vara).

Înainte de populare, hala împreună cu echipamentul necesar se curăță și se dezinfectează, după care se introduce așternutul în strat gros de 10 cm. Țarcul de creștere format la populare se mărește treptat începând cu vârsta puilor de 3 zile; la 10-12 zile se desființează.

Temperatura din hală și cea de sub eleveuze se stabilizează cu 24 ore înainte de sosirea puilor. Sub eleveuze se asigură o temperatură de pornire de 35˚C; aceasta se reduce cu 0.2-0.3˚C pe zi. În restul halei se asigură o temperatură de 24-27˚C. La vârsta de 35-42 zile temperatura în hală este de 20-22˚C și se menține astfel până la sfârșitul perioadei de exploatare (64 săptămâni). Lumina este puternică doar în zona eleveuzelor, în restul halei fiind întuneric. Pe măsură ce zona populată din hală se mărește, se extinde și zona luminoasă. În primele 48 ore lumina este continuă.

Ca densitate, în perioada de start (0-5 săptămâni) se asigură 10.8-13.5pui/m2, pentru ca la vârsta adultă să se ajungă la o densitate de 5-6.5 capete/m2. Masculii și femelele se cresc în aceeași hală dar în țarcuri separate. Sexele se amestecă la vârsta de 18-22 săptămâni.

În perioada de start hrana se administrează în stare negranulată pe tăvițe; numărul lor crește o dată cu mărirea suprafeței țarcului; frontul de furajare este de 5 cm/cap revenind la o tăviță100 pui, iar pentru un bun front de adăpare se asigură 15 adăpători vacuumatice a 4 litri la 1000 pui, pentru ca după 7 zile acestea să fie înlocuite treptat cu adăpători automate cu cupă, la o adăpătoare revenind 20-30 pui. La tineret și adulți se administrează nutreț combinat granulat în hrănitori, frontul de furajare fiind de 15 cm/cap. Cantitatea de furaj crește în perioada 1-24 săptămâni de la 25 g/ pasăre/ zi la 125 g/ pasăre/ zi; se iau în considerare factori ca atingerea maturității sexuale, intensitatea ouatului, se urmărește uniformitatea efectivului, importantă pentru o bună producție de ouă.

2.2.2. Condițiile zooigienice în fermele de broileri de la Blejoi

Firma ROSS, producătoare de hibrizi comerciali de găină pentru carne superperformanți, are în vedere la stabilirea densității la populare următorii factori: vârsta, greutatea de sacrificare a puilor, condițiile de climă din zona în care aceștia se cresc, anotimpul de creștere și tipul de adăpost folosit.

În fermele de broileri de la Blejoi, ca și în alte ferme de pui de carne se ține cont de greutatea programată a se realiza la vârsta de sacrificare, respectiv 2 kg la 35-38 maxim 42 zile. Astfel, în sezonul rece halele se populează cu o densitate de 17.5 pui/m2 și în sezonul cald se asigură o densitate de 14 pui/m2.

În fermă se acordă atenție deosebită modului în care se realizează lucrările de sanitație dintre ciclurile de producție precum și condițiilor de pregătire a halelor înainte de populare.

Puii se cresc pe toată suprafața halei și la vârsta de o săptămână sunt obișnuiți să consume apă și hrană și din utilajele automate. Se practică un program de 23 ore lumină zilnic și furajare „ad libitum”.

Temperatura în hală la puii de 1 zi este de 30˚C, care scade progresiv până la vârsta de 24 zile la 21˚C și se menține astfel până la vârsta de sacrificare. Umiditatea relativă a aerului este de 65-70% în primele 10 zile de viață, apoi se menține în limitele 55-70%. Ratele de ventilație variază în funcție de sezon, greutate corporală, precum și în funcție de acumularea gazelor toxice peste limitele admise. Toți acești parametri se află sub supravegherea unui program computerizat de monitorizare

2.3. SITUAȚIA EPIDEMIOLOGICĂ ȘI PROGRAMELE DE PROFILAXIE

În perioada 01 ianuarie 2005 – 31 mai 2005 la ferma de părinți de la Cocorăștii-Misli s-a înregistrat o mortalitate de 0.7%.Unitatea este indemnă de boli infecto-contagioase majore.

În aceeași perioadă, la fermele de pui de carne, cu un efectiv rulat de 3926000 capete (crescuți de la începutul anului) s-au înregistrat pierderi de 2.56%. Sporul mediu zilnic a fost de 56g cu o conversie a furajului de 1.84. Indicele economic european (IEE) este mai mare de 300.

În tabelele 4 și 5 sunt prezentate schemele de imunoprofilaxie pentru reproducători rase grele și broileri crescuți în unitate. Menționăm că puii de carne nu se vaccinează împotriva SHS, ei fiind protejați la vârsta critică de anticorpii maternali, care se mențin până la 10-14 zile.

Tabelul 4.

PROGRAMUL DE IMUNOPROFILAXIE ÎN FERMELE DE REPRODUCĂTORI RASE GRELE (RRG)

AGRISOL

***Abrevieri

SHS – sindromul capului umflat G – boala de Gumboro

BN – boala de Newcastle EDS76 – sindromul căderii ouatului 76

BI – bronșita infecțioasă

Tabelul 5.

PROGRAMUL DE IMUNOPROFILAXIE

ÎN FERMELE DE BROILERI

AGRISOL

În tabelul 6 este prezentată o schemă de tratament profilactic aplicat la broileri.

Tabelul 6.

TRATAMENTE PROFILACTICE

ÎN FERMELE DE BROILERI

AGRISOL

3. MATERIAL ȘI METODĂ

În perioada septembrie – octombrie 2003, în efectivul de reproducători rase grele ROSS 308 în vârstă de 29-30 săptămâni de la Cocorăștii-Misli a fost depistat un sindrom respirator cu evoluție blândă, tradus din punct de vedere morfo-clinic prin: epiforă, ușoară rinoree, blefarită, edemul feței. La circa 2-3 săptămâni de la debutau fost semnalate foarte rar exemplare cu torticolis, opistotonus, ataxie.

Inițial a fost suspectată coriza infecțioasă. Cu ajutorul kit-urilor de diagnostic ELISA CIVTEST HIPRA, în cadrul Laboratorului de Diagnostic Romvac Company a fost posibilă investigarea serologică a efectivelor în jurul vârstei de 36 săptămâni (pe data de 12-11-2003). Rezultatele examenului serologic ELISA sunt prezentate în histogramele 1 și 2.

Efectivele au atins maturitatea sexuală și au început să producă ouă. Acestea au fost urmărite sub raportul dinamicii curbei de ouat până la epuizarea tehnologică (64 săptămâni) în trimestrul III 2004.

Procentul de păstrare a efectivului pe întreaga perioadă de creștere și exploatare a fost în limite tehnologice cu un minus de 6-7 ouă din producția totală pe ciclu și găină.

Puii rezultați din aceste efective și introduși la creștere în sector propriu cât și la numeroși beneficiari nu au creat probleme, sub raportul pierderilor prin mortalitate, cauzate de prezența unor boli respiratorii în perioada de creștere și finisare.

Pornind de la constatările sus expuse, s-a dispus vaccinarea profilactică a efectivelor ce urmau la populare la Agrodevelopment, fermele 1 și 6, în conformitate cu schemele propuse de laboratoarele HIPRA S.A. Spania. Efectivele vaccinate au fost ulterior monitorizate serologic la vârsta de 21, 31 și 46 săptămâni. Rezultatele examenelor serologice sunt prezentate în tabelele 8, 9 și 10.

Trebuie menționat faptul că efectivele de pui carne provenite din efectivele vaccinate au evoluat normal, pierderile prin mortalitate fiind reduse.

Nu au evoluat sindroame respiratorii în perioada de creștere-finisare.

Au fost efectuate de asemenea, monitorizări serologice la progenii rezultați din efectivele matcă vaccinate din cele două ferme (fermele 1 și 6). La vârsta de 1 respectiv 14 zile (tabelul 8). Puii de carne de 1 zi rezultați din efectivele matcă au titruri ridicate de anticorpi maternali. Deși nu sunt date în literatura de specialitate, referitoare la persistența anticorpilor maternali, se pare că nivelul acestora scade în jurul vârstei de 10-14 zile.

3.1. RECOLTAREA PROBELOR PENTRU TESTUL SEROLOGIC

În vederea realizării unui diagnostic corect, sunt deosebit de importante momentul recoltării, proba prelevată , manipularea, transmiterea și prelucrarea probei. În recoltarea probelor se va avea în vedere perioada foarte scurtă de viremie.

Necesar: – eprubete sterile vacuette

ace sterile speciale pentru eprubete cu vacuum

tampoane de vată

soluție dezinfectantă

Se puncționează vena brahială; sângele se recoltează în eprubete sterile. Probele de ser se obțin după coagularea sângelui în eprubetele depuse în poziție înclinată, câteva ore, la temperatura de 30-37˚C și centrifugare la 2000-3000 r.p.m. timp de 15-20 minute la 4˚C.

3.2. PRELUCRAREA PROBELOR

În cadrul Laboratorului de Diagnostic Romvac Company a fost utilizată tehnica ELISA pentru detectarea și evaluarea statusului imun umoral (prezența anticorpilor, titrul acestora).

ELISA – varianta indirectă este una din cele mai utilizate variante tehnice, folosite pentru identificarea/detectarea anticorpilor.

Kit-ul CIVTEST HIPRA reprezintă o trusă de reagenți ELISA pentru detectarea cantitativă a anticorpilor serici față de pneumovirusul aviar. Este folosit pentru diagnosticul imunologic al TRT și SHS și pentru monitorizarea statusului imunitar al efectivelor vaccinate.(69)

Trusa CIVTEST conține:

microplăci peliculizate cu antigen

conjugat imunoenzimatic

seruri de referință (pozitiv și negativ)

substrat și cromogen

diluant pentru seruri și conjugat

lichid de spălare

lichid de stopare a reacției

Schema de principiu: antigenul legat la placă (antigen de captură) recunoaște și fixează anticorpii din proba de cercetat. Aceștia, la rândul lor, recunosc și fixează anticorpii anti-anticorpi cuplați cu enzima (conjugatul imunoenzimatic) care descompune substratul specific producând oxidarea unui cromogen ce își schimbă culoarea. Intensitatea acesteia se măsoară la un spectrofotometru, la o lungime de undă adecvată cromogenului și se exprimă în unități de densitate optică (DO). În acest caz, există o relație directă între cantitatea de anticorpi din probă și valoarea DO.

Modul de lucru: în general tehnica se desfășoară în următoarele etape:

Căptușirea plăcii cu antigen diluat în tampon specific în condiții controlate, stabilite prin protocol. Această etapă are loc, de regulă, la producător, placa fiind livrată gata căptușită.

Reacția cu proba de cercetat

Serurile de cercetat și cele de referință (martor), pozitiv și negativ se diluează în tamponulde diluare pentru ser și conjugat, se omogenizează și se distribuie în godeurile plăcii (unul sau două godeuri/ ser), cu excepția martorului de reactivi.

Placa se incubează, se golește, apoi se spală de trei ori cu o soluție de spălare.

Reacția cu conjugatul

Se diluează conjugatul imuno-enzimatic în diluantul pentru ser și conjugat, se omogenizează și se distribuie în toate godeurile.

Placa se incubează, se golește, apoi se spală de trei ori cu o soluție de spălare.

Reacția cu substratul

Substratul (specific enzimei) se distribuie în toate godeurile.

Placa se lasă, obligatoriu, la întuneric, la temperatura camerei o anumită perioadă de timp. Se agită periodic. Nu se golește și nu se spală.

Reacția de stopare

Agentul de stopare se distribuie în toate godeurile. Se omogenizează.

Citirea, validarea și interpretarea reacțiilor

Reacțiile se citesc la un spectrofotometru la o lungime de undă adecvată cromogenului. Testul este valid dacă valorile DO ale serurilor de referință (martor), pozitiv și negativ, se situează între limitele indicate.

Interpretarea rezultatelor se face pe baza clasificării titrurilor pe grupe (conform instrucțiunilor).

Tabelul 7. Gruparea titrurilor de anticorpi serici în cadrul tehnicii ELISA

4. REZULTATE ȘI DISCUȚII

Pentru a diagnostica boala și pentru a monitoriza situația epidemiologică a unității s-au efectuat o serie de testări serologice ale căror rezultate sunt prezentate în histogramele de mai jos.

Histograma 1. Rezultatele testului serologic la efectivul RRG de la Cocorăștii-Misli la circa o lună de la infecție. Trecerea prin boală este demonstrată de uniformitatea și nivelurile foarte mari ale titrurilor.

Histograma 2. Nivelurile titrurilor de anticorpi la păsări din efectivul de părinți de la Cocorăștii-Misli după episodul de boală sunt neuniforme, una dintre probe având titrul extrem de ridicat de 17630, 4 dintre probe au titruri mici, în timp ce alte 4 sunt negative. Aceste rezultate arată că numai o parte din păsări au trecut prin boală, prezentând fenomenul de hiperimunizare, în timp ce altele nu au fost afectate de infecție.

Histograma 3. La efectivul de părinți de broileri de la Cocorăștii-Misli, rezultatele examenului serologic efectuat după două săptămâni față de cel prezentat în histograma 1 și pe un număr mai mare de probe din hale diferite, arată o dispersare mai mare a titrurilor de anticorpi. Se mențin nivelurile extrem de ridicate de anticorpi post infecție de până la 15163. Repartizarea titrurilor anticorpilor este arătată și în graficul 1.

Grafic 1.

Histograma 4. Rezultatele examenului serologic prin ELISA efectuat pe un efectiv de găini de reproducție rase grele din fermele de la Băiculești. Păsările au fost vaccinate cu vaccin viu la vârsta de 8 săptămâni și cu vaccin inactivat la vârsta de 18 săptămâni. Examenul serologic s-a realizat la vîrsta de 21 săptămâni, deci la 3 săptămâni de la vaccinare și a arătat eficiența vaccinării prin nivelurile uniforme ale titrurilor, suficient de mari pentru a oferi protecție împotriva infecției dar evident mult mai scăzute față de titrurile de anticorpi observate la efectivele trecute prin boală. Nivelurile titrurilor de anticorpi sunt prezentate și în graficul 2.

Grafic 2.

Histograma 5. Rezultatele examenului ELISA efectuat pe pui de carne de 1 zi, obținuți din părinți vaccinați împotriva SHS. Titrurile de anticorpi maternali sunt suficient de mari pentru a conferi protecție față de infecția cu pneumovirusul aviar, astfel ca puii de carne nu necesită vaccinare anti SHS.

Histograma 6. Rezultatele testului serologic efectuat la pui de carne de 14 zile obținuți din părinți vaccinați. Anticorpii maternali conferă protecție puilor în perioada critică dar dispar după vârsta de 14 zile.

Histograma 7. Rezultatele testului serologic realizat pe probe de ser recoltate de la reproducători rase grele la vârsta de 31 săptămâni, deci la 13 săptămâni de la vaccinare la ferma de la Băiculești. Se observă menținerea nivelurilor ridicate și a uniformității titrurilor, fapt ce indică o bună protecție a părinților, precum și capacitatea acestora de a transmite anticorpi progenilor.

Histograma 8. Rezultatele testului serologic la reproducători rase grele la vârsta de 31 săptămâni (vaccinați) într-o altă hală din ferma de la Băiculești. Titrurile sunt ceva mai scăzute dar conferă protecție împotriva infecției cu pneumovirus.

Histograma 9 . Testul serologic arată scăderea titrurilor anticorpilor maternali la pui de carne în vârstă de 14 zile din ferma de la Brazi (proveniență – Băiculești). Se mai observă încă titruri relativ mici la un număr redus de pui.

Histograma 10. Tesul serologic arată lipsa anticorpilor din majoritatea probelor de ser recoltate de la pui de carne cu vârsta de 30 zile din ferma de la Brazi, proveniți din efectivele de părinți vaccinați de la Băiculești. Totuși, chiar la această vârstă mai pot fi prezene titruri foarte scăzute de anticorpi maternali.

Histograma 11. Efectivele de părinți de broileri de la Băiculești vaccinate la 8 și la 18 săptămâni cu vaccin viu, respectiv inactivat, prezintă niveluri crescute și uniforme de anticorpi serici și în a 46-a săptămână de viață, după 28 de săptămâni de la vaccinare, o dovadă în plus că nu necesită alte rapeluri, precum și o dovadă a faptului că păsările sunt capabile să transmită anticorpi protectori progenilor pe toată perioada de exploatare.

Romvac Company S.A. ELISA TRT/ SHS

Laborator diagnostic Raport complet

Patologie aviară

Histograma 12. Ultima monitorizare serologică efectuată în efectivul de părinți de la Cocorăștii-Misli arată titruri de anticorpi postvaccinali uniforme și capabile să confere protecție, atât pentru efectivul de reproducție rase grele cât și pentru progenii obținuți.

Tabelul 8.

MONITORIZARE SEROLOGICĂ SHS

REPRODUCĂTORI RASE GRELE ȘI PUI DE CARNE

25. 11. 2003 – 12. 05. 2004

Tabelul 9. MONITORIZARE SEROLOGICĂ SHS

REPRODUCĂTORI RASE GRELE – BĂICULEȘTI

16. 05. 2004

Tabelul 10.

MONITORIZARE SEROLOGICĂ TRT

REPRODUCĂTORI RASE GRELE – BĂICULEȘTI

02. 11. 2004

Efectivele de pui de carne provenite din efective de păsări reproducție rase grele trecute prin infecția naturală în perioada de tineret, precum și de la efective din cele două ferme care au fost vaccinate preventiv cu vaccin viu și inactivat, de la populare și până la sacrificare au evoluat sub raport sanitar veterinar și al performanțelor de producție (greutate la livrare) la niveluri tehnologice mondiale pentru tipul de hibrid.

Tabelul 11. Procentele standard de mortalitate pentru puiul de carne pe săptămână și per totalul perioadei de creștere, până la vârsta de sacrificare.

În fermele de pui de carne din cadrul societății Agrisol Int. Ro, în urma revizuirii procedeelor de management și a adoptării și respectării programelor de profilaxie, procentele de mortalitate sunt mai mici decât procentele standard.

Astfel, în perioada ianuarie – august 2004, într-un un efectiv de 3989121 capete a fost înregistrată pe întreaga perioadă de creștere și exploatare o rată a mortalității de 3.42% față de 3.7% – nivelurile mondiale.

Efectivele de pui de carne nu au fost vaccinate împotriva SHS, mizându-se pe imunitatea maternală transferată de la matcă la progeni.

90% din părinții RRG sunt importați și provin din efective vaccinate. La ora actuală, în România, ca o consecință a semnalării episoadelor de boală și a pierderilor economice suferite, toate efectivele de păsări de reproducție rase grele sunt vaccinate împotriva infecției cu pneumovirus aviar cu vaccinuri produse de Intervet – Olanda și Hipra S.A. – Spania.

5. CONCLUZII

1. Din totalul examenelor serologice prin tehnica ELISA efectuate, am considerat oportună prezentarea câtorva histograme reprezentative și includerea celorlalte în tabelele de monitorizare serologică.

2. În urma cercetării efectuate am constatat că examenul serologic prin tehnica ELISA , coroborat cu ancheta epidemiologică, este esențial pentru evaluarea situației epidemiologice a efectivelor de păsări RRG și pui de carne.

3. Considerăm deosebit de important rolul imunității maternale la progeni rezultați din efective matcă vaccinate sau trecute prin infecția naturală în perioada de tineret.

4. Interpretarea nivelurilor titrurilor de anticorpi obținute în urma examenului serologic este îngreunată de faptul că în literatura de specialitate nu au fost publicate studii privind dinamica titrurilor de anticorpi în funcție de vârstă.

5. Măsurile de biosecuritate, un control drastic al igienei, respectarea principiului „totul plin – totul gol” și un program corect de vaccinare cu vaccin viu urmat de un vaccin inactivat sunt absolut necesare și trebuie aplicate cu maximă rigurozitate.

6. O tehnică corectă de vaccinare asigură o imunizare eficientă a efectivelor de reproducție rase grele, și implicit a progenilor obținuți din acestea. Astfel, la toate efectivele RRG se aplică programe de vaccinare contra infecției cu pneumovirusul aviar. În ceea ce privește efectivele de broileri, în urma corelării observațiilor epidemiologice cu investigațiile de laborator și după evaluarea corectă a presiunii infecțioase, se pot aplica programe de vaccinare adaptate fiecărei situații în parte.

6. Cunoașterea pneumovirusului aviar a permis elaborarea unor strategii eficiente de control al infecției, dar investigații viitoare legate de patogenitate, diagnosticare, imunitate necesită a fi aprofundate pentru a învinge consecințele aceste boli.

BIBLIOGRAFIE

ADAMEȘTEANU, I., POLL, E. — Patologia medicală a animalelor domestice. Editura Agrosilvica, București 1967

ADAMEȘTEANU, I., POLL, E. — Patologie și clinică medicală veterinară. Editura Didactică și Pedagogică, București 1971

AVRAM, E. — Anatomie patologică veterinară, specială și diagnostic necropsic. Editura Fundația „România de Mâine”, București 2001

BĂLĂȘESCU, M., BÂTLAN, Gh., DASCĂLU, Al., VANCEA, I. — Avicultura. Editura Didactică și Pedagogică, București 1980

BÂRZĂ, H., MAY, I., GHERGARIU, S., HAGIU, N. — Patologie și clinică medicală veterinară. Editura Didactică și Pedagogică, București 1981

BÂRZĂ, H., MAY, I., GHERGARIU, S., HAGIU, N. — Patologie și clinică medicală veterinară. Editura Știința, Chișinău 1992

BERCEA, I., MARDARI, AL., MOGA MÂNZAT, R., POP, M., POPOVICIU, M. — Boli infecțioase ale animalelor. Editura Didactică și Pedagogică, București 1981

CERNESCU, C. — Virusologie medicală. Editura medicală, București1995.

CERNESCU, C., DUȚĂ, Simona — Practica diagnosticului virusologic. Ed. Concept Publishing, București 1997.

CIUFECU, E.S. — Compendiu de virusologie medicală. Editura Fundația România de Mâine, București 1995.

COMAN, M. — Morfopatologie veterinară clinică, vol.I și II. Editura Brumar, Timișoara 1996

COMAN, T. — Patogenitatea și efectul imunosupresor al pneumovirusului la curci. Romvac Company S.A. Buletin informativ, vol. 1, nr. 3, 2002

CONSTANTIN, N. — Tratat de Medicină Veterinară, vol.I. Editura Tehnică, București 2001

COOK Jane K.A. — Control of avian pneumovirus infections in laying turkeys and chickens, World Poultry, vol. 16, no.10, pg. 48-51, 2000

COȚOFAN, Otilia, BRĂDĂȚAN, Gh. — Diagnostic necropsic la păsări. Editura “ Ion Ionescu de la Brad”, Iași 2000

CRIVINEANU, Maria — Farmacologie Veterinară. Editura Fundis, București 2005

CRIVINEANU, Maria, STĂTESCU, C., CRIVINEANU, V. — Farmacovigilența în Medicina Veterinară. Editura Fundației „România de Mâine”, București 1999

CURCĂ, D. — Fiziopatologie generală, vol.II. Editura Printech, București 2004

DRĂGHICI, C. — Microclimatul adăposturilor de animale și mijloace de dirijare. Editura Ceres, București 1991

DRIHA, Ana — Curs de tehnologia creșterii păsărilor Editura Mirton, Timișoara 2000

FENNER, F. et al. — Veterinary Virology, II-nd Edition, Academic Press Inc. 1993

FIELDS, B.N., KNIPE, D.M. et al. — Fundamental Virology, II-nd Edition. Raven Press, New York 1990

GÂJÂILĂ, G. — Imunologie analitică. Aspecte fundamentale și metodologice. Editura Printech, București 2002

GHEORGHE, M. — Premixurile și nutiția animalelor. Editura Ceres, București 1985

GHERGARIU, S., POP, Al., KADAR, L., SPÎNU Marina — Manual de laborator clinic veterinar. Editura All, București 2000

GUGIU, I. — Etiopatogenia, diagnosticul, prevenirea și controlul bolilor virale la animale. Editura Ceres, București 2003.

GUGIU, I. — Evidențierea serologică a infecției cu pneumovirusul aviar la fazanii de crescătorie și la cei care trăiesc în libertate. Romvac Company S.A. Buletin informativ, vol. 1, nr. 2, 2002

HAFEZ, H.M. — Respiratory diseases, World Poultry, vol. special, pg. 13-15, 2000

JODAS, Silvia, HAFEZ, H.M. — Litter management and related diseases in turkeys, World Poultry, vol. 16, no.12, pg. 30-34, 2000

JORDAN, F., PATTISON, M., ALEXANDER, D., FARAGHER, T. — Poultry Diseases, Fifth Edition, Ed. W.B. Saunders

IONIȚĂ, L. — Patologie și clinică medicală veterinară, vol. I. Editura Sitech, Craiova 2000

IONIȚĂ, L. — Patologie și clinică medicală veterinară, vol. II. Editura Sitech, Craiova 2001

LARBIER, M., LECLERQ, B. — Nutriția și alimentația păsărilor. Editura Alutus-D, București 1994

LUNGU, Anca — Curs de medicină legală veterinară. Editura Printech, București 2004

MARIN, Gh., Cofas, Vl. — Creșterea păsărilor în gospodăriile populației. Editura Ceres, București 1999

McMILLAN, P. — Diagnosis, Management and Control of Avian Pneumovirus Infection in Broiler Parents. FACTA Symposium, Campinas,1998

MITRĂNESCU, E., MITRĂNESCU, D., IONIȚĂ, L., CONSTANTINOIU, C. — Creșterea păsărilor. Igienă, nutriție, boli, tratamente. Editura M.A.S.T., București 2001

NAGARAJA, K.V., SHIN, H.J., HALVORSON, D.A. — Avian pneumovirus of turkeys and its host range. 3rd International symposiumon turkey diseases. German Veterinary medicine society, Berlin 2000.

PÂRVU, G. — Supravegherea nutrițional metabolică a animalelor. Editura Ceres, București 1992

PERIANU, T. — Bolile infecțioase ale animalelor. Viroze, vol. II. Editura Fundației „Chemarea”, Iași 1997

PICAULT, J.P., GIRAUD, P., DROUIN, P., GUITETT, M., BENNEJEAN, G., LAMANDE, J., TOUX, J., TOQUIN, D., GUEGUEN, C. — Isolation of a TRT-like virus from chickens with swollen head sindrome. Veterinary record 121:135, 1987

POPA, V.V., VLĂGIOIU, C. — Morfologia examinării medicale la animale. Editura Ceres, Craiova 1996

RĂDOI, I. — Bolile de nutriție, metabolism și adaptare la animale. Editura Printech, București 2003

RĂPUNTEAN, Gh., BOLDIZSAR, E. — Virusologie specială veterinară. Editura AcademiPres, Cluj-Napoca 2002

SAIF, Y.M. — Diseases of poultry. Iowa State Press 2000

SARAGEA, M. — Tratat de Fiziopatologie, vol.I și II. Editura Academiei Române, București 1985

SEVEREANU, I., IVANA, F.I. — Bolile porumbeilor. Editura Lider,

SHIN, H-J., NJENGA, M.K., HALVORSON, D.A., SHAW, D.P., NAGARAJA, K.V. — Susceptibility of ducks to avian pneumovirus of turkey origin, American Journal of Veterinary Research, vol. 62, no.7, pg. 991-994, 2001

STRATULAT, Gh. — Cartea fermierului. Creșterea păsărilor. Editura Ceres, București 1989

STRATULAT, Gh. — Epidemiologie veterinară. Editura Sitech, Craiova 2001

SUCIU, I., Bâltan, Gh., MICLEA, V. — Tehnologia creșterii păsărilor – lucrări practice și activități de producție. Tipo.Agronomia, Cluj-Napoca 1985

ȘTIRBU, C., TURCU, D. — Elemente de virusologie. Editura Brumar, București 2000

TEUȘDEA, V. — Igiena și protecția mediului, vol.I. Editura Lider, București 1998

TEUȘDEA, V., HARBUZ, L. — Protecția mediului. Editura Omega Print, București 2001

TUDORAN, C. — Infecția experimentală a curcilor cu pneumovirus aviar fie cu virusul bolii de Newcastle sau cu E.coli. Romvac Company S.A. Buletin informativ, vol. 1, nr. 4, 2002

VAN DE ZANDE, S., NAUWYNCK, H., NAYLOR, C., PENSAERT, M. — Duration of cross-protection between subtypes A and B avian pneumovirus in turkeys, The Veterinary Record, vol. 147, no.5, pg. 132-134, 2000

VAN DE ZANDE, S., NAUWYNCK, H., NAYLOR, C., PENSAERT, M. — Efficacy of avian pneumovirus vaccines against an avian pneumovirus/ Escherichia coli 02:K1 dual infection in turkeys, The Veterinary Record, vol. 150, no.11, pg. 340-343, 2002

VAN DE ZANDE, S., NAUWYNCK, H., JONGHE, S., PENSAERT, M. — Comparative pathogenesisof a subtype A with a subtype B avianpneumovirus in turkeys. Avian Pathology, vol.28, pg. 239-244, 1999

VAN, I., MARIN, Gh. — Creșterea și exploatarea găinilor ouătoare. Editura Publirom S.A., București 1999

VASIU, C-tin. — Bacterioze la animale. Editura AcademicPres, Cluj-Napoca 2001

VASIU, C-tin. — Viroze și boli prionice la animale. Editura Nereamia Napocae, Cluj-Napoca 2003

VĂCARU-OPRIȘ, I. și colab. — Tratat de Avicultură, vol.I și II. Editura Ceres, București 2000

VĂCARU-OPRIȘ, I. — Contributions to the Improvement of the Performances in Hen Egg Incubation and Broilers Chicken Breeding, Using Nuclear Techniques, Abstract. XXI World’s Poultry Congress, Montreal 2000, 20-24 Aug., Canada

VILLATE, D. — Pathologie des volailles en elevage fermier. Supplement tehnique de la Depeche Veterinaire, 1992

VILLATE, D. — Maladies des volailles. Editions France Agricole, 2001

VIOR, C. — Biotehnologii medicale. Editura Fundației „România de Mâine, București 2000.

VLĂGIOIU, C., TUDOR, N. — Noțiuni semiologice de bază și examinarea generală a animalelor. Editura Sitech, Craiova 2001

VOICULESCU, C., ROGOZ, S. — Elemente de virusologie medicală. Editura ACSA, Craiova 1994.

*** CIVTEST for Veterinary Diagnosis

***Avian Pneumovirosis – technical informations LABORATORIOS HIPRA S.A.

*** ELISA – metodă modernă de diagnostic – Societatea Națională Institutul Pasteur S.A.

***TRT – 50 ani – România – 1954-2004 HIPRA S.A.