Modificarea Pigmentilor Clorofilieni In Mediul Salin

Modificarea pigmenților clorofilieni in mediul salin

Cuprins:

1. Aspecte generale……………………………………………………………………………………………..3

1.1. Efecte asupra plantei și solului………………………………………………………………………3

1.2. Efectele salinizării…………………………………………………………………………….5

2. Efectele stresului de salinitate asupra germinării semințelor………………………….7

2.1. Studii privind efectele stresului salin la salată ( Lactuca sativa)………………..7

3. Strategii de neutralizare a acțiunii sarurilor…………………………………………..12

4. Pigmenții asimilatori…………………………………………………………………..12

4.1. Clasificarea pigmenților asimilatori……………………………………………..13

4.2. Pigmenții clorofilieni……………………………………………………………13

5. Degradarea clorofilelor………………………………………………………………..15

6. Proprietățile pigmenților clorofilieni………………………………………………….15

7. Bibliografie……………………………………………………………………………17

1.Aspecte generale

Pe plan mondial, apariția proceselor de degradare a solului prin salinizare a constituit un semnal de alarmă pentru comunitate. Solurile afectate prezintă un conținut ridicat de cationi și anioni care influențează negativ proprietățile fizice, chimice și biologice ale solului. Solurile salinizate sau sărăturate sunt acele soluri care sunt afectate negativ de prezența unor săruri ușor solubile indiferent de cantitatea acestora.

Disponibilitatea substanțelor în sol, cât și modul de absorbție a acestora corelate cu factorii de mediu aflați într-un anumit habitat fac posibil răspunsul plantei față de stresul generat de factorii perturbatori. Acumularea de săruri este una dintre principalele amenințări fiziologice ale ecosistemului. Sărurile limitează acumularea de substanțe nutritive și diminuează calitatea apei disponibilă pentru plantă, astfel, ducând la tulburarea dezvoltării plantelor. Acest lucru duce și la afectarea metabolismului organismelor din sol și la o fertilitate scăzută.

1.1. Efectele sărurilor asupra plantei și solului

Ca urmare a efectelor toxice ale sărurilor precum și a creșterii presiunii osmotice din sol, salinitatea ridicată provoacă ofilirea plantelor. Distrugerea structurii solului este provocată de excesul de sodiu care nu poate întreține dezvoltarea plantelor din cauza lipsei de oxigen. Multe plante dezvoltă mecanisme, fie să excludă sarea din celulele lor sau de a tolera prezența ei în celule, în timpul apariției și dezvoltării stresului salin în interiorul unei plante, toate procesele majore, cum ar fi fotosinteza, sinteza proteinelor, energia și metabolismul lipidic sunt afectate. Cel mai rapid răspuns a plantei sub efectul stresului este reducerea ratei de expansiune a suprafeței frunzei urmată de incetarea acesteia când stresul se intensifică dar în cele din urmă atunci cînd stresul este eliberat creșterea este reluată. Carbohidrații, care sunt necesari pentru creșterea celulară, sunt furnizați prin procesul de fotosinteză, însă rata de fotosinteză este mică la plantele expuse stresului salin. Salinitatea este factorul principal de limitare a creșterii plantelor și a productivității acestora (Allakhverdiev și colab., 2000b).

În funcție de procesul de tolerare a salinitătii de către plante, acestea se împart în două categorii: plante halofile – se pot dezvolta și reproduce la salinitate ridicată (>400mM NaCl), dezvoltă rădăcini firave și de suprafață pentru a-și asigura necesarul de apă și nutrient. Printre plantele halofile întâlnite în România sunt: brădișorul de sărătură (Salicornia herbaceae), pelinul maritim (Artemisia maritima), peliniță argintată (Artemisia monogyna), iarba de sărătură (Puccinellia distans), săricică (Salsola soda), măturica (Koschia prostrata), pătlagină cu frunze subțiri (Plantago tenuifolia), trifoiul de sărătură (Trifolium angulatum), etc; plante glicofile – trăiesc pe soluri normale dar au populații adaptabile pentru solurile sărăturate, prezintă reduceri notabile ale culturilor atunci când în sol se depășește valoarea de 15mM săruri.

Plante foarte sensibile la acțiunea sărurilor, sunt: cartoful, pătlăgelele vinete, trestia de zahăr, fasolea, etc.

Absorbția excesivă a Na+ și Clˉ duce la toxicitatate prin inducerea dezechilibrului ionic general, afectând în special ionii de K+ și Ca2+ și prin inhibarea activității enzimatice. Excesul de săruri este dăunător la un număr mare de specii deoarece: (1) solurile salinizate prezintă un potențial negativ față de cel al rădăcinilor, astfel, apar probleme în procesul de absorbție a apei; (2) apare o competiție între absorbția ionilor de Na+ și Ca2+; (3) prin acumulare, ionii pot atinge concentrații toxice; (4) în mlaștinile sărăturate, structura solului este alterată de către Na+ care închide spațiile capilare și determină anoxia.

Reacția plantelor la acțiunea sărurilor depinde de modul în care s-a instalat sărăturarea: brusc sau treptat. Efectele imediate sunt caracterizate prin stoparea creșterii frunzelor și instalarea unui deficit de apă, în scurt timp după instalarea sărăturării. Efectele de durată duc la senescența frunzelor, efecte care se manifestă într-un timp mai îndelungat după ce au acționat sărurile. Procese fiziologice cum ar fi germinația semințelor, creșterea vegetativă, înflorirea și producerea fructelor sunt toate afectate de salinitate (Sairam și colab., 2006).

Problemele de salinizare sunt determinate de prezența în sol a unor săruri. Solurile saline sunt amplasate în zone joase, în depresiuni dar uneori și pe terenuri înalte. Sursa de salinizare primară o constituie alterarea depozitelor de săruri fosile, urmată de salinizarea secundară determinată de activitatea umană, prin irigații sau scurgeri neadecvate de apă.

În prezent, aproximativ 20% din suprafețele irigate din lume sunt afectate de salinizare și sunt în continuă creștere datorită irigațiilor neadecvate. Modificăriile de creștere și dezvoltare a plantelor sunt induse de concentrațiile foarte mari de săruri și sunt similar plantelor cu deficit hidric. Are loc reducerea creșterii tulpinii. Rădăcina este afectată mai puțin și astfel, se instalează o creștere a raportului rădăcina/tulpină, urmată de reducerea suprafeței foliare. Odată cu creșterea rădăcinii principale, rădăcinile laterale prezintă o creștere foarte scăzută față de normal.

Acumularea ionilor de sodiu în țesuturile vegetale cât și deshidratarea duc la activarea unui proces de acomodare, un echilibru între creșterea și dezvoltarea ontogenetică. Pentru instaurarea acestei acomodări este nevoie de următoarele procese: reînnoirea turgescenței celulare respectiv activarea depozitelor de substanțe protectoare, a proteinelor de stres cât și echilibrarea turgescenței celulare (Dobrotă, 2010)

Pe lângă aceste procese, există răspunsuri secundare care intervin în vederea creșterii toleranței la săruri a plantelor, de exemplu, capacitatea de neutralizare a speciilor reactive de oxigen, este îmbunătățită, resuresele de energie sunt exploatate mai bine și se poate constata o îmbunătățire a activității metabolice în sensul sintezei unei substanțe cu acțiune de protecție. Acesta este principalul motiv pentru care modificările fiziologice și moleculare sunt observate în momentul expunerii plantelor la salinitate: scăderea conductantei hidrice și stomatice, readaptarea balanței hidrice pentru a sintetiza compuși osmoactivi, readaptarea proceselor de creștere, tulburări în procesul de nutriție, modificarea concentrației pigmenților.

2.Efectele salinității asupra germinării semințelor

Germinatia semințelor este afectată de salinitate. De exemplu, la diferite soiuri de salată, energia și frecvența germinatiei sunt diferite, astfel încât, a fost posibilă o selecție primară a soiurilor mai tolerante. Studiu comparativ al manifestărilor fiziologice și moleculare ale halotoleranței la diferite varietăți intraspecifice de Lactuca sativa detaliază experimentele pentru a cuantifica diferiți parametrii metabolici în condițiile de stres salin. Într-unul din experimentele frecvent citate în bibliografie s-au folosit 5 soiuri diferite de salată (Paris Island, Asparagină, Valdor, Red Bowl și Parella green) pentru a stabili valorile diferiților parametrii metabolici în condiții de stres. Tratamentul cu NaCl a fost inițiat la plante după 21 de zile de creștere în soluție nutritivă și a durat 10 zile. Germinatia a fost cel mai puțin afectată în cazul soiurilor de Paris Island și Red Bowl; cea mai pronunțată inhibare a germinației a fost la soiul Asparagina. În cazul ultimelor două soiuri de salată, procesul de germinație este întârziat, energia germinativă scade dar procesul final al germinației nu este afectat. În cazul soiului Asparagina este inhibată și dezvoltarea embrionului.

La plantele terestre, absorbția apei este un proces fundamental, pentru o bună dezvoltare și trebuie controlat adecvat. La soiul Asparagina s-a observat reducerea cea mai mare a conductivității radiculare, fiind mult mai sensibilă procesului de stres salin. Transpirația la nivelul frunzelor este încetinită pe o perioada lungă, astfel încât, plantele devin suculente, densitatea stomatelor va fi diferită și apare procesul de senescență. Reducerea cea mai pronunțată a transpirației a fost evidențiată la soiul Asparagina. Salinitatea afectează și dezvoltarea suprafeței foliare, procesul fiind diferit de la o specie la alta. Reducerea suprafeței foliare pe termen lung este produsă datorită: repartizării carbohidraților necesari pentru formarea de compuși organici, problemele intâlnite în procesul de absorbție a sărurilor și a apei, încetinirea fotosintezei, reducerea fixării CO2 respectiv modificările apărute în transportul fitohormonilor (Bartha, 2012).

www.mijntuin.org www.mijntuin.org

Fig. 1 Lactuca sativa soiul Paris Island [ ] Fig. 2 Lactuca sativa soiul Asparagină [ ]

gartenshop.sativa-rheinau.ch www.cnseed.org Fig. 3 Lactuca sativa soiul Valdor [..din bib ] Fig. 4 Lactuca sativa soiul Red Bowl [ ]

www.ugacfs.or

Fig. 5 Lactuca sativa soiul Parella green [ ]

3. Strategii de neutralizare a acțiunii sărurilor

În prezent, apa și pământul, principalele resurse naturale, sunt amenințate de apariția noilor tehnologii, care în unele cazuri sunt aplicate greșit în agricultură. Fertilitatea solului reprezintă capacitatea acestuia de a furniza plantelor apă și substanțe nutritive. Plantele expuse la stresul salin suferă schimbări în mediul lor, abilitatea lor de a tolera sarea este determinată prin mai multe căi biochimice care facilitează reținerea și achiziționarea de apă, protejează funcțiile cloroplastelor și menține homeostazia ionilor. Căile esențiale includ pe cele care conduc la sinteza de metaboliți activi osmotic, proteine specifice și anumiți radicali de captare a enzimelor care controlează ionii și fluxul de apă. Capacitatea plantelor de a detoxifia radicalii în condiții de stres salin este probabil cea mai grea sarcină (Parida și Das, 2004).

Există multe strategii pentru a împiedica efectele dăunătoare a excesului de săruri. Trebuie menționat că nu există o genă care să fie tolerantă la acțiunea sărurilor. Adaptarea plantelor la concentrațiile crescute de săruri ale solului se realizează prin ajustarea presiunii osmotice și utilizarea corectă a apei, care permite absorția eficientă și menținerea acesteia chiar și în solurile sărăturate. Cea mai potrivită cale de ajustare a presiunii osmotice, din punct de vedere metabolic, constă în absorbția sărurilor. Prezența în exces a unor ioni cât și lipsa enzimelor ce conferă toleranță, determină toxicitatea solului. O modalitate de contracarare a toxicității este aceea de a compartimenta ionii toxici diferit față de locul desfășurării reacțiilor metabolice, unde se vor acumula la nivelul vacuolei. Acțiunea ionilor rămași în citoplasmă este anihilată de către substanțele organice sintetizate în acest sens.(Dobrotă, 2010)

3.1. Adaptările morfo-fiziologice la solurile sărăturate

Plantele care se află pe medii sărăturate dispun de anumite caracteristici de adaptare la excesul de sare. Apa din sol, alături de NaCl sunt absorbite de către halofite intr-o cantitate însemnată, unele plante prezintă tulpini și frunze suculente, prin care este permisă acumularea de săruri la nivelul vacuolei, protejând astfel citoplasma. Există anumite specii care elimină excesul de sare cu ajutorul unor glande, la nivelul frunzei și a tulpinii se pot elimina sărurile din țesuturi.

Mangrovele și unele specii din familia Plumbaginaceae, prezintă glande saline multicelulare, acestea îndepărtând excesul de sare din celulele mezofilului, conectate cu acesta prin plasmodesme. Secreția de sare, depusă la suprafața frunzei sub forma unui strat de cristale, este activă, desfășurându-se împotriva gradientului de potențial. Cl- este introdus în celulă, printr-un proces activ, în timp ce Na+ iese din celulă printr-un proces pasiv. Energia necesară funcționării acestei pompe este realizată printr-un proces de respirație desfășurat la nivelul celulelor glandulare.

Câteva specii din familia Chenopodiaceae prezintă la nivelul epidermei foliale peri salini, care conțin o celulă excretoare terminală care conține o vacuolă, la nivelul căreia este depozitată sarea. La unele specii, acești peri excretori mor după depozitarea sării dar în scurt timp sunt reînnoiți sau se mențin pe toată durata vieții frunzelor. În concluzie, plantele dispun de două mecanisme de evitare a acumularii sărurilor, prin excludere, unde sărurile sunt eliminate la exterior prin diferite mecanisme și prin includere, unde sunt depozitate in anumite compartimente, pentru limitarea toxicității (Ridge, 2002).

Glicofitele prezintă populații care se pot adapta solurilor sărăturate, deși ele trăiesc pe soluri normale. Strategia lor de rezistență preupune excluderea ionului de Na+ la nivelul rădăcinii și al tulpinii, astfel ca pompele nu sunt prezente în membrana plasmatică și în cazul de față nu reprezintă un element esențial (Dobrotă, 2010)

3.2. Mecanisme biochimice de adaptare la solurile sărăturate

Datorită folosirii intense a ionului de K+ multe plante au depășit problema deficienței acestui ion, astfel că, prin înlocuirea K+ cu Na+, s-a rezolvat și problema excesului de Na+ și în același timp și a deficienței al ionului de K+. Compușii care se depozitează în organismele halofite și halotolerante, sunt molecule polare capabile să scadă potențialul osmotic și să fie solubile în apă, astfel, primind denumirea de metaboliți compatibili, osmoliți sau compuși osmotic activi, de exemplu: prolina, sorbitolul, betaina, etc.

Un rol important în adaptarea plantelor la salinitate îl au și fitohormonii, care sunt implicați în procesul de translație, trancripție și în răspunsul de osmoreglare. Culturile celulare de tutun aflate pe soluri sărăturate, sintetizează o proteină numită osmotin. Pentru sintetizarea acestei proteine este necesar un tratament cu ABA care declanșează procesul de transcripție. În unele cazuri, se intensifică sinteza prolinei, determinând sau nu modificarea concentrației ABA și astfel aplicările exogene de ABA intervin în ajustarea presiunii osmotice prin acumularea de glucide. Acțiunea ABA poate fi blocată prin aplicările exogene de citochinine care reduc sinteza prolinei. Deblocarea unor căi metabolice care pot permite acțiunea unor substanțe implicate în reacțiile adaptative se poate realiza prin reducerea sintezei de citochinine la nivelul rădăcinii.

3.3. Mecanisme moleculare de adaptare la solurile sărăturate

În cadrul celulelor radiculare, proteinele membranare au un rol semnificativ în procesele toleranței la salinitate a plantelor, procese precum: controlul și medierea absorbției selective, distribuția și excluderea sărurilor. Transportul activ al ionilor de Na+ și Cl- este asigurat de H+-ATPaze, generând un potențial membranar. Activitatea ATPazei realizează o depolarizare membranară, astfel că transportul de Na+ scade în condiții de salinitate.

În experimentele realizate cu plante de Arabidopsis s-a constatat prezența unei gene sos1, codificând un antiporter Na+/H+ membranar. Plantele care nu prezintă această genă au acumulat cantități mari de Na+ datorită incapacității de a expulza acest ion. În cazul rădăcinilor acestei specii, s-a evidențiat un alt simporter Na+/H+, AtHKT1, implicat tot în transportul membranar al ionilor, evidențiat mai bine în cilindrul central radicular și în nervurile foliare.

Cl- pătrunde în rădăcinile plantelor prin transport pasiv, mai puțin prin mecanisme active. Prin anumite studii electrofiziologice s-a evidențiat prezența unui simporter Cl-/2H+ în membrana plasmatică a perilor radiculari, care realizează atât influxul cât și efluxul de Cl- (Wang și Yamauchi, 2006).

4.Pigmenții asimilatori

Un ansamblu de pigmenți continuți de celulele asimilatoare care intervin în procesul de fotosinteză , capabile să recepționeze radiația solară, poartă numele de pigmenți asimilatori. Distribuția acestora în organismele vegetale este variată, în funcție de factorii ecologici și de specie, cantitatea și natura lor chimică este diferită.

4.1. Clasificarea pigmentilor asimilatori

Pigmenții asimilatori ai plantelor sunt caracterizați în 3 grupe, pe baza particularităților lor: grupa pigmenților clorofilieni, grupa pigmenților carotenoizi respectiv grupa pigmenților ficobilini

4.2. Pigmenții clorofilieni

Principala clasă responsabilă de absorția luminii în procesul de fotosinteză este reprezentată de clorofile. Din grupa pigmentilor clorofilieni fac parte: clorofilă a (întâlnită în celulele asimilatoare ale plantelor fotosintetizante, cu excepția fotobacteriilor, la care se găsește bacterioclorofila, un pigment cu o structură asemănătoare cu cea a clorofilei a. Deasemnea, este întâlnită în toate plantele verzi care prin fotosinteză elimină O2, la algele verzi, flagelate și plantele superioare, este însoțită de clorofila b; clorofilă b (întâlnită la algele verzi și plantele superioare, însă la cianofite, rodofite, feofite si diatomee, lipsește și este înlocuită de o altă moleculă de clorofilă, clorofilă c care este întâlnită la feofite și diatomee, clorofilă d întâlnită la unele alge roșii respectiv clorofilă e întâlnită la algele galbene-aurii.

La bacteriile autotrofe au fost întâlnite bacterioviridina (la bacteriile verzi), bacterioclorofila a (la bacteriile verzi și purpurii) și bacterioclorofila b ( la bacteria purpurie din genul Rhodopseudomonas). Moleculele de clorofilă, din punct de vedere chimic sunt reprezentate de gruparea prostetică a unei cromoproteine. În urma interacțiunii cu solvenți organici se eliberează clorofilele. Prezența nucleului tetrapirolic cu dimensiunea de 10Å care are centralizat un atom de magneziu legat de atomii de azot este o caracteristică esențială a clorofilelor. Structura moleculară a pigmentilor clorofilieni diferă în funcție de natură grupărilor atașate de nucleul tetrapirolic. Prezența și concentrația clorofilelor într-un extract se determină prin spectrofotometrie. Până în acest moment se cunosc mai multe tipuri de clorofilă, însă cele mai remarcate din punct de vedere cantitativ, sunt clorofila a și clorofila b (Dobrotă, 2010)

Fig. 6 Structura moleculelor de clorofilă [ …]

4.3 Degradarea clorofilelor

În frunzele senescente prin parcurgerea anumitor etape, are loc degradarea clorofilei. Astfel că: (1) fitolul este înlăturat de către clorofilază; (2) magneziu este înlăturat, reacție catalizată de magneziudechelataza; (3) se rupe nucleul tetrapirolic de către o oxigenază; (4) produșii de degradare sunt transportați și stocați în interiorul vacuolei. Clorofila suferă continuu un proces de biodegradare și biosinteză în urma căruia se reînnoiește permanent în proporție de 40% la 2-3 zile.

Biosinteza pigmenților este influențată de temperatură (Temperatura minina: 2-4°C, optimă: 27°C și maximă: 48°C). Substanțele minerale direct implicate în structura pigmenților, cum sunt azotul și magneziul, sunt esențiale sintezei acestora. Clorofila b, carotenoizii și ficobilinele se numesc pigmenți accesori sau auxiliari, aceștia transmit excitația moleculei de clorofilă a.

4.4.Proprietățile pigmentilor clorofilieni

Pigmenții clorofilieni sunt solubili în alcool sau acetonă și insolubili în apă.

Dicroismul reprezintă proprietatea pigmenților de a avea culoare verde (în lumina directă) și culoarea brună (în lumina reflectată).

Spectrul de absorbție reprezintă capacitatea pigmenților de a absorbi radiații cu o anumită lungime de undă. Un spectru de absorbție pentru un anumit pigment descrie lungimea de undă la care acesta poate absorbi radiația luminoasă și poate intra în stare de excitație (Boldor și colab.,1981).

Clorofila a în alcool prezintă o bandă de culoare roșie, o bandă în regiunea albastru-violet și două benzi în regiunea galben-portocalie.

Clorofila b are două benzi în regiunea roșie și câteva benzi în regiunea galben-portocaliu-verde și o bandă lată în regiunea albastru –violet ( Dobrotă ,2010)

Fig. 7 Spectrul de absorbție al clorofilei […]

Spectrul de acțiune reprezintă eficiența cu care anumite lungimi de undă produc un răspuns specific, acesta este suplimentar spectrului de absorbție, care reprezintă o probabilitate aproximativă a absorbției unei lungimi de undă cu o anumită valoare. Prezența anumiților pigmenți poate determina aspectul diferit al spectrului de acțiune față de spectrul de absorbție. Pentru obținerea unui spectru de acțiune, structura poate fi expusă unui flux de fotoni cu aceeași densitate și lungimi de undă diferite, măsurându-se astfel efectul produs, reprezentat de cantitatea de O2 eliberată sau un alt efect măsurabil. Prin aceste comparații putem ajunge la o concluzie în vederea lungimilor de undă care au eficiență maximă.

Fluorescența reprezintă proprietatea pigmenților de captare a radiației luminoase și de a emite o altă radiație cu o lungime de undă mai mare ca cea inițială, după reținerea a unei cantități mari de energie. Dipolaritatea se realizează prin orientarea moleculelor de pigmenți, datorită grupărilor hidrofobe și a nucleului tetrapirolic.

Fotooxidarea apare datorită manifestării luminii în exces și în cele din urmă pigmenții sunt oxidati.

4.5 Pigmenți carotenoizi

Pigmenții carotenoizi reprezintă un ansamblu de pigmenți de culoare roșie, portocalie sau galbenă, care dau culoarea, de exemplu, gălbenușului de ou, tomatelor, frunzelor verzi unde sunt prezenți alături de clorofile, fructelor și florilor. Carotenii absorb radiații luminoase din zona albastră a spectrului.

Există o diversitate de tipuri de caroteni, însă doar 150 sunt implicați în fotosinteză. Când lumina este foarte puternică, aflată la limita de saturație, la nivelul cloroplastelor este recepționată o energie mai mare decât cea necesară în faza de întuneric astfel energia este transferată moleculelor de O2, formându-se oxigen activat, care in corelație cu radicalii liberi distrug aparatul fotosintetizator. Carotenii au capacitatea de a prelua o parte din energie, astfel protejând moleculele de clorofilă de efectul dăunător a excesului de lumină. De menționat că au un rol important și în fotoprotecție, care reprezintă o siguranță și permite pierderea energiei în exces înainte de apariția daunelor la nivelul celulei.

Există numeroase tipuri de caroteni: α-caroteni, prezenți la plantele superioare și la alge; β-caroteni, prezenți la majoritatea plantelor, sunt printre cei mai răspândiți pigmenți; γ-caroteni, aceștia sunt prezenți la bacterii. Cele trei forme ale carotenilor sunt diferiți prin orientarea în spațiu a moleculelor (Dobrotă ,2010).

Fig. 8 Structura chimică a moleculei de caroteni

4.6 Pigmenți ficobilini

Pigmenți cu o structură asemănătoare cu cea a pigmenților clorofilieni, formați din patru nuclee

pirolice, fără magneziu și fitol, cu catena deschisă și se găsesc în structurile antenare denumite ficobilisomi. În acest grup al pigmenților intră ficocianina, de culoare albastră, prezentă la algele albastre-verzi și la algele roșii, într-o cantitate mai mică respectiv ficoeritrina, de culoare roșie, prezentă la algele roșii.

Un pigment accesor al algelor brune este fucoxantina, care are maxime de absorbție în domeniul albastru-verde (425-560 nm) și permite algelor brune să coboare până la adâncimi de 20m. Algele roșii marine sunt situate la adâncimi mai mari (110m) și ficoeritrina absoarbe radiații în domeniul verde (490-560nm) care ajunge la această adâncime (Nobel, 2005).

4.7 Efectele stresului salin asupra pigmenților asimilatori

Salinitatea este un stres de mediu și de o concentrație ridicată de ioni în rizosferă, toxicitatea ionilor și apa limitată sunt cauzele majore produse de stres. În general stresul salin este produs de NaCl.

Concentrațiile mari de soluții sărăturate provoacă în mediile de cultură stresul salin și plantele sunt expuse la deficitul de apă din cauza secetei fiziologice. Când o plantă este expusă stresului salin potențialul chimic, activitatea și concentrația de sare sunt peste limitele normale (Porgali, 2001).

Fotosinteza, rata transpirației și conductanța stomatelor sunt afectate de stresul salin datorită schimbărilor în conținutul clorofilei și fluorescenței clorofilei, deteriorarea aparatului fotosintetic și stucturii cloroplastului. A fost raportat că la Zea mays și Carthamus tinctorius s-au înregistrat scăderi a clorofilei a și clorofilei b la aplicarea de NaCl (Sepher și colab., 2006). În cazul plantei de Hibiscus esculentus, după expunerea la stres salin s-a înregistrat o scădere a clorofilei a, clorofila b nu a fost afectată (Ashraf și colab., 2003). Clorofila a, clorofila b, raportul clorofila a/b și pigmenții carotenoizi au arătat creșteri și descreșteri în funcție de timpul de acțiune al NaCl la planta de Ricinus communis (Pinheiro și colab., 2008). Unele răspunsuri fiziologice la stresul salin au fost utilizate pentru a determina toleranța plantelor la săruri: activitățile enzimatice antioxidante, conținutul de pigment, potențialul osmotic de reducere, caracteristicile schimbului de gaze, un conținut total de proteine solubile și prolina, folosite la diferite soiuri de plante tolerante și sensibile la o gamă largă de concentrații de săruri. Clorofila a, clorofila b și carotenii sunt principalii pigmenți fotosintetici și joacă un rol important în fotosinteză. În experimentul realizat la L. Esculentum soiuri precum Hazera, Dalli Tokat și Argy, constă în determinarea efectului salin la diferitele soiuri de tomate expuse la diferite concentrații de sare și timp diferit. Răspunsul pigmenților a fost diferit în funcție de timpul de expunere, astfel că, la 24h la soiurile Dalli Tokat și Argy conținutul pigmenților crește în timp ce la Hazera nu există nici o schimbare. Creșterea conținutului total de clorofilă s-a observat și la Cucumis sp. care a fost de asemenea expus stresului salin, plante precum grâul, fasolea și orezul (Abd elSamad, 1993a; 1993b). Conținutul crescut de pigmenți fotosintetici a fost observat în timpul creșterii plantelor supuse stresului salin datorită unei creșteri a numărului de cloroplaste în frunzele stresate. Stresul salin la soiul Argy nu a avut un efect negativ deoarece sinteza de pigment a fost continuă, după 72 respectiv 96h soiul Hazera expus la stresul salin a prezentat adaptări la salinitate deoarece planta a crescut sinteza pigmenților pentru a regla efectele adverse ale stresului salin, putem spune că a fost afectată pe o perioadă scurtă de timp însă s-a adaptat. Conținutul de clorofilă ar putea fi un parametru pentru selectarea de genotipuri tolarante la sare (Essa și colab., 2001). În studiul realizat la L. Esculentum proteina solubilă și conținutul de pigment au fost evaluate împreună, soiul Hazira a fost relativ sensibil la concentrația de sare dar a prezentat reacții rapid adaptabile, soiul Dalli Tokat nu a fost afectat pe termen scurt și a fost evaluat ca soi intermediar (Ashraf și colab., 1999). În concluzie, în urma experimentului s-a demonstrat că soiul Argy sunt relativ mai bine protejate în condiții de stres decât Dalli Tokat și Hazira.

Multe studii au arătat că atât sistemul radicular cât și partea aeriană sunt afectate, fie pozitiv sau negativ, prin modificări ale concentrației salinității, tipurilor de sare folosite sau tipurilor de plante expuse experimentelor. Schimbări în vederea apei în relație cu planta pot fi văzute în multe studii care confirmă că reglarea osmotică a plantelor expuse la stres salin se realizează prin creșterea negativității osmotice din seva frunzei, efectul asupra fotosintezei poate fi măsurat de efectul asupra pigmenților fotosintetici. Rezultatele studiilor specifice indică în mod clar faptul că salinitatea reduce conținutul pigmenților fotosintetici din plantele tratate cu concentrații diferite de sare (Amira și colab., 2010).

Închiderea stomatelor reprezintă un răspuns la secetă și stres salin, apare ca urmare a scăderii turgescenței frunzei și presiunii de vapori atmosferici împreună cu semnalele chimice generate, astfel scăderea ratei de fotosinteză sub condiții de stres este atribuită în mod normal la o suprimare în conductanța mezofilului și închiderea stomatelor la stres sever (Flexas și colab., 2004). Mediile stresante diferite reduc conținutul de pigmenți fotosintetici, de exemplu, stresul salin poate descompune clorofila prin creșterea cationilor toxici. În unele studii efectuate la floarea-soarelui, lucernă, grîu s-a raportat reducerea pigmenților fotosintetici, precum clorofila a și clorofila b. Modificările produse de sare în clorofila frunzei ar putea fi cauza afectării biosintezei și degradarea accelerată a pigmenților, cu toate acestea, în procesul de degradare a clorofilei, clorofila b poate fi transformată în clorofila a rezultând astfel conținutul ridicat de clorofilă a. Deși stresul salin reduce conținutul de clorofilă, măsura de reducere depinde de toleranța plantei la stresul salin, de exemplu, la speciile tolerante crește conținutul de clorofilă întrucât la speciile sensibile conținutul de clorofilă scade. Având în vedere acest lucru, s-a presupus că acumularea de clorofilă este un indicator în potențialul biochimic de toleranță la stresul salin, în diferite culturi, de exemplu, la mazăre (Hernandez și colab., 1995), pepene galben (Romero și colab., 1997), lucernă (Winicov și Seemann, 1990), culturile enumerate aparțin monocotiledonatelor cât și dicotiledonatelor, asta înseamnă ca acumularea de clorofilă nu este un indicator de toleranță la sare a unui grup de plante. Deși studiile citate mai sus sugerează că acumularea de clorofilă poate fi folosită ca un indicator de toleranță în siferite culturi, în alte studii, acumularea clorofilei supusă stresului salin nu este întotdeauna acociată cu toleranța la sare, s-a concluzionat că clorofila a și clorofila b nu sunt buni indicatori pentru toleranța la tomate. Pentru a folosi clorofila ca indicator de toleranță la salinitate depinde de fiecare specie (Juan și colab., 2005).

Carotenii sunt necesarii pentru fotoprotecția fotosintezei și joacă un rol important ca precursor de semnalizare în timpul dezvoltării plantelor în condiții de stres, au un potențial semnificativ de a spori calitatea nutrițională și randamentul plantelor. În prezent, conținutul de caroteni în plante este important în procesul de reproducere precum și inginerie genetică la diferite plante. Recent, un studiu realizat la trestia de zahăr, a arătat că impunerea stresului salin la diferite etape de dezvoltare a determinat o reducere semnificativă a conținutului de clotofilă și caroteni dar la soiurile mai tolerante s-a înregistrat o stabilitate a membranei și a pigmenților (Gomathi și Rakkiyapan, 2011). Comparativ cu stresul salin și seceta reprezintă un stres asupra plantelor, nu dăuneză doar pigmenților ci și duce la deteriorarea membranelor tilacoide. Pigmenții fotosintetici sunt deteriorați de factorii de stres, au o absorbție redusă și prin urmare o capacitate fotosintetică redusă. Alte studii au arătat că pe parcusrul dezvoltării și creșterii plantelor supuse la stres salin forma și funțiile organelor suferă o schimbare considerabilă și capacitatea plantelor de a reacționa la salinitate depinde de genele care sunt exprimate la stadiul de dezvoltare in care se impune stresul. Mecanismul de toleranță a salinității devine și mai complicat atunci când răspunsul unei specii variază în funcție de etapele ciclului său de viață (Ashraf, 2004).

Clorofila și conținutul total al carotenilor se reduc în general când sunt supuse stresului salin. Frunzele mai vechi încep să își dezvolte cloroza și cad când sunt expuse la o perioadă îndelungată de stres salin, cu toate acestea, s-a raportat că Amaranthus, în condiții de stres salin crește conținutul de clorofilă (Wang și Nil, 2000). În Grevilea cantitatea de clorofilă și carotenoizi este redusă semnificativ sub efectul stresului salin, dar rata de declin al fotoclorofilei și clorofilei este mai mare decât cea a clorofilei a și a carotenoizilor. Cantitatea de pigmenții antociani crește semnificativ în acest caz. În condiții de stres salin pigmenții frunzelor a nouă specii de orez se reduc în general, însă niveluri ridicate de pigmenți se găsesc în șase genotipuri (Alamgir și Ali, 1999). De asemenea, la Spirulina platensis s-a observat o scădere a raportului ficocianină/clorofilă și nici o schimbare semnificativă în raportul carotenoizi/clorofilă (Lu și Vonshak, 1999). Salinitatea determină scăderi semnificative ale clorofilei a, clorofilei b și a carotenilor la frunzele de B. Parviflora, cum sunt evidențiate și în tabelul 1 (Parida și colab., 2002).

Tabel 1. Efectul stresului salin asupra pigmenților fotosintetici în frunzele de B. Parviflora

Effects of NaCl stress on photosynthetic pigments in leaves of B. parviflora

4th pair of leaves from shoot top were sampled after 45 days NaCl treatment. The values are mean±SE (n=6) (Source: Parida et al., 2004a).

Concentrația mare de sare de la nivelul rădăcinii reduce potențialul apei din sol și disponibilitatea acesteia, ca urmare acestui fapt, reducerea concentrației de apă duce la deshidratarea la nivel celular și astfel apare stresul osmotic dar, cum se observă la experimentele prezentate mai sus, cel mai important proces, care este afectat în condițiile de stres salin este fotosinteza. Reducerea fotosintezei în condiții de stres nu se manifestă doar prin închiderea stomatelor care conduce la reducerea concentrației de CO2 intercelular ci și la factorii non-stomatici. Există dovezi puternice că sarea afectează enzimele fotosintetice, clorofilele și carotenii (Stepien și Klobus, 2006). Pigmenții fotosintetici sunt cei mai importanți factori interni care pot limita rata de fotosinteză. Datele prezentate in figura 9, într-un studiu realizat pe Cajanus cajan, arată că tratamentul aplicat a avut tendința de a diminua conținutul tuturor pigmenților intr-o oarecare măsură. Conținutul scăzut de clorofilă și caroteni ar putea fi probabil din cauza deficitului de minerale. Conținutul total de clorofilă al plantelor expuse stresului salin scade odată cu creșterea concentrației de săruri, carotenii au o scadere mai redusă decât a clorofilei. Acumularea ionilor în frunze afectează negativ conținutul de clorofilă (Meloni și colab., 2003).

Fig. 9 Efectul salinității asupra pigmenților fotosintetici la Cajanus cajan

Din cele observate, clorofila a a fost mai sensibilă sau mai bine protejată comparativ cu clorofila b.

5. Materiale si metode de lucru

Germinația semințelor de Lactuca Sativa soiul White Boston

Pentru efectuarea experimentelor au fost stabilite următoarele materiale necesare: semințe salată White Boston; 4 Cutii Petri; Proba martor; soluții cu diferite concentrații de NaCl: 0.5, 1, 2.5 g/l. S-au pus la germinat 50 de semințe de Lactuca sativa soiul White Boston în fiecare vas Petri; fiecare vas a avut concentrații diferite de sare: 0, 0.5, 1 respectiv 2,5 mg/l. Semințele s-au udat cu 20 ml soluție reprezentativă pentru fiecare vas. Pentru fiecare variantă experimentală au existat 3 vase paralele.

S-au efectuat următoarele determinări:(1) energia germinativă determinată la 24h, care constă în viteza de declanșare a reacțiilor specifice germinației; (2) procentul de germinație care constă în numărul total de semințe germinate în cadrul experimentului; (3) măsurători biometrice care vizează dimensiunile organelor vegetative; (4) măsurători gravimetrice care vizează cântîrirea organelor vegetative; (5) prin calcul s-a stabilit rata de creștere relativă a plantelor care este definită ca fiind viteza de creștere a organelor vegetative pe perioadă de timp; (6) Determinarea concentrației de pigmenți clorofilieni în fiecare variantă experimentală din extractul alcoolic cu ajutorul spectrofotometrului;

Fig.8 Cântărirea materialului vegetal (parte aeriană) Fig. 9 Cântărirea rădăcinii

Determinarea spectrofotometrică a pigmenților asimilatori în extract alcoolic

Materiale necesare: material vegetal (partea aeriană de Lactuca Sativa); clorofil-metru; alcool etilic; balon și sticlă de ceas; balanță; balon cotat de 25 ml; spectrofotometru

Mod de lucru: S-au cântărit 0.5 g de frunză după care s-a mărunțit materialul vegetal în balon și acoperirea acestuia cu alcool etilic și sticlă de ceas. Materialul se fierbe până la decolorarea totală a fragmentelor vegetale. După fierberea acestuia, se decantează extractul în balon cotat și se aduce la semn cu alcool etilic. Se efectuează citiri la spectrofotometru la următoarele lungimi de undă: 665nm pentru clorofila a, 649nm pentru clorofila b respectiv 470nm pentru pigmenții carotenoizi.

Fig. 10 Setarea intervalului lungimii de undă Fig. 11 Citirea absorbanței

Calcularea concentrației pigmenților asimilatori s-a efectuat pe baza următoarelor formule (Lichten thaler, 1987): Clorofila a = 13.95xA665 – 6.88xA649 xVxD; Clorofila b = 24.96xA649- 7.32xA665 xVxD;

dx1000xW dx100xW

Caroteni = 1000xA470 – 2.05clfa – 114.8clfb xVxD.

245xdx1000xW

Unde: A = absorbanța la lungimea de undă indicată

V = volumul total al extractului (ml)

D = coeficientul de diluție

W = masa inițială a materialului vegetal (g)

d = grosimea cuvei (1cm)

1000 = factor de conversie µg în mg

6. Rezultate si discuții

După 24h energia germinativă în cazul variantelor experimentale a fost maximă până la o concentrație de 1mg/l NaCl și a înregistrat o scădere de 4% în cazul variantei experimentale 3 conținând o concentrație de 2.5mg/l NaCl. Analizând aceste date se poate afirma faptul că semințele au avut o energie germinativă foarte bună, embrionul nefiind afectat de concentrația de săruri a soluțiilor utilizate (Tabel 1). Procentul de germinație a fost similar energiei germinative, respectiv pentru concentrația maximă de săruri valoarea menținându-se la 96%.

Tabel nr. 1 Semințe germinate dupa 24h

În continuarea experimentului au fost efectuate măsuratorile biometrice ale plantulelor, la 37 de zile după germinație. Rezultatele privind creșterea se regăsesc in tabelul 2.

Tabel nr.2 Măsuratorile biometrice ale organelor vegetative

Din analiza rezultatelor prezentate in tabelul numarul 2 se constată faptul că concentrația de 0.5 mg/l NaCl determină o stimulare a creșterii rădăcinițelor cu un procent de 56% fată de proba martor. La concentrația de 1mg/l are loc o scădere cu un procent de 24% față de proba martor. La concentrația de 2.5mg/l se constată o scădere a sistemului radicular cu un procent de 60% față de proba martor. Prin acest procent se constată faptul că mediul este toxic, astfel că, dezvoltarea este imposibilă. În ceea ce privește partea aeriană, la o concentrație de 0.5mg/l se remarcă o creștere cu un procent de 31% față de proba martor iar la concentrația de 1mg/l o creștere cu 101% față de proba martor ceea ce rezultă că are loc o bună dezvoltare a părții aeriene, prezintă reacții adaptative la săruri printr-o absorbție suplimentară a apei. La o concentrație de 2.5mg/l se remarcă o scădere a dezvoltării părții aeriene cu un procent de 12% față de proba martor, ca și în cazul sistemului radicular, din cauza conținutului ridicat de săruri, planta nu se poate adapta.

Fig. Nr.12 Creșterea organelor vegetative a plantulelor de salată la 37 de zile.

Fig. nr. 8A Plantulele din variantele experimentale studiate B. Imagine comparativă între plăntuța normal(stânga) și plăntuța dezvoltată pe o concentrație de 0.5 mg/l NaCl.

În ceea ce privește determinările gravimetrice ale organelor vegetative se constată faptul că partea aeriană prezintă o dezvoltare mult mai bună comparativ cu sistemul radicular, acest fapt poate fi explicat prin contactul direct între rădăcini și soluția salină experimentată care reduce absorbția apei din mediul de cultură. Există diferențe accentuate în ceea ce privește dezvoltarea organelor vegetative între proba martor și cele 3 variante experimentale, astfel, la o concentrație de 0.5 mg/l NaCl sistemul radicular are o creștere cu până la 128% mai mare față de varianta martor. La o concentrație de 1mg/l creșterea față de varianta martor este de 140%. În ambele cazuri, sistemul radicular manifestă reacții adaptative la un conținut ridicat de săruri care se manifestă printr-o absorbție suplimentară de apă din sol. La concentrație de 2.5 mg/l se constată o reducere a sistemului radicular cu 91% față de martor. Această valoare indică faptul că în această variantă experimentală concentrația de săruri este toxică și reacțiile adaptative ale sistemului radicular sunt depășite. În ceea ce privește partea aeriană, reacția se menține similară la concentrațiile de 0.5 ml/g si 1 mg/l NaCl unde creșterea este cu 52 respectiv 50% mai mare decât a variantei martor, la concentrația de 2.5 mg/l se remarcă o scădere a dimensiunilor părții aeriene cu 83% față de martor, la această concentrație care a fost toxică si pentru sistemul radicular se remarcă faptul că sunt afectate puternic și procesele la nivelul părții aeriene a plantei.

Tabel nr. 3 Determinările gravimetrice ale organelor vegetative

Fig. nr.13 Greutatea proaspătă a organelor vegetative la 37 de zile

Calcularea concentrației pigmenților asimilatori pe baza următoarelor formule (Lichtenthaler, 1987)

Pentru C = 0

Clorofila a = 13.95xA665 – 6.88xA649 xVxD = 13.95×0.150 – 6.88×0.047 x25x1 = 0.088 mg/g substanță

dx100xW 1x1000x0.5

Clorofila b = 24.96xA649- 7.32xA665 xVxD = 24.96×0.047 – 7.32×0.150 x25x1= 0.003 mg/g substanță

dx1000xW 1x1000x0.5

Caroteni = 1000xA470 – 2.05clfa – 114.8clfb xVxD = 1000×0.189 – 2.05×0.088 – 114.8×0.003 x25x1= 0.037 mg/g sub.

245xdx1000xW 245x1x1000x0.5

Pentru C = 0.5

Clorofila a = 13.95xA665 – 6.88xA649 xVxD = 13.95×0.171 – 6.88×0.116 x25x1 = 0.07 mg/g substanță

dx100xW 1x1000x0.5

Clorofila b = 24.96xA649- 7.32xA665 xVxD = 24.96×0.116 – 7.32×0.171 x25x1= 0.08 mg/g substanță

dx1000xW 1x1000x0.5

Caroteni = 1000xA470 – 2.05clfa – 114.8clfb xVxD = 1000×0.141 – 2.05×0.07 – 114.8×0.08 x25x1= 0.02 mg/g sub.

245xdx1000xW 245x1x1000x0.5

Pentru C = 1

Clorofila a = 13.95xA665 – 6.88xA649 xVxD = 13.95×0.188 – 6.88×0.114 x25x1 = 0.07 mg/g substanță

dx100xW 1x1000x0.5

Clorofila b = 24.96xA649- 7.32xA665 xVxD = 24.96×0.114 – 7.32×0.188 x25x1= 0.07 mg/g substanță

dx1000xW 1x1000x0.5

Caroteni = 1000xA470 – 2.05clfa – 114.8clfb xVxD = 1000×0.194 – 2.05×0.09 – 114.8×0.07 x25x1= 0.025mg/g sub.

245xdx1000xW 245x1x1000x0.5

Pentru C = 2.5

Clorofila a = 13.95xA665 – 6.88xA649 xVxD = 13.95×0.156 – 6.88×0.148 x25x1 = 0.05 mg/g substanță

dx100xW 1x1000x0.5

Clorofila b = 24.96xA649- 7.32xA665 xVxD = 24.96×0.148 – 7.32×0.156 x25x1= 0.12 mg/g substanță

dx1000xW 1x1000x0.5

Caroteni = 1000xA470 – 2.05clfa – 114.8clfb xVxD = 1000×0.076 – 2.05×0.05 – 114.8×0.12 x25x1= 0.0125 mg/g sub.

245xdx1000xW 245x1x1000x0.5

În tabelul numărul 4 sunt redate valorile obținute în urma determinării cantitative a pigmenților asimilatori în variantele experimentale. De asemenea, sunt calculați o serie de indici care oferă informații suplimentare privind conținutul în pigmenți. Analizând datele din tabelul numarul 4 se constată faptul că nivelul de clorofilă cel mai ridicat se regăsește în proba martor, în timp ce în prezența sărurilor valorile de clorofilă a sunt mai scăzute, clorofila a se găsește preponderent în centrii de reacție a celor două fotosisteme implicate în faza de lumină a fotosintezei, la nivelul acestor molecule se declanșează reacțiile de oxidoreducere care inițiază lanțul transportor de electroni, în ceea ce privește clorofila b se constată că în cazul probei martor valoarea cea mai mică ajungând la concentrația de 2.5 mg/l la o valoare de 4 ori mai mare decât proba martor. Cantitatea cea mai mare de caroten apare în cazul probei martor și scade proporțional cu cantitatea de săruri astfel încât, la concentrația cea mai mare conținutul în caroten este redus la 30%. În bibliografia de specialitate apare faptul că există variații ale pigmenților asimilatori în condiții de stres astfel carotenoizii care sunt pigmenți antioxidanți neenzimatici care protejează clorofilele, membranele și acizii nucleici împotriva speciilor reactive de oxigen formate sub presiunea stresului ambiental prezintă variații în special prin scădere (Hou si colab, 2007).

Există numeroase studii care evidențiază scăderea conținutului de carotenoizi ca un răspuns comun la toxicitatea metalelor sau a sărurilor, în primul moment de acțiune al stresului se înregistrează de regulă o creștere a conținutului de carotenoizi în vederea protejării celulei împotriva factorului de stres, când concentrația acestuia este medie spre mare sunt activate mecanisme de degradare a carotenilor. De asemenea, conținutul în pigmenți clorofilieni se reduce proporțional cu intensitatea stresului dar ulterior variațiilor pigmenților carotenoizi si antociani, în ceea ce privește raportul clorofilă a/clorofilă b se remarcă faptul că valoarea probei martor este de aproximativ 30 de ori mai mare față de variantele experimentale și de 90 de ori mai mare în cazul concentrației de 2.5 mg/l NaCl. Raportul clorofilă a/clorofilă b indică de asemenea abilitatea sistemului de a derula procesul de fotosinteză în condiții optime, datorită acestei compoziții în pigmenți se apreciază că varianta martor are un raport cu valoare ridicată și o fotosinteză normală în timp ce în variantele experimentale procesul de fotosinteză are valori scăzute, fotosinteza are un rol extrem de important prin substanțele organice pe care le produce, glucidele, în special cele osmotic active contracarează presiunea osmotică creată de săruri contribuind astfel la adaptarea plantelor la stresul de sărătură, raportul clorofilă/ caroteni este normal în cadrul variantei martor și între 3 și 6 ori mai mare în cazul variantelor experimentale, scăderea accentuată a nivelului de caroten determină acest raport crescut care indică prezența stresului la plantele supuse condițiilor experimentale începând de la concentrația cea mai mică și crescând proporțional până la concentrația cea mai mare.

Tabel nr. 4 Conținutul în pigmenți asimilatori al variantelor experimentale

7. Concluzii

După 24h germinația în cazul variantelor experimentale a fost de 100% la proba martor, la o concentrație de 0.5mg/l respectiv la concentrația de 1mg/l. În cazul concentrației de 2.5mg/l apare o ușoară scădere cu un procent de 4%. În urma acestor rezultate se constată faptul că semințele au avut o energie germinativă foarte bună, s-au adaptat mediului, nefiind afectate de concentrația de săruri.

La 37 de zile după germinație se constată faptul că la concentrația de 0.5mg/l rădăcinițele au un procent de creștere de 56% și un procent de 31% în cazul părții aeriene, față de proba martor. Acest lucru indică faptul că planta nu este afectată în aceste condiții. La concentrația de 1mg/l se constată o scădere a sistemului radicular cu un procent de 24% și o creștere a părții aeriene cu un procent de 101% față de proba martor, ceea ce rezultă că planta prezintă reacții adaptative la săruri printr-o absorbție suplimentară de apă. În ceea ce privește măsurătorile la concentrația de 2.5mg/l în ambele cazuri se constată o scădere, sistemul radicular cu un procent de 60% și partea aeriană cu un procent de 12% față de proba martor. Datorită concentrației mari de săruri, dezvoltarea plăntuțelor este afectată.

În ceea ce privesc determinările gravimetrice, există diferențe mari între proba martor și celelalte concentrații. La concentrația de 0.5mg/l se înregistrează o creștere a rădăcinii cu până la 128% și a părții aeriene cu 52% față de proba martor, la concentrația de 1mg/l similar concentrației anterioare, cu un procent de 140% în cazul sistemului radicular respectiv 50% în cazul părții aeriene. În amebele cazuri variantele experimentale prezintă adaptări concentrației de săruri. La o concentrație de 2.5mg/l sistemul radicular prezintă o scădere cu un procent de 91% față de proba martor și cu 83% în cazul părții aeriene. Acest lucru indică faptul că toxicitatea afectează atât sistemul radicular cât și partea aeriană. Prin determinările gravimetrice ale organelor vegetative se constată faptul că partea aeriană are o dezvoltare bună în comparație cu sistemul radicular.

Cel mai înalt nivel de clorofilă se află în proba martor, valorile clorofilei a sunt mai scăzute în prezența sărurilor, clorofila b având o valoare mare în concentrația de 2.5mg/l iar cantitatea de caroten se află în concentrație mare în proba martor unde scade în funcție de de concentrații. Această scădere a carotenilor reprezintă un răspuns la toxicitatea produsă de săruri. Fotosinteza are un rol important contribuind la adaptarea plantelor prin substanțele care le produce.

Bibliografie:

Dobrotă, C.,: Fiziologia plantelor, vol.I, Ed. Risoprint, Cluj-Napoca, 2010

Fitter, A., hay, R.K.,Environmental Physiology of Plants, Acad. Press, pp.367, 2002

Nobel Park, S., .Physicochemical and Environmental Plant Physiology, Elsevier, Acad-Press, USA, pp.567, 2005

Ridge, I., Plants, Oxford Univ. PRessInc., New Zork, pp.345, 2002

Studiu comparativ al manifestărilor fiziologice și moleculare ale halotoleranței la diferite varietăți intraspecifice de Lactuca sativa L., Teză de doctorat, Bartha Csaba, Cluj-Napoca, 2012

Sairam, R.K., Tyagi, A.,Chinnusamy, V., Salinity Tolerance: Cellular Mechanisms and Gene Regulation in Plant-Environment Interactions, CRC Press, 121-175, 2006

Boldor, O., Trifu, M., Raianu, O.: “Fiziologia plantelor”, Ed. Did. Și Ped., București, 1981

Wang, H. Yamaguchi, A., Growth and Function of Roots under Abiotic Stress in Soils, in Plant-Environment Interactions, CRC Press, 2006

Lichtenthaler, H.K., Chlorophylls and Carotenoids: Measurement and Characterization bz UV-VIS Spectroscopy, 1987

Porgali ZB, The effect of NaCl type salt stress on the some metabolic events in salt sensitive and salt tolerant tomato plants, M.S. thesis, Inonu Univ., Malatya, Turkey, 2001

Sepehr MF, Ghorbanli M., Physiological responses of Zea mays seedlings to interactions between cadmium and salinity. J. Integr. Plant Biol., 2006, 807-813

Ashraf, M., Arfan M., Ahmad, A., Salt tolerance in okra: ion relations and gas exchange characteristics. J. Plant Nutr., 2003, 63-79

Pinheiro HA, Silva JV, Endres L, Ferreira VM, Camara CA, Cabral FF, Oliveira JF, de Carvalho LWT, dos Santos JM, dos Santos Filho BG, Leaf gas exchange, chloroplastic pigmets and dry matter accumulation in castor bean Ricinus communis seedlings subjected to salt stress conditions. Ind. Crop Prod., 2008, 385-392

Abd EL Samad HD, Counteraction of NaCl with CaCl2 or KCl on pigment, saccharide and mineral contents in wheat. Biol. Plant., 1993a, 555-560

Abd EL Samad HD, Counteraction of NaCl with NaH2PO4 and NaNO3 on pigment, saccharide and protein contents in broad bean. Biol. Plant., 1993b, 561-566

Essa, TA, Dawood, HA, Effect of salt stress on the performance of six soybean genotypes. Pak. J. Biol. Sci., 2001, 175-177

Ashraf M, O’Leary JW, Changes in soluble proteins in spring wheat stressed with sodium chloride. Biol. Plant, 1999, 113-117

Zeynep, B.D., Koksal, D., Hakan, B., Ismail, G., Effects of salt stress on pigment and total soluble protein contents of three different tomato cultivars, African Journal of Agricultural Research Vol. 5(15), 2010, 2056-2064

Amira MS, Abdul Q, Effect of salt stress on plant growth and metabolism of bean plant Vicia faba (L.), 2010

Flexas, J., Bota, J., Loreto, F. et all.: Diffusive and metabolic limitations to photosynthesis under drought and salinity in C3 plants, Plant Biol. 6: 169-279, 2004

Hernandez, J.A., Olmos, E., Corpas, F.J. et al.: Salt-induced oxidative stress in chloroplasts of pea plants, Plant Sci. 105: 151-167, 1995

Romero, L., Belakbir, A., Ragala, L., Ruiz, J.M.: Response of plant yield and leaf pigmets to saline conditions: effectiveness of different rootstocks in melon plants (Cucumis melo L.). Soil Sci. Plant Nutr. 43: 855-862, 1997

Winicov, I., Seemann, J.R.: Expression of genes for photosynthesis and the relationship to salt tolerance of alfalfa (Medicago sativa) cells, Plant Cell Physiol. 31: 1155-1161, 1990

Juan, M., Rivero, R.M., Romero, L., Ruiz, J.M.: Evaluation of some nutritional and biochemical indicators in selecting saltresistant tomato cultivars. – Environ. Exp. Bot. 54: 193-201, 2005

Gomathi, R., Rakkiyapan, P.: Comparative lipid peroxidation, leaf membrane thermostability, and antioxidant system in four sugarcane genotypes differing in salt tolerance. – Int. J. Plant Physiol. Biochem. 3: 67-74, 2011

Ashraf, M., Harris, P.J.C., Photosynthetis under stressful environments: An overview. Photosynthetica 51(2): 163-190, 2013

Ashraf, M., 2004. Some important physiological selection criteria for salt tolerance in plants. Flora, 199: 361-376.

Wang, Y., Nil, N., Changes in chlorophyll, ribulose biphosphate carboxylase–oxygenase, glycine betaine content, photosynthesis and transpiration in Amaranthus tricolor leaves during salt stress, J. Hortic. Sci. Biotechnol., 2000, 623–627

Alamgir, A.N.M., Ali, M.Y., Effect of salinity on leaf pigments, sugar and protein concentrations and chloroplast ATPAase activity of rice (Oryza sativa L.) Bangladesh J. Bot., 1999, 145–149

Lu, C.M., Vonshak, A., Characterization of PS II photochemistry in salt-adapted cells of cyanobacterium Spirulina platensis , New Phytol., 1999, 231–239

Parida, A., Das, A.B., Das, P., NaCl stress causes changes in photosynthetic pigments, proteins and other metabolic components in the leaves of a true mangrove, Bruguiera parviflora, in hydroponic cultures, J. Plant Biol., 2002, 28–36

Parida, A.K., Das, A.B., Salt tolerance and salinity effects of plants: a review, J. Plant Biol., 2004

Allakhverdiev, S.I., Sakamoto,A., Nishiyama, Y., Inaba, M., Murata, N., Ionic and osmotic effects of NaCl-induced inactivation of photosystems I and II in Synechococcussp, Plant Physiol., 2000, 1047–1056

Stepien P., G. Klobus. Water relations and photosynthesis in Cucumis sativus L. leaves under salt stress, Biologia Plantarum. 2006; 50 (40):610-616.

Meloni D.A., Oliva A.A., Martinez Z.A., Cambraia J. Photosynthesis and activity of superoxide dismutase,peroxidase and glutathione reductase in cotton under salt stress, Environ. Exp.Bot., 2003, 69-76.

Amuthavalli, P., Sivasankaramoorthy, S., Effect of salt stress on the growth and photosynthetic pigments of pigeon pea (Cajanus cajan), Journal of Applied Pharmaceutical Science, 2012, 131-133

http://www.bio.unibuc.ro/pdf/licență_2014/biologie/Botanică_Fiziologia_frunzei.pdf

http://plantphys.info/plants_human/soil.shtml

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1658077X10000032

http://www.plantstress.com/articles/up_general_files/Photosynthesis%20under%20stress%202013.pdf